JoVE Journal > Chemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Química

Single-Molecule Surface-Enhanced Raman Scattering Measurements mogelijk gemaakt door Plasmonic DNA Origami Nanoantennas

Published: July 21, 2023
doi:
10.3791/65310
, , , ,
1Institute of Chemistry,University of Potsdam

Summary

Dit protocol demonstreert single-molecule surface-enhanced Raman scattering (SERS) metingen met behulp van een DNA origami nanoantenna (DONA) in combinatie met colocalized atomic force microscopy (AFM) en Raman metingen.

Abstract

Surface-enhanced Raman scattering (SERS) heeft de mogelijkheid om afzonderlijke moleculen te detecteren waarvoor een hoge veldverbetering vereist is. Single-molecule (SM) SERS is in staat om molecuulspecifieke spectroscopische informatie over individuele moleculen te leveren en levert daarom meer gedetailleerde chemische informatie op dan andere SM-detectietechnieken. Tegelijkertijd is er het potentieel om informatie uit SM-metingen te ontrafelen die verborgen blijven in Raman-metingen van bulkmateriaal. Dit protocol schetst de SM SERS metingen met behulp van een DNA origami nanoantenna (DONA) in combinatie met atomic force microscopy (AFM) en Raman spectroscopie. Een DNA-origamivorkstructuur en twee gouden nanodeeltjes worden gecombineerd om de DONA’s te vormen, met een opening van 1,2-2,0 nm ertussen. Dit maakt een tot 1011-voudige SERS-signaalverbetering mogelijk, waardoor metingen van afzonderlijke moleculen mogelijk zijn. Het protocol toont verder de plaatsing van een enkel analytmolecuul in een SERS-hotspot, het proces van AFM-beeldvorming en de daaropvolgende overlaying van Raman-beeldvorming om een analyt in een enkele DONA te meten.

Introduction

DNA-origami is een nanotechnologietechniek waarbij DNA-strengen in specifieke vormen en patronen worden gevouwen. Het vermogen om structuren te creëren met nauwkeurige controle op nanoschaal is een van de belangrijkste voordelen van DNA-origami1. Het vermogen om materie op zo’n kleine schaal te manipuleren heeft het potentieel om een revolutie teweeg te brengen in een breed scala van gebieden, waaronder geneeskunde, elektronica en materiaalkunde2. Dna-origamistructuren zijn bijvoorbeeld gebruikt om geneesmiddelen rechtstreeks aan kankercellen af te leveren 3,4, nanoschaalsensoren te maken voor het detecteren van ziekten5,6 en ingewikkelde patronen te creëren op de oppervlakken van materialen 6,7. Bovendien heeft het vermogen om DNA-origami te gebruiken om complexe structuren op nanoschaal te creëren nieuwe mogelijkheden gecreëerd voor het bestuderen van fundamentele biologische processen op nanoschaal8.

Surface enhanced Raman scattering (SERS) is een robuuste analysetechniek die moleculen bij extreem lage concentraties detecteert en identificeert9. Het is gebaseerd op het Raman-effect, dat een verandering is in de golflengte van verstrooid licht10. SERS vereist een plasmonisch metaalsubstraat om het Raman-signaal van moleculen die erop zijn geadsorbeerd te verbeteren. Deze verbetering kan tot 1011 keer groter zijn dan het signaal dat wordt verkregen van hetzelfde molecuul gemeten door conventionele Raman-spectroscopie, waardoor SERS een zeer gevoelige methode is voor het analyseren van sporenhoeveelheden van stoffen11.

De Raman-signaalverbetering van nanodeeltjes is meestal te wijten aan elektromagnetische versterking op basis van de excitatie van gelokaliseerde oppervlakteplasmonresonantie (LSPR)12. Bij dit fenomeen oscilleren elektronen in het metalen nanodeeltje collectief rond het oppervlak van het metalen nanodeeltje tijdens lichtinval. Dit resulteert in de creatie van een staande golf van elektronen die bekend staat als een oppervlakteplasmon, die kan resoneren met het invallende licht. De LSPR verbetert het elektrische veld in de buurt van het oppervlak van het deeltje aanzienlijk en de optische absorptie van het deeltje is maximaal bij de plasmon-resonantiefrequentie. De energie van de oppervlakteplasmon hangt af van de vorm en grootte van het metalen nanodeeltje, evenals de eigenschappen van het omringende medium13. Een hogere verbetering kan verder worden bereikt door plasmonische koppelingen, zoals wanneer twee nanodeeltjes dicht bij elkaar staan op een afstand van ongeveer 2,5 keer de diameterlengte of minder14. De nabijheid zorgt ervoor dat de LSPR van beide nanodeeltjes met elkaar interageert, waardoor het elektrische veld in de opening tussen de deeltjes met verschillende ordes van grootte wordt versterkt, veel groter dan de versterking van een enkel nanodeeltje15,16,17. De grootte van de versterking is omgekeerd evenredig met de afstand tussen de nanodeeltjes; naarmate de afstand afneemt, verschijnt er een kritiek punt waar de verbetering voldoende is om afzonderlijke moleculen (SM’s) te detecteren18.

DNA-origami vertegenwoordigt een sleuteltechnologie die plasmonische nanodeeltjes efficiënt kan rangschikken om de plasmonische koppeling te benutten en te optimaliseren19. Tegelijkertijd kunnen interessante moleculen precies op de plaats worden geplaatst waar optische detectie het meest efficiënt is. Dit is aangetoond met DNA origami-gebaseerde plasmonische nanoantenna’s voor fluorescentiedetectie20. In tegenstelling tot de detectie van fluorescerende labels, biedt SERS de mogelijkheid om een directe chemische vingerafdruk van een molecuul te detecteren, waardoor het single-molecule SERS zeer aantrekkelijk is voor het detecteren en monitoren van chemische reacties en mechanistische studies. DNA-origami kan ook worden gebruikt als een masker om plasmonische nanostructuren te fabriceren met goed gedefinieerde vormen21, hoewel de mogelijkheid om doelmoleculen precies in de hotspot te positioneren dan verloren gaat.

Met behulp van gecolokaliseerde atoomkrachtmicroscopie (AFM) en Raman-metingen kunnen we de Raman-spectra verkrijgen van een enkele DNA-origami-nanoantenna (DONA) en mogelijk een enkel molecuul als ze op de positie van de hoogste signaalverbetering worden geplaatst. De DONA bestaat uit een DNA-origamivork en twee nauwkeurig gepositioneerde nanodeeltjes, volledig bedekt met DNA dat complementair is aan verlengde stapelstrengen die aan de DNA-origami zijn bevestigd. Bij DNA-hybridisatie worden de nanodeeltjes gebonden aan de DNA-origamivork met een opening van 1,2-2,0 nm tussen de nanodeeltjesoppervlakken22. Een dergelijke assemblage creëert een hotspot tussen de nanodeeltjes met een signaalverbetering van maximaal 1011-voudig, zoals berekend op basis van eindige verschiltijddomein (FDTD) simulaties22, waardoor SM SERS-metingen mogelijk zijn. Het volume van de hoogste versterking is echter klein (in het bereik van 1-10 nm3 ) en daarom moeten de doelmoleculen precies in deze hotspot worden geplaatst. De DNA-origamivork maakt de positionering van een enkel molecuul tussen de twee nanodeeltjes mogelijk met behulp van een DNA-vorkbrug en geschikte koppelingschemie. Niettemin is het observeren van dergelijke SM’s in Raman-spectra zeer uitdagend22. Als alternatief kunnen de nanodeeltjes volledig worden gecoat met het doelmolecuul, zoals een TAMRA-kleurstof, om enkele DONA-metingen met een hogere SERS-intensiteit21 mogelijk te maken. In dit geval wordt de TAMRA covalent bevestigd aan de DNA-coatingstreng (figuur 1).

Protocol

1. DNA origami vork assemblage Zelf de DNA-origamistructuur in één pot assembleren. Voeg eerst 2,5 nM circulaire steigerstreng M13mp18 (7.249 nucleotiden, zie materiaaltabel) en 100 nM 201 korte oligonucleotiden (tabel 1) toe in 1x TAE (tris[hydroxymethyl]aminomethaan [tris], azijnzuur, ethyleendiamine azijnzuur [EDTA]) aangevuld met 15 mM MgCl2 buffer. Stel vervolgens het totale volume in op 100 μL met ultrapuur water. Gloei de oplossing vervolgens door een temperatuurgradiënt in een thermocycler, eerst door snel te verwarmen tot 80 °C, vervolgens door af te koelen van 80 °C tot 20 °C bij 1 °C/12 min, vervolgens van 20 °C tot 16 °C bij 1 °C/6 min, gevolgd door een snelle afkoeling van 16 °C tot 8 °C. Gebruik 100 kDa moleculaire gewichtsafsnijding (MWCO) amiconfilters (zie materiaaltabel) om het mengsel te zuiveren van overtollige nietjes.Voeg 100 μL van de DNA-origami-oplossing toe aan de Amicon-filters, evenals 400 μL ultrapuur water, en centrifugeer vervolgens op 6.000 x g gedurende 8 minuten bij kamertemperatuur (RT). Gooi het filtraat weg door het filter te verwijderen en de buis om te draaien om de uitspoeling in de gootsteen te verwijderen, voeg vervolgens 400 μL ultrapuur water toe aan het filter en centrifugeer opnieuw. Herhaal deze stap nog een keer. Om de gezuiverde nanostructuuroplossing te verzamelen, draait u het filter ondersteboven in een nieuwe buis en centrifugeert u (1.000 x g, 2 min, RT) volgens de instructies van de fabrikant (zie materiaaltabel). Deze oplossing kan tot 2 weken in de koelkast bij 8 °C worden bewaard.OPMERKING: Gebruik 1x TAE-buffer of 1x TAE aangevuld met 15 mM MgCl2-buffer in plaats van ultrapuur water voor de amiconfilterzuiveringsstap, omdat water de stabiliteit vermindert en de concentratie van de verkregen DNA-origamivorken verlaagt. Voor een meting van een enkel kleurstofmolecuul wordt het DNA-nietjesstrengmengsel vervangen door een gemodificeerd strengmengsel met een TAMRA-kleurstof aan het 5′-uiteinde. Deze gemodificeerde streng bevindt zich in het midden van de nanovorkbrug (tabel 2). 2. Goud nanodeeltjes (AuNP) coating OPMERKING: Een aangepaste versie van het Liu et al.23-protocol werd gebruikt om de AuNP’s te coaten en het coatingproces omvatte het bevriezen van de AuNP-DNA-oplossing. Centrifugeer (3.500 x g, 5 min, RT) 400 μL AuNP-oplossing met een diameter van 60 nm (in de handel verkregen; zie materiaaltabel) en verwijder met behulp van een pipet het supernatant. Los de pellet vervolgens op in 25 μL ultrapuur water. De uiteindelijke concentratie van de AuNPs is ~0,3 nM. Voeg 1 μL 100 mM tris-(2-carboxyethyl)fosfine (TCEP)-oplossing toe aan 4 μL thiol-gemodificeerd DNA (100 μM zoals geleverd door de fabrikant; zie Materiaaltabel) en incubeer gedurende 10 minuten bij RT. Voeg na incubatie het mengsel van 5 μl toe aan de geconcentreerde AuNP-oplossing (stap 2.1), vortex gedurende 5 s, en vries gedurende ten minste 2 uur in bij -20 °C. Na het ontdooien bij RT, centrifugeer (3.500 x g, 5 min, RT) het mengsel om het overmatig toegevoegde coating-DNA te verwijderen. Verwijder met behulp van een pipet het supernatant en los de pellet op in 10 μL water.OPMERKING: Er zijn twee coatingstrengen voor elk van de AuNP’s op de nanovork (tabel 2). De stappen zijn hetzelfde, behalve voor de sequentie van de DNA-coatingstreng. Zodra de deeltjes zijn gecoat, zijn ze zeer stabiel; Ze kunnen maandenlang in de koelkast blijven staan en kunnen zelfs worden ingevroren. Voor volledig gecoate kleurstof AuNP’s hebben de coating-DNA-strengen een interne TAMRA-kleurstof. 3. DONA-assemblage Voeg de gecoate AuNP-oplossing toe aan de nanovorkoplossing, met een concentratie-molaire verhouding van 1,5:1. Voeg MgCl 2 toe aan een eindconcentratie van 4 mM met behulp van een 50 mM MgCl2-stamoplossing. Stel het uiteindelijke volume in op 20 μL met ultrapuur water. Hybridiseer de DONA’s met behulp van een temperatuurgradiënt in een thermocycler. Eerst snel opwarmen tot 40 °C, dan afkoelen van 40 °C tot 20 °C bij 1 °C/10 min, en dan snel afkoelen van 20 °C tot 8 °C. 4. Gel elektroforese OPMERKING: De ongebonden nanodeeltjes in de DONA-oplossing worden verwijderd door agarose-gelelektroforese. Bereid 1% agarose gel. Los hiervoor 0,8 g agarose op in 80 ml 1x TAE aangevuld met 5 mM MgCl2. Voeg 2,25 μL laadbuffer (30% glycerol, 13 mM MgCl 2; zie Materiaaltabel) toe aan 18 μL DONA-oplossing om een eindconcentratie van 5 mM MgCl 2 te bereiken van 4 mM in stap 3.2. De laadbuffer zorgt er ook voor dat het monster in de zak van de gel blijft. Laat de gel 60 min op 70 V in een ijswaterbad lopen. De loopbuffer is 1x TAE aangevuld met 5 mM MgCl2. Knip de band van belang uit en plaats deze op een met paraffine plastic folie omwikkelde microscopiedia en knijp de oplossing vervolgens uit met behulp van een tweede met paraffine plastic folie omwikkelde microscopiedia. Verzamel de geperste vloeistof met behulp van een pipet in een buis van 500 μL. 5. Colocalisatie van AFM- en Raman-metingen Plasma behandelt een siliciumchip (zie materiaaltabel) gedurende 10 minuten en incubeer vervolgens 10 μl van de gezuiverde DONA-oplossing plus 10 μl van 100 mM MgCl2 op de chip gedurende 3 uur. Was de chip vervolgens twee keer met een 1:1 mengsel (per volume) van ethanol en water en föhn met perslucht. Plak de chip vervolgens op een magnetische schijf en plaats deze in het instrument voor beeldvorming.OPMERKING: Voordat met de metingen wordt begonnen, wordt de positie van de Raman-excitatielaser aangepast om bovenop de AFM-sondepunt te liggen. In het huidige werk wordt een HORIBA LabRAM HR Evolution Raman microscoop gekoppeld aan een HORIBA Omegascope AFM gebruikt. Het instrument wordt aangestuurd met behulp van de software LabSpec en AIST. Gebruik voor de AFM-meting de tapmodus (AC-modus) met ACCESS-NC-A (resonantiefrequentie: 300 kHz; veerconstante: 45 N/m) tips24. De AC-modus regelt automatisch alle parameters, behalve de scansnelheid, die is ingesteld op 1 Hz.OPMERKING: Na AFM-beeldvorming wordt de AFM-tip ingetrokken zodat deze niet in het pad van de Raman-laser komt. Dit wordt gedaan met behulp van een macrofunctie, “Probe away”, geprogrammeerd in het systeem. Op deze manier bevindt de laser zich voor elk gekozen punt in de AFM-afbeelding in dezelfde positie zonder offset ten opzichte van AFM. Kies de gewenste lasergolflengte, vermogen en accumulatietijd voor de Raman-metingen, omdat al deze parameters afhankelijk zijn van het gemeten monster.Gebruik de genoemde parameters voor een volledig gecoate TAMRA AuNP-meting: 633 nm laser, 100 μW vermogen en 1 s integratietijd. Gebruik de genoemde parameters voor een enkele TAMRA-meting: 633 nm laser, 400 μW vermogen en 4 s integratietijd. Na het aanpassen van de parameters plaatst u de cursor bovenop de gewenste DONA in de AFM-afbeelding; De functie “Cursor verplaatsen” in de software doet dit. Start vervolgens de Raman-meting.OPMERKING: Er zijn verschillende modi voor het verkrijgen van de spectra: single point measurement-one-dimension time mapping-waarbij een enkel punt wordt gemeten in de loop van de tijd25; en tweedimensionale XY-gebiedskartering, waarbij een gemotoriseerde trap onder de laser wordt verplaatst om spectra te verkrijgen van een reeks punten in een XY-raster26.

Representative Results

Volgens het protocol moet men ervoor zorgen dat de DNA-origamivork correct is geassembleerd; de voorkeursmethode voor het onderzoeken van de structuur van de vorken is AFM-beeldvorming. Van de meeste vorken wordt verwacht dat ze solide zijn, zonder gebroken armen. Aan de andere kant is de brug tussen de armen moeilijk in beeld te brengen vanwege de kleine diameter en hoge flexibiliteit; het vereist ook een zeer scherpe AFM-tip (figuur 2). De kleurverandering van de oplossing bij elke stap van het AuNP-coatingproces geeft aan dat alles correct werkt. De kleur begint dieprood met alleen de AuNPs, maar zodra het DNA wordt toegevoegd, verandert het in donkerpaarsrood. Bevriezing verandert de kleur in paars en geeft deze na het ontdooien weer terug in dieprood (figuur 3A). Figuur 3B toont de absorptiespectra van kale AuNP’s en DNA-gecoate AuNP’s. Daarna, in de DONA-assemblagestappen, blijft de kleur gedurende het hele proces dieprood. Tijdens de agarosegelzuivering verschijnt er een dimeerband boven de vrije AuNP-band, de snelst lopende band in het monster. Deze dimeerband komt overeen met de DONA’s en wordt vervolgens uitgesneden en geperst om het monster te extraheren (figuur 4). Ten slotte wordt voor colocalisatiemetingen AFM-beeldvorming van het monster uitgevoerd op zoek naar DONA’s (figuur 5). Daarna worden Raman-spectra van afzonderlijke DONA’s verzameld en vergeleken om ervoor te zorgen dat de verkregen spectra afkomstig zijn van TAMRA-moleculen (figuur 6). Figuur 1: Schematische weergave van de DNA origami vork en de volledig geassembleerde DONA. (A) Afmetingen van de DNA origami vork met een brug van 90 nucleotiden lang. (B) Schematisch zijaanzicht van een geassembleerde DONA, met twee AuNP’s en de DNA-origamivork ertussen. (C) Schematisch bovenaanzicht van de geassembleerde DONA met de plaatsingspositie van de SM in het midden van de brug. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 2: AFM-beeld van de DNA-origamivorken na assemblage. De vorken zijn goed gevormd, waarbij de brug zichtbaar is in sommige vorken. De vorken hebben een hoogte tussen de 1,5-2 nm. Schaalbalk = 500 nm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 3: Kleurontwikkeling en absorptiespectra van AuNP’s . (A) Buizen die de kleur van de AuNP-oplossing in verschillende stappen weergeven. (1) Dieprode kleur van de kale AuNP-oplossing. (2) Donkerpaarsrood na toevoeging van het coating-DNA aan de AuNP’s. (3) Paarse kleur na het invriezen van de coating DNA-AuNP mengsel. (4) De kleur keert terug naar dieprood na het ontdooien van het mengsel. (B) Absorptiespectra van de 60 nm AuNP’s, die de verschuiving in absorptiepiek van kale AuNP’s (buis 1) naar DNA-gecoate AuNP’s (buis 4) laten zien. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 4: Agarose gel van de DONA-oplossing. Beide banen hebben hetzelfde monster en zowel de dimeerband (DONA) als de vrije AuNP-band zijn duidelijk zichtbaar. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 5: AFM-afbeelding van DONA’s. (A) De afbeelding toont meerdere DONA-structuren; dit AFM-beeld wordt gebruikt voor de colocalisatiemetingen. (B) Ingezoomde afbeelding van de omcirkelde DONA en verticale doorsnede van de DONA. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 6: SERS-spectra van DONA’s uitgerust met volledig gecoate TAMRA AuNPs en met een enkel TAMRA-molecuul. De verticale rasterlijnen geven de belangrijkste TAMRA-pieken aan. De belangrijkste TAMRA-pieken zijn zichtbaar in de volledig gecoate TAMRA AuNP. Hoewel de signaal-ruisverhouding voor de SM TAMRA-spectra lager is, zijn de belangrijkste pieken identificeerbaar: 1.360 cm-1: C-C stretching; 1.509 cm-1: C=C stretching; 1.536 cm-1: C=C stretching; 1.654 cm-1: C=O uitrekken. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Tabel 1: Lijst van DNA origami vork nietjes. Klik hier om deze tabel te downloaden. Tabel 2: Lijst van gemodificeerde DNA-strengen. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Discussion

SM SERS is een krachtig hulpmiddel waarmee onderzoekers het gedrag en de interacties van individuele moleculen binnen een monsterkunnen bestuderen 1. Een dergelijke techniek maakt de analyse van systemen op een ongekend niveau van gevoeligheid mogelijk, biedt nieuwe inzichten in het fundamentele gedrag van afzonderlijke moleculen en de verdeling van chemische of fysische eigenschappen over een ensemble van moleculen, en helpt bij het identificeren van relevante tussenproducten in chemische processen. Het plaatsen van een enkel molecuul in de hotspot en er tegelijkertijd voor zorgen dat de hotspot voldoende oppervlakteverbetering heeft, kan echter een behoorlijke uitdaging zijn27. De beschreven DONA’s in dit protocol kunnen precies een enkel molecuul in de hotspot tussen twee gouden nanodeeltjes plaatsen en ervoor zorgen dat een 10 11-voudige oppervlakteverbetering wordt bereikt.

De opening tussen de nanodeeltjes is van cruciaal belang voor de DONA-assemblage om de vereiste oppervlakteverbetering voor SM SERS-studies te bereiken. De DONA’s zijn geoptimaliseerd voor bolvormige nanodeeltjes met afmetingen tussen 60 en 80 nm. Bovendien kan de kwaliteit van de nanodeeltjes een aanzienlijke invloed hebben op de hybridisatie van de nanodeeltjes met de DNA-origamivorken; Wanneer de nanodeeltjes die worden gebruikt in de coatingstap ouder zijn dan 6 maanden, begint de efficiëntie van hybridisatie af te nemen.

Een ander kritisch aspect van het protocol is dat de stappen die een exacte verhouding tussen componenten vereisen, nauwkeurig moeten worden gevolgd, anders worden de DONA’s niet correct gevormd. De DNA-origamivork is extreem gevoelig voor het temperatuurverhogingsprotocol, met veranderingen die de integriteit van de structuur beïnvloeden of voorkomen dat vorken zich vormen.

Amorfe koolstofgeneratie is een belangrijk probleem tijdens SERS-metingen omdat de pieken meestal in hetzelfde bereik liggen als het vingerafdrukgebied voor veel moleculen (1.200-1.700 cm-1). Hoewel de formatie nog niet volledig wordt begrepen, wordt deze meestal geassocieerd met een hoog laservermogen of lange integratietijden28. Uit voorzorg moet het laagste laservermogen en de kortst mogelijke integratietijd worden gebruikt. Dit is echter niet eenvoudig te bereiken omdat er een evenwicht moet worden bereikt tussen het verkrijgen van het gewenste SERS-signaal en het vermijden van het genereren van amorfe koolstof.

De DONA’s zijn zeer veelzijdig als SM-systeem met betrekking tot de verschillende soorten en vormen van nanodeeltjes die kunnen worden gebruikt, zoals zilveren bollen, gouden bloemen of sterren. Bovendien kan het onderzochte molecuul eenvoudig worden vervangen door alleen de DNA-streng in het midden van de brug te veranderen, zonder wijzigingen in de procedure. Overschakelen naar eiwitten zoals cytochroom C zou kunnen worden gedaan door een pyridine-gemodificeerde DNA-vangststreng in de brug te hebben, die het cytochroom C zou binden en ervoor zou zorgen dat het zich in de hotspot bevindt voor SM SERS-metingen22. Dit vertaalt zich ook in het flexibel kiezen van de laser voor bestraling, mogelijk met behulp van een laser die maximale verbetering biedt.

Kortom, deze methode is betrouwbaar voor het assembleren van DONA-structuren en het gebruik ervan voor oppervlakte-verbeterde Raman-spectroscopiemetingen met één molecuul.

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit onderzoek werd ondersteund door de European Research Council (ERC; consolidator Grant No. 772752).

Materials

100 kDa MWCO Amicon filters, 0.5 mL Merck UFC5100BK
10x TAE buffer (0.4 M Tris, 0.2 M acetic acid, 0.01 M EDTA) SIGMA Aldrich T9650
60 nm goldspheres, bare (citrate) NanoComposix AUCN60
ACCESS-NC-A AFM probes SCHAEFER-TEC
Agarose powder SIGMA Aldrich 9012-36-6
AuNP DNA coating strands IDT
AuNP DNA coating strands (TAMRA) SIGMA Aldrich
Glycerol SIGMA Aldrich 56-81-5
Heraeus Fresco 17 centrifuge Thermo Fisher Scientific
HORIBA OmegaScope with a LabRAM HR evolution HORIBA
Magnesium chloride SIGMA Aldrich 7786-30-3
Nanofork DNA bridge strand (TAMRA) Metabion
Nanofork DNA staple strands SIGMA Aldrich
ParafilmM Carl Roth CNP8.1
Primus 25 Thermocycler Peqlab/VWR
Silicon wafer Siegert wafer BW14076
Single-stranded scaffold DNA, type p7249 (M13mp18) Tilibit nanosystems
TCEP solution SIGMA Aldrich 51805-45-9
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Heck, C., Kanehira, Y., Kneipp, J., Bald, I. Placement of single proteins within the SERS hot spots of self-assembled silver nanolenses. Angewandte Chemie. 57 (25), 7444-7447 (2018).
  2. Dey, S., et al. DNA origami. Nature Reviews Methods Primers. 1 (1), 13 (2021).
  3. Tasciotti, E. Smart cancer therapy with DNA origami. Nature Biotechnology. 36 (3), 234-235 (2018).
  4. Ijäs, H., et al. Unraveling the interaction between doxorubicin and DNA origami nanostructures for customizable chemotherapeutic drug release. Nucleic Acids Research. 49 (6), 3048-3062 (2021).
  5. Wang, S., et al. DNA origami-enabled biosensors. Sensors. 20 (23), 6899 (2020).
  6. Kabusure, K. M., et al. Optical characterization of DNA origami-shaped silver nanoparticles created through biotemplated lithography. Nanoscale. 14 (27), 9648-9654 (2022).
  7. Kershner, R. J., et al. Placement and orientation of individual DNA shapes on lithographically patterned surfaces. Nature Nanotechnology. 4 (9), 557-561 (2009).
  8. Dutta, A., et al. Molecular states and spin crossover of hemin studied by DNA origami enabled single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Nanoscale. 14 (44), 16467-16478 (2022).
  9. Langer, J., et al. Present and future of surface-enhanced Raman scattering. ACS Nano. 14 (1), 28-117 (2020).
  10. Jones, R. R., Hooper, D. C., Zhang, L., Wolverson, D., Valev, V. K. Raman techniques: fundamentals and frontiers. Nanoscale Research Letters. 14 (1), 231 (2019).
  11. Blackie, E. J., Le Ru, E. C., Etchegoin, P. G. Single-molecule surface-enhanced Raman spectroscopy of nonresonant molecules. Journal of the American Chemical Society. 131 (40), 14466-14472 (2009).
  12. Sepúlveda, B., Angelomé, P. C., Lechuga, L. M., Liz-Marzán, L. M. LSPR-based nanobiosensors. Nano Today. 4 (3), 244-251 (2009).
  13. Kelly, K. L., Coronado, E., Zhao, L. L., Schatz, G. C. The optical properties of metal nanoparticles: The influence of size, shape, and dielectric environment. The Journal of Physical Chemistry B. 107 (3), 668-677 (2003).
  14. Funston, A. M., Novo, C., Davis, T. J., Mulvaney, P. Plasmon coupling of gold nanorods at short distances and in different geometries. Nano Letters. 9 (4), 1651-1658 (2009).
  15. Niu, R., et al. DNA origami-based nanoprinting for the assembly of plasmonic nanostructures with single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Angewandte Chemie. 60 (21), 11695-11701 (2021).
  16. Fang, W., et al. Quantizing single-molecule surface-enhanced Raman scattering with DNA origami metamolecules. Science Advances. 5 (9), (2019).
  17. Zhan, P., et al. DNA origami directed assembly of gold bowtie nanoantennas for single-molecule surface-enhanced Raman scattering. Angewandte Chemie. 57 (11), 2846-2850 (2018).
  18. Choi, H. K., et al. Single-molecule surface-enhanced Raman scattering as a probe of single-molecule surface reactions: promises and current challenges. Accounts of Chemical Research. 52 (11), 3008-3017 (2019).
  19. Liu, N., Liedl, T. DNA-assembled advanced plasmonic architectures. Chemical Reviews. 118 (6), 3032-3053 (2018).
  20. Acuna, G. P., et al. Fluorescence enhancement at docking sites of DNA-directed self-assembled nanoantennas. Science. 338 (6106), 506-510 (2012).
  21. Shen, B., Kostiainen, M. A., Linko, V. DNA origami nanophotonics and plasmonics at interfaces. Langmuir. 34 (49), 14911-14920 (2018).
  22. Tapio, K., et al. A versatile DNA origami-based plasmonic nanoantenna for label-free single-molecule surface-enhanced Raman spectroscopy. ACS Nano. 15 (4), 7065-7077 (2021).
  23. Liu, B., Liu, J. Freezing-driven DNA adsorption on gold nanoparticles: tolerating extremely low salt concentration but requiring high DNA concentration. Langmuir. 35 (19), 6476-6482 (2019).
  24. Aliano, A., et al. AFM, tapping mode. Encyclopedia of Nanotechnology. , 99 (2012).
  25. Recording Raman spectral images and profiles. Horiba Scientific Available from: https://www.horiba.com/int/scientific/technologies/raman-imaging-and-spcetroscopy/recording-spectral-images-and=profiles/ (2023)
  26. Raman Images Explained. Renishaw Available from: https://www.renishaw.com/en/raman-images-explained-25810 (2023)
  27. Kogikoski, S., Tapio, K., von Zander, R. E., Saalfrank, P., Bald, I. Raman enhancement of nanoparticle dimers self-assembled using DNA origami nanotriangles. Molecules. 26 (6), 1684 (2021).
  28. Heck, C., Kanehira, Y., Kneipp, J., Bald, I. Amorphous carbon generation as a photocatalytic reaction on DNA-assembled gold and silver nanostructures. Molecules. 24 (12), 2324 (2019).

Tags

Single-moleculeSurface-enhanced Raman ScatteringPlasmonic DNA Origami NanoantennaHotspotAtomic Force MicroscopyRaman SpectroscopyChemical ReactionBiomolecule Detection

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Mostafa, A., Kanehira, Y., Dutta, A., Kogikoski Jr., S., Bald, I. Single-Molecule Surface-Enhanced Raman Scattering Measurements Enabled by Plasmonic DNA Origami Nanoantennas. J. Vis. Exp. (197), e65310, doi:10.3791/65310 (2023).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image