두개외 자극 전극의 배치 및 마취된 마우스의 대뇌 혈류 및 두개내 전기장 측정
Summary
우리는 뇌 전기장 측정 및 관련 바이오마커-대뇌 혈류의 관점에서 두개외 자극에 대한 용량-반응 곡선을 평가하기 위한 프로토콜을 설명합니다. 이 프로토콜은 뇌에 침습적인 전극 배치를 포함하기 때문에 전신 마취가 필요하며 통제된 호흡보다는 자발적 호흡이 선호됩니다.
Abstract
다양한 형태의 신경 활성화에 대한 대뇌 혈류(CBF) 반응의 감지는 역동적인 뇌 기능과 뇌에 대한 기질 공급의 변화를 이해하는 데 중요합니다. 이 논문은 경두개 교류 자극(tACS)에 대한 CBF 반응을 측정하기 위한 프로토콜을 설명합니다. 용량-반응 곡선은 tACS(mA)에서 발생하는 CBF 변화와 두개내 전기장(mV/mm) 모두에서 추정됩니다. 우리는 뇌의 양쪽 안에 있는 유리 미세 전극에 의해 측정된 다양한 진폭을 기반으로 두개내 전기장을 추정합니다. 이 논문에서는 CBF를 측정하기 위해 양측 레이저 도플러(LD) 프로브 또는 레이저 스페클 이미징(LSI)을 사용하는 실험 설정에 대해 설명합니다. 결과적으로 이 설정에는 전극 배치 및 안정성을 위한 마취가 필요합니다. CBF 반응과 전류 사이의 상관 관계를 연령의 함수로 제시하여 나이 든 동물(28-32주)에 비해 어린 대조군(12-14주)에서 더 높은 전류(1.5mA 및 2.0mA)에서 훨씬 더 큰 반응을 보여줍니다(p < 0.005 차이). 또한 전기장 강도 <5mV/mm)에서 상당한 CBF 반응을 보여주며, 이는 최종 인간 연구에서 중요한 고려 사항입니다. 이러한 CBF 반응은 또한 깨어 있는 동물에 비해 마취 사용, 호흡 조절(즉, 삽관 대 자발적 호흡), 전신 요인(즉, CO2) 및 혈관 내 국소 전도에 의해 크게 영향을 받으며, 이는 주위 세포 및 내피 세포에 의해 매개됩니다. 마찬가지로, 보다 상세한 이미징/기록 기술은 전체 뇌의 필드 크기를 작은 영역으로만 제한할 수 있습니다. 설치류를 위한 수제 및 상업용 전극 설계, 양측 유리 DC 기록 전극을 사용한 CBF 및 두개내 전기장의 동시 측정 및 이미징 접근 방식을 포함하여 tACS 자극을 적용하기 위한 두개외 전극의 사용에 대해 설명합니다. 우리는 현재 알츠하이머병 및 뇌졸중의 동물 모델에서 CBF를 증강하기 위한 폐쇄 루프 형식을 구현하기 위해 이러한 기술을 적용하고 있습니다.
Introduction
경두개 전기 자극(tES, 사인파 자극, tACS)은 뇌 신경 조절에 대한 일반적이고 외부적이며 비침습적인 접근 방식입니다 1,2. 이전에 우리는 특정 용량에서 tES(특히 tACS)가 기저 뇌 영역의 대뇌 혈류(CBF)를 증가시킬 수 있다는 가설을 세웠다3. 또한, 인가된 외부 전류 또는 두개내 전기장과 결과적인 CBF 반응 사이에 용량-반응 관계가 존재할 수 있다. 그러나, 대부분의 임상적 자극 프로토콜은 치료 프로토콜로서 예정된 시간(즉, 30-45분) 동안 최대한의 편안한 피부 수준의 자극(즉, ~ 2mA)에 초점을 맞추었다 4,5. 설치류의 경우, tES6에 의해 유도된 뇌의 전기장을 조사하기 위해 두개골에 직접 적용되는 침습적 두개외 뇌 전극을 사용할 수 있습니다. 따라서 이 접근법의 목표는 용량-반응 관계의 관점에서 CBF 변화에 대한 관련 주파수에서 tACS의 강도의 효과를 결정하는 것입니다. 이 용량-반응 곡선은 뇌에 부과된 전기장과 관련하여 CBF의 단기 생리학적 바이오마커 직접 측정을 기반으로 합니다3. 우리는 이전에 일반적으로 tACS에 의해 임상적으로 유도된 뇌 내 전기장의 범위를 벗어난 더 큰 진폭에서 유도된 전기장과 피질의 CBF 사이에 거의 선형적인 상관관계가 있음을 보여주었습니다3. 그러나 더 작은 자기장 자극(즉, 1-5mV/mm 강도)이 인간에게 사용하기에 더 적절하고 실현 가능할 수 있습니다. 따라서 더 작은 CBF 변화를 감지하기 위해 기술을 수정했습니다.
이 논문은 깨어 있는 설치류가 견딜 수 있는 CBF(즉, 0.5-2.0mA 전류, 1-5mV/mm 전기장)에 대한 저전계 강도 tES 교류 사인 전류(tACS)의 영향을 분석하기 위한 프로토콜을 설명합니다5. 이 프로토콜은 tACS 중 새로운 레이저 스페클 이미징과 이중 두개내 유리 전극을 사용하여 뇌 내 활성 tACS의 확산(CBF에 의해 모니터링됨)과 두개내 전기장 강도를 모두 측정하며, 이는 다이어그램과 실제 실험 사진으로 모두 표시됩니다(그림 1). 뇌 내에서 tES의 생리학적 영향은 직접적인 신경 조절, 신경 가소성 및 성상세포 활성화를 포함하여 여러 가지가 있습니다 7,8. CBF는 tDCS 9,10으로 측정되었지만, 이러한 측정은 느리고 간접적이며 뇌의 용량-반응 기능을 평가하기에는 불충분했습니다. 따라서 적절한 단기 바이오마커(즉, CBF, 전기장)와 tACS의 신속한 온/오프 시퀀스를 사용하여 용량-반응 함수를 보다 정확하게 추정할 수 있습니다. 또한 초점 레이저 도플러 프로브(LD)와 레이저 스페클 이미징(LSI)을 포함하여 CBF를 측정하기 위해 정의된 관심 영역을 가진 다양한 기술을 적용할 수 있습니다.
그림 1: 경두개 자극 다이어그램 및 사진 예. (A) 경두개 자극 설정의 다이어그램. 다이어그램은 관상 및 시상 봉합사가 있는 쥐의 두개골을 보여줍니다. 경두개 전극은 두개골에 측면 및 대칭으로 배치되며 전극과 두개골 사이에 수술용 접착제와 전도성 페이스트가 장착되어 있습니다. 이 전극은 인체 호환 정전류 자극 장치에 연결되어 자극의 주파수, 진폭 및 지속 시간을 지정할 수 있습니다. 두개내 전기장 평가를 위해 양측 유리 전극(~2MΩ)을 대뇌 피질(즉, 작은 버 구멍을 통해 두개골 내부의 1mm 이내)에 배치하고 미네랄 오일로 밀봉하고 목 근육에 AgCl 접지를 갖습니다(중앙에 더 큰 와이어로 표시됨, 피하 목 조직에 묻혀 있음). 이 유리 전극은 DC 증폭기에 연결되며 출력은 최소 4개의 채널이 있는 디지타이저를 통해 기록됩니다. 양측 레이저 도플러 프로브는 기록을 위해 두개골에 배치됩니다. 또한 전체 두개골은 레이저 스페클 이미징 장치 또는 고유 광학 신호 감지를 위한 고해상도(최소 1,024 x 1,024 픽셀, 12-14비트 픽셀 깊이) 냉각 카메라로 이미징됩니다. 헤모글로빈 이방석성 주파수는 전형적으로 혈류 이미징을 위한 조명을 위해 선택된다(즉, 562nm). (B) 양측 레이저 도플러 프로브(왼쪽), 버 구멍을 통해 배치된 (양측) 두개내 유리 기록 미세 전극 및 tACS 자극 전극을 측면으로 보여주는 실제 실험의 클로즈업 이미지. 약어: tACS = 경두개 교류 자극. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
메커니즘을 평가하는 방법으로서, 우리는 또한 K+-유도 확산 탈분극(K+-induced spreading depolarization)과 같이 CBF를 변화시키는 다른 생리학적 과정과의 상호작용을 조사할 수 있다11. 또한, 일정한 시간에 예정된 세션보다는, 간질 치료(epilepsy treatment)12 (즉, 임상 뉴로페이스 장치)를 위해 제안된 바와 같이, 다양한 질병에 대한 추가적인 바이오마커에 기초한 폐쇄 루프 시스템을 개발하는 것도 가능하다. 예를 들어, 파킨슨병에 대한 폐쇄 루프 뇌 자극은 일반적으로 충분한 도파민(일반적으로 β밴드 LFP)이 없는 상태에서 이 질병에 내재된 내재적이고 비정상적인 국소 전위(LFP)를 기반으로 합니다13.
Protocol
Representative Results
Discussion
이 프로토콜은 tES14에 대한 뇌 반응을 추정하기 위한 바이오마커로서 CBF 반응의 생체 내 마취 측정에 중점을 둡니다. tES 반응의 장기 바이오마커에는 아밀로이드 플라크 형성의 예방 또는 변화(즉, 여러 AD 모델에서 40Hz에서 감마 자극)와 같은 조직학적 치료 효과가 포함되지만16,17,18,19 단기 바이오마커는</su…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 연구는 다음 보조금(DAT에 대한 지원)으로 지원되었습니다: NIA RO1 AG074999, NIA R21AG051103, VA I21RX002223 및 VA I21 BX003023.
Materials
| Alcohol pads | HenryShein | 112-6131 | |
| Baby mineral oil | Johnson & Johnson | ||
| BD 1 mL syringe | Becton Dikinson | REF 305699 | |
| C3 Flat Surface Electrodes | Neuronexus | ||
| C57BI mice | from NIH colonies | ||
| Copper skull electrods | In house preparation | ||
| Digidata 1440, Clampex | Axon Instruments | ||
| Dumont #5 forceps | FST | #5 | |
| Dumont #7 forceps curved | Dumont | RS-5047 | |
| Eye ointment | Major | LubiFresh P.M. NDC-0904-6488-38 | |
| Flaming/Brown micropipette puller | Sutter instrument Co. | Model P-87 | |
| Forceps 11.5 cm slight curve serrated | Roboz | RS-8254 | |
| Intramedic needle 23 G | Becton Dikinson | REF 427565 | |
| KCl 1 M | In house preparation | ||
| Laser Doppler Probes | Moor Instruments | 0.46 mm laser doppler probes | |
| Laser Speckle Imaging Device | RWD | RFLSI-ZW | |
| Micro curette 13 cm | FST | 10080-05 | |
| Micro Dissecting Scissors, 11.5 cm | Roboz | RS-5914 | |
| Mouse anesthesia fixation | Stoelting | ||
| Neuroconn-DS | Neurocare | DC-Stimulator Plus | |
| PhysioSuite Monitoring | Kent Scientific | ||
| Q-tips | Fisherbrand | 22363167 | |
| Saline 0.9% NaCl solution | Baxter | 281322 | |
| Sensicam QE | PCO Instruments | ||
| Software | Axon Instruments Clampex | ||
| Surgical glue | Covetrus | 31477 | |
| Surgical tape | 3M Transpore | T9784 |
Referências
- Bestmann, S., Walsh, V. Transcranial electrical stimulation. Current Biology. 27 (23), R1258-R1262 (2017).
- Bikson, M., et al. Rigor and reproducibility in research with transcranial electrical stimulation: An NIMH-sponsored workshop. Brain Stimulation. 11 (3), 465-480 (2018).
- Turner, D. A., Degan, S., Galeffi, F., Schmidt, S., Peterchev, A. V. Rapid, dose-dependent enhancement of cerebral blood flow by transcranial AC stimulation in mouse. Brain Stimulation. 14 (1), 80-87 (2020).
- Shah, S., Chhatbar, P. Y., Feld, J. A., Feng, W. Integrating tDCS into routine inpatient rehabilitation practice to boost post-stroke recovery. Brain Stimulation. 13 (4), 953-954 (2020).
- Voroslakos, M., et al. Direct effects of transcranial electric stimulation on brain circuits in rats and humans. Nature Communications. 9 (1), 483 (2018).
- Alekseichuk, I., Mantell, K., Shirinpour, S., Opitz, A. Comparative modeling of transcranial magnetic and electric stimulation in mouse, monkey, and human. Neuroimage. 194, 136-148 (2019).
- Tavakoli, A. V., Yun, K. Transcranial alternating current stimulation (tACS) mechanisms and protocols. Frontiers in Cellular Neuroscience. 11, 214 (2017).
- Yavari, F., Jamil, A., Mosayebi Samani, M., Vidor, L. P., Nitsche, M. A. Basic and functional effects of transcranial electrical stimulation (tES)-An introduction. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 85, 81-92 (2018).
- Wachter, D., et al. Transcranial direct current stimulation induces polarity-specific changes of cortical blood perfusion in the rat. Experimental Neurology. 227 (2), 322-327 (2011).
- Han, C. H., et al. Hemodynamic responses in rat brain during transcranial direct current stimulation: A functional near-infrared spectroscopy study. Biomedical Optics Express. 5 (6), 1812-1821 (2014).
- Ayata, C., Lauritzen, M. Spreading depression, spreading depolarizations, and the cerebral vasculature. Physiological Reviews. 95 (3), 953-993 (2015).
- Berenyi, A., Belluscio, M., Mao, D., Buzsaki, G. Closed-loop control of epilepsy by transcranial electrical stimulation. Science. 337 (6095), 735-737 (2012).
- Hoang, K. B., Cassar, I. R., Grill, W. M., Turner, D. A. Biomarkers and stimulation algorithms for adaptive brain stimulation. Frontiers in Neuroscience. 11, 564 (2017).
- Turner, D., A, D. S., Hoffmann, U., Galleffi, F., Colton, C. A. CVN-AD Alzheimer’s mice show premature reduction in neurovascular coupling in response to spreading depression and anoxia compared to aged controls. Alzheimer’s and Dementia. 17 (7), 1109-1120 (2021).
- Colton, C. A., et al. mNos2 deletion and human NOS2 replacement in Alzheimer disease models. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 73 (8), 752-769 (2014).
- Castano-Prat, P., et al. Altered slow (<1 Hz) and fast (beta and gamma) neocortical oscillations in the 3xTg-AD mouse model of Alzheimer’s disease under anesthesia. Neurobiology of Aging. 79, 142-151 (2019).
- Etter, G., et al. Optogenetic gamma stimulation rescues memory impairments in an Alzheimer’s disease mouse model. Nature Communications. 10 (1), 5322 (2019).
- Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
- Martorell, A. J., et al. Multi-sensory gamma stimulation ameliorates Alzheimer’s-associated pathology and improves cognition. Cell. 177 (2), 256-271 (2019).
- Dawson, J., et al. Vagus nerve stimulation paired with rehabilitation for upper limb motor function after ischaemic stroke (VNS-REHAB): A randomised, blinded, pivotal, device trial. Lancet. 397 (10284), 1545-1553 (2021).
- Hacker, M. L., et al. Deep brain stimulation in early-stage Parkinson disease: Five-year outcomes. Neurology. 95 (4), e393-e401 (2020).
- Duun-Henriksen, J., et al. A new era in electroencephalographic monitoring? Subscalp devices for ultra-long-term recordings. Epilepsia. 61 (9), 1805-1817 (2020).
- Haneef, Z., et al. Sub-scalp electroencephalography: A next-generation technique to study human neurophysiology. Clinical Neurophysiology. 141, 77-87 (2022).
