Summary

一种在小鼠胚胎心脏中进行基因递送的高效转基因方法

Published: May 24, 2024
doi:

Summary

该协议为发育中的小鼠心脏中基于电穿孔的心肌细胞转基因提供了详细的方法框架。此处提供的视频资源将有助于学习这种通用技术。

Abstract

哺乳动物心脏是一个复杂的器官,在发育过程中 通过 高度多样化的祖细胞群形成。这些祖先的起源、招募时间和命运对于该器官的正常发育至关重要。控制心脏形态发生的分子机制对于理解先天性心脏病和胚胎心脏再生的发病机制至关重要。研究这些机制的经典方法采用转基因小鼠的产生来评估心脏发育过程中特定基因的功能。然而,小鼠转基因是一个复杂、耗时的过程,通常无法评估特定基因在心脏发育过程中的作用。为了解决这个问题,我们开发了一种小鼠胚胎心脏高效电穿孔和培养的方案,使瞬时转基因能够快速评估参与心脏发育的基因功能获得或丧失的影响。使用这种方法,我们成功地在胚胎心脏中过表达 Meis1,并优先进行心外膜细胞转染,证明了该技术的能力。

Introduction

心脏是胚胎发育过程中形成的第一个器官。这个过程涉及来自胚胎不同区域的各种祖细胞群的时空协调。所有这一切都是在发育中的心脏继续跳动和功能的同时发生的,强调了其形成所需的非凡协调性 1,2,3。鉴于心脏的关键作用,细胞和分子水平的严格调节对于心脏的正常形成至关重要 4,5。确定控制心脏发育的机制一直非常有趣,因为它们对于解开先天性心脏病至关重要,先天性心脏病影响着全世界的大量患者6。此外,理解心脏发育对于破译心脏再生至关重要,因为出生后哺乳动物的心脏保留了在成年后丢失或受阻的再生能力 7,8。因此,剖析心脏发育的分子调节因子对于推进先天性心脏病和心脏再生的研究工作至关重要。

为了实现这一目标,人们越来越关注研究心外膜在心脏发育和再生中的作用9。心外膜是一层薄薄的间皮组织,构成哺乳动物心脏的最外层(图 1)。最近的研究表明心外膜在心脏损伤期间的重要性,表明该组织能够向受影响区域的心肌细胞发送增殖信号以减轻损伤10,11。尽管心外膜很重要,但进行进一步的分子研究一直受到其巨大异质性的挑战。单细胞 RNAseq 实验揭示了心外膜的异质性,包含具有不同转录组特征的多个细胞亚群1213141516。因此,筛选心脏发育潜在调节因子的策略应适应心外膜祖细胞的多样性。

从这个意义上说,小鼠模型对基因改造的适应性促进了对心脏发育至关重要的许多基因的鉴定,从而可以产生具有特定基因功能获得 (GOF) 或功能丧失 (LOF) 的突变系。然而,这些方法意味着大量的时间和实验资源的投入;因此,在评估大量候选基因的作用时,它们是不切实际的。此外,发育基因通常在不同的组织中发挥多效性功能,或者是早期胚胎发育所必需的,从而阻碍了对它们在特定过程中对发育的贡献的解释。虽然可以在特定结构或发育时间点靶向基因功能,但这通常需要使用更复杂的遗传结构,这可能难以生成或通常不可用。

为了克服这些限制,我们提出了一种对小鼠胚胎心脏进行电穿孔以进行瞬时转基因的方法(图 2)。与离体培养和荧光激活细胞分选 (FACS) 配合使用,该策略通过 Meis1 的瞬时 GOF 展示其能力,Meis1 是一种与心脏发育和再生有关的特征明确的基因 17,18,19。在本文中,还探讨了该方法的其他潜在应用,并讨论了其优点和局限性,以及与瞬时调节基因表达的现有方案的比较。我们相信所提出的框架和视觉示例将增强对发育和疾病过程中心外膜生物学的理解。

Figure 1
图 1:小鼠胚胎心脏层。 E13-14 小鼠胚胎心脏的冠状图示意图。心脏的三个主要细胞层以黄色(心内膜)、红色(心肌)和蓝色(心外膜)表示。心包用棕色线表示。心脏的四个腔室缩写为 LV, 左心室; RV, 右心室; LA, 左心房; RA, 右心房。 请单击此处查看此图的较大版本。

Figure 2
图 2:心脏电穿孔方案的示意图概述。请单击此处查看此图的较大版本。

Protocol

所有动物程序均已获得 CNIC 动物实验伦理委员会的批准,并符合现行法规,包括欧盟指令 2010/63EU 和建议 2007/526/EC,由西班牙法律根据 Real Decreto 53/2013 执行。对于该方案,使用了 15-21 周龄的雌性野生型 CD-1 小鼠。有关所用动物、试剂和设备的详细信息,请参阅 材料表。 1. 质粒和工具制备 首先,通过在冰中加入终浓度为 1 μg/μL 的所需质粒 DNA…

Representative Results

为了证明该技术在对相关心脏发育调节因子进行功能获得 (GOF) 实验中的有效性,对过表达 Meis1 转录因子的构建体进行了电穿孔。为此,从 E9.5 胚胎中提取 RNA,并进行逆转录以获得互补 DNA (cDNA)。使用 cDNA 作为模板,将 Meis1 编码序列(补充表 1)克隆到 pCAG 表达质粒(以下简称 pCAG::Meis1)中,同时使用组成型 GFP 表达质粒 (pCAG::GFP) 作为对照。然后仅使用 pCAG…

Discussion

总体而言,此处描述的方法为在发育中的心外膜中表达转基因构建体提供了一个强大的框架(图 4B),如 Meis1 过表达所示(图 4C)。通过适当的构建体,该方案可用于瞬时评估特定基因的功能获得 (GOF) 或功能丧失 (LOF) 的影响。LOF可以通过 RNA 干扰转染靶向候选基因的质粒来实施到该技术中 26。基因 GOF 或 LOF 的快速评估特别有?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

这项研究得到了西班牙科学和创新部的 RTI2018-097617-J-I00 和哈恩大学的 Acción 9 资助 O.H.O. 的资助 PGC2018-096486-B-I00 来自西班牙科学和创新部的资助 -096486-B-I00 和欧盟地平线 2020 计划向 MT 提供的 H2020-MSCA-ITN-2016-722427 资助 MT JMG 得到了西班牙科学部和塞韦罗奥乔亚基金会 (PRE2022-101884) 的博士奖学金的支持。CNIC 和 CBMSO 都得到了西班牙科学部的支持,CNIC 得到了 ProCNIC 基金会的支持。

Materials

#55 Forceps Dumont  11295-51
12-well Clear Flat Bottom Multiwell Cell Culture Plate BD Falcon 353043
35 mm vise table  Grandado SKU 8798771617573
40 µm Cell Strainer Fischer Scientific 08-771-1
50 mL tubes BD Falcon 352070
70 µm Cell Strainer Corning CLS431751
Anti-GFP Policlonal Antibody Invitrogen A10262 1:1000 dilution used
Anti-Myosin 4 (MF20) Monoclonal Antibody Invitrogen 14-6503-82 1:500 dilution used
CD1 Wild Type mice Provided by Animalary Unit (CNIC)
Cleaved Caspase-3 (Asp175) Antibody Cell Signalling Technologies 9661 1:400 dilution used
DAPI Cell Signalling Technologies 4083 1:1000 dilution used
Dispase/collagenase Roche 10269638001
Distilled water
DMEM – Dulbecco's Modified Eagle Medium Gibco 10313021
Fetal Bovine Serum Invitrogen 10438-026
Heracell 150i CO2 Incubator Thermo Scientific 51032720
Leica Stereoscopic Microscope S8AP0 Leica 11524102
Liberase Roche 5401119001
Micropipette Puller Model P-97 Sutter Instrument SU-P-97
pCAG expression plasmid Addgene #89689
Penicillin-streptomycin Invitrogen 15070-063
Petri dishes 35 × 10 mm BD Falcon 351008
Petri dishes 60 × 15 mm BD Falcon 353002
Phenol Red Merck P3532
Pipette tips Reused from old laboratory equipment
Rat Serum culture embryo, male rats SPRAGUE DAWLEY RjHan SD Janvier Labs 9979
Recombinant anti-Wilms Tumor Protein 1 (WT1) Antibody Abcam ab89901 1:300 dilution used
Square Wave Electroporator CUY21SC Nepa Gene CUY664-10X15
Sterile PBS Provided and autoclaved by technical unit
Sucrose  Millipore 84100
Tweezer electrodes with variable gap Nepa Gene CUY650P5

Referências

  1. Tyser, R. C., et al. Calcium handling precedes cardiac differentiation to initiate the first heartbeat. eLife. 5, e17113 (2016).
  2. Tyser, R. C. V., et al. Characterization of a common progenitor pool of the epicardium and myocardium. Science. 371 (6533), eabb2986 (2021).
  3. Sendra, M., Domínguez, J., Torres, M., Ocaña, O. Dissecting the complexity of early heart progenitor cells. J Cardiovasc Dev Dis. 9 (1), 5 (2021).
  4. Ivanovitch, K., Temiño, S., Torres, M. Live imaging of heart tube development in mouse reveals alternating phases of cardiac differentiation and morphogenesis. eLife. 6, e30668 (2017).
  5. Ai, D., et al. Canonical Wnt signaling functions in second heart field to promote right ventricular growth. PNAS. 104 (22), 9319-9324 (2007).
  6. Zimmerman, M. S., et al. Global, regional, and national burden of congenital heart disease, 1990-2017: A systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet Chil Adolesc Heal. 4 (3), 185-200 (2020).
  7. Xin, M., Olson, E. N., Bassel-Duby, R. Mending broken hearts: Cardiac development as a basis for adult heart regeneration and repair. Nat Rev Mol Cell Biol. 14 (8), 529-541 (2013).
  8. Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
  9. Cao, J., Poss, K. D. The epicardium as a hub for heart regeneration. Nat Rev Cardiol. 15 (10), 631-647 (2018).
  10. Zhou, B., et al. Adult mouse epicardium modulates myocardial injury by secreting paracrine factors. JCI. 121 (5), 1894-1904 (2011).
  11. Van Wijk, B., Gunst, Q. D., Moorman, A. F. M., Van Den Hoff, M. J. B. Cardiac regeneration from activated epicardium. PLOS One. 7 (9), e44692 (2012).
  12. Hesse, J., et al. Single-cell transcriptomics defines heterogeneity of epicardial cells and fibroblasts within the infarcted murine heart. eLife. 10, e65921 (2021).
  13. Streef, T. J., Smits, A. M. Epicardial contribution to the developing and injured heart: Exploring the Cellular composition of the epicardium. Front Cardiovasc Med. 8, 750243 (2021).
  14. Sanchez-Fernandez, C., et al. Understanding epicardial cell heterogeneity during cardiogenesis and heart regeneration. J Cardiovasc Dev Dis. 10 (9), 376 (2023).
  15. Quijada, P., et al. Coordination of endothelial cell positioning and fate specification by the epicardium. Nat Commun. 12 (1), 4155 (2021).
  16. Mantri, M., et al. Spatiotemporal single-cell RNA sequencing of developing chicken hearts identifies interplay between cellular differentiation and morphogenesis. Nat Commun. 12 (1), 1771 (2021).
  17. Paul, S., Zhang, X., He, J. Q. Homeobox gene Meis1 modulates cardiovascular regeneration. Semin Cell Dev Biol. 100, 52-61 (2020).
  18. Stankunas, K., et al. Pbx/Meis deficiencies demonstrate multigenetic origins of congenital heart disease. Circ Res. 103 (7), 702-709 (2008).
  19. Liu, Y., et al. Transcription factor Meis1 act as a new regulator of ischemic arrhythmias in mice. J Adv Res. 39, 275-289 (2022).
  20. Behringer, R. . Manipulating the mouse embryo: A laboratory manual. , (2014).
  21. Wong, M. D., et al. 4D atlas of the mouse embryo for precise morphological staging. Development. 142 (20), 3583-3591 (2015).
  22. Morris, L., Klanke, C., Lang, S., Lim, F. Y., Crombleholme, T. TdTomato and EGFP identification in histological sections: Insight and alternatives. Biotech Histochem. 85 (6), 379-387 (2010).
  23. Schiaffino, S., Rossi, A. C., Smerdu, V., Leinwand, L. A., Reggiani, C. Developmental myosins: expression patterns and functional significance. Skelet. Muscle. 5 (1), 22 (2015).
  24. Eissa, N., et al. Stability of reference genes for messenger RNA quantification by real-time pcr in mouse dextran sodium sulfate experimental colitis. PLOS One. 11 (5), e0156289 (2016).
  25. Livak, K. J., Schmittgen, T. D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2−ΔΔCT method. Methods. 25 (4), 402-408 (2001).
  26. Lai, S. R., Andrews, L. G., Tollefsbol, T. O. RNA interference using a plasmid construct expressing short-hairpin RNA. Methods Mol Biol. 405, 31-37 (2007).
  27. Carmona, R., Barrena, S., López Gambero, A. J., Rojas, A., Muñoz-Chápuli, R. Epicardial cell lineages and the origin of the coronary endothelium. FASEB J. 34 (4), 5223-5239 (2020).
  28. Gittenberger-de Groot, A. C., Vrancken Peeters, M. P. F. M., Mentink, M. M. T., Gourdie, R. G., Poelmann, R. E. Epicardium-derived cells contribute a novel population to the myocardial wall and the atrioventricular cushions. Circ Res. 82 (10), 1043-1052 (1998).
  29. Chong, Z. X., Yeap, S. K., Ho, W. Y. Transfection types, methods and strategies: A technical review. Peer J. 9, e11165 (2021).
  30. Kałużna, E., Nadel, A., Zimna, A., Rozwadowska, N., Kolanowski, T. Modeling the human heart ex vivo-Current possibilities and strive for future applications. JTERM. 16 (10), 853-874 (2022).
  31. Aguilera-Castrejon, A., et al. Ex utero mouse embryogenesis from pre-gastrulation to late organogenesis. Nature. 593 (7857), 119-124 (2021).
  32. Dyer, L. A., Patterson, C. A novel ex vivo culture method for the embryonic mouse heart. J Vis Exp. 75, e50359 (2013).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Citar este artigo
Mañes-García, J., Beccari, L., Torres, M., Ocaña, O. H. An Efficient Transgenesis Approach for Gene Delivery in the Mouse Embryonic Heart. J. Vis. Exp. (207), e66754, doi:10.3791/66754 (2024).

View Video