JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Ambiente

כימות ואפיון גנום שלם של RNA SARS-CoV-2 בדגימות שפכים ואוויר

Published: June 30, 2023
doi:
10.3791/65053
, , , , , , , , ,
1Institute of Sustainable Processes,University of Valladolid, 2Department of Chemical Engineering and Environmental Technology,University of Valladolid, 3Department of Public Health Microbiology,National Laboratory of Health, Environment and Food, 4ICBAS – School of Medicine and Biomedical Sciences,Porto University, 5Epidemiology Research Unit (EPIUnit),Instituto de Saúde Pública da Universidade do Porto, 6Laboratório para a Investigação Integrativa e Translacional em Saúde Populacional (ITR)

Summary

פרוטוקול זה נועד לכמת RNA של SARS-CoV-2 בדגימות שפכים ואוויר שישמשו למחקרים אפידמיולוגיים מבוססי שפכים ולהעריך את סיכון החשיפה ל- SARS-CoV-2 באירוסולים פנימיים וחיצוניים. פרוטוקול זה מתאר גם גישת ריצוף ארוך של אמפליקון פרוש עבור אפיון גנום שלם של SARS-CoV-2.

Abstract

אפידמיולוגיה מבוססת שפכים התפתחה כמערכת מעקב מבטיחה ויעילה עבור SARS-CoV-2 ומחלות זיהומיות אחרות במדינות רבות. התהליך כולל בדרך כלל ריכוז שפכים, מיצוי חומצות גרעין, הגברה של מקטעים גנומיים נבחרים, ואיתור וכימות של המקטע הגנומי המוגבר. באופן דומה, ניתן למנף מתודולוגיה זו כדי לזהות ולכמת גורמים זיהומיים, כגון SARS-CoV-2, בדגימות אוויר. בתחילה, ההנחה הייתה ש- SARS-CoV-2 יתפשט בעיקר באמצעות מגע אישי קרוב עם טיפות שנוצרו על ידי אדם נגוע בזמן דיבור, התעטשות, שיעול, שירה או נשימה. עם זאת, מספר גדל והולך של מחקרים דיווחו על נוכחות של SARS-CoV-2 RNA באוויר של מתקני בריאות, ביסוס שידור מוטס כנתיב קיימא עבור הנגיף. מחקר זה מציג שילוב של פרוטוקולים מבוססים כדי להקל על זיהוי, כימות וריצוף סביבתי של וירוסים הן מדגימות שפכים והן מדגימות אוויר.

Introduction

בדצמבר 2019 הופיעה מחלה חדשה בשם COVID-19, הנגרמת על ידי נגיף קורונה שלא היה ידוע קודם לכן, SARS-CoV-21. המגפה העולמית שנוצרה כתוצאה מכך הציבה אתגר משמעותי למעבדות קליניות ובריאות הציבור ברחבי העולם, שכן מספר רב של אנשים זקוקים לבדיקות כדי להעריך במדויק את העברת הנגיף ואת שכיחותו בקהילה. עם זאת, באזורים רבים, השגת רמת הבדיקה הנדרשת בזמן ובאופן מקיף מבחינה מרחבית אינה כדאית מבחינה כלכלית 2,3. מערכות המעקב הנוכחיות המבוססות על אבחון קליני פרטני מסתמכות במידה רבה על חומרת הסימפטומים ודיווח פרטני, כמו גם על המידה שבה תסמינים אלה חופפים למחלות קיימות המסתובבות באוכלוסייה 4,5,6,7,8,9,10. כתוצאה מכך, מספר גבוה של מקרים א-סימפטומטיים תורם להערכת חסר משמעותית של נטל התחלואה 7,11.

בשל אתגרים אלה, אפידמיולוגיה מבוססת שפכים (WBE) למעקב אחר COVID-19 הוצעה כאסטרטגיית מעקב משלימה. WBE תואר לראשונה בשנת 200112, ושימש בתחילה להתחקות אחר קוקאין וסמים לא חוקיים אחרים13. גישה זו נשענת על ההנחה שניתן לחשב את הריכוז ההתחלתי של כל חומר שהוא יציב בשפכים ומופרש על ידי בני אדם 8,12. WBE יושמה בהצלחה במדינות רבות כמערכת מעקב משלימה ויעילה עבור SARS-CoV-2 3,8,14,15,16. רוב השיטות לזיהוי וירוסים אנושיים בסביבות ימיות עוקבות אחר השלבים הבאים: ריכוז, מיצוי חומצות גרעין, הגברה של המקטע הגנומי (או המקטעים) שנבחרו, ואיתור/כימות של המקטע הגנומי המוגבר3.

סביבה חשובה נוספת לזיהוי וכימות של SARS-CoV-2 היא בדגימות אוויר. בתחילה, SARS-CoV-2 נחשב מועבר בעיקר באמצעות מגע אישי קרוב עם טיפות נשימה מאירוסולים שנוצרו על ידי אדם נגוע בזמן דיבור, התעטשות, שיעול, שירה או נשימה17. עם זאת, מספר מחקרים החלו לדווח על נוכחות של SARS-CoV-2 RNA באוויר, במיוחד במתקני בריאות ובחללים סגורים אחרים 18,19,20,21. ראיות לכדאיות SARS-CoV-2 בדגימות אוויר שנלקחו במקומות סגורים בבתי חולים ובחללים סגורים אחרים נמצאו כאשר ריכוז הנגיף היה גבוה מספיק22,23,2 4. מחקרים בחוץ בדרך כלל לא מצאו ראיות ל- SARS-CoV-2, למעט בחללים חיצוניים צפופים 21,25,26,27,28,29. נכון לעכשיו, שידור מוטס של SARS-CoV-2 הוכר כמצב שידור30,31. מחקר סקירה שנערך לאחרונה מראה את ההבדלים בין בחוץ, שבו הסיכונים להדבקה באוויר הם מינימליים מחוץ לאזורים צפופים, לבין בתוך הבית, שבו סיכונים גדולים יותר יכולים להיות נוכחים בסביבות מאווררות היטב שבהן מקורות חזקים (כלומר, מספר האנשים הנגועים) יכולים להיות נוכחים. מחקר סקירה מקיף שנערך לאחרונה הדגיש את ההבדלים המשמעותיים בין הסיכונים של שידור באוויר בסביבות חיצוניות לעומת פנימיות, במיוחד באזורים צפופים עם אוורור לקוי. המחקר מצביע על כך שהסיכון להדבקה באוויר הוא מינימלי בסביבות חיצוניות, שבהן יש נפח אוויר גדול יותר זמין לדילול ופיזור חלקיקי הנגיף32. לממצאים אלה יש השלכות חשובות על מדיניות בריאות הציבור והנחיות הקשורות ל-COVID-19. על ידי הכרה בהבדלים המשמעותיים בסיכוני ההעברה בין סביבות פנים וחוץ, קובעי המדיניות יכולים לפתח אסטרטגיות יעילות יותר כדי למתן את התפשטות הנגיף ולהגן על בריאות הציבור.

ישנן מגוון שיטות ופרוטוקולים לאיתור, כימות וריצוף של SARS-CoV-2 מדגימות סביבתיות שונות. מאמר שיטה זה נועד להציג שילוב של פרוטוקולים מבוססים המאפשרים למעבדות עם רמות קיבולת שונות לבצע גילוי סביבתי, כימות וריצוף של וירוסים מדגימות שפכים ואוויר.

Protocol

כל השיטות המתוארות כאן פורסמו במקומות אחרים ומכילות שינויים קטנים מהשיטות המקוריות. 1. איסוף שפכים ועיבוד מקדים של דגימות הערה: בשל הריכוזים הנמוכים של RNA SARS-CoV-2 בדגימות סביבתיות, יישום שלב ריכוז הוא חיוני לגילוי מוצלח33,34,35…

Representative Results

התוצאות המסוכמות בטבלה 3 מציגות דוגמאות לזיהוי וכימות של RNA SARS-CoV-2 בדגימות שפכים ואוויר בשיטה המתוארת במאמר זה. דגימות שפכים נאספו ממתקני טיהור שפכים בספרד ובסלובניה ונחשבו חיוביות אם ה-Ct היה פחות מ-40 לפחות בשניים מתוך שלושת ההעתקים, כאשר הכימות נחשב תקף אם ל-Ct הייתה שונות של פחות מ…

Discussion

זיהוי וכימות מיקרוביאליים ונגיפיים באמצעות שיטות (RT-)qPCR זכו להסכמה נרחבת בשל רגישותם יוצאת הדופן. עם זאת, טכניקות אלה עומדות בפני אתגרים רבים בעת ניתוח דגימות סביבתיות. דגימות שפכים מכילות שפע של חומרים מעכבים שיכולים להטות את המדידות ולייצר תוצאות מטעות. כדי להתמודד עם מגבלות אלה ולשפר א?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו בוצעה בתמיכה כספית מהממשלה האזורית של Castilla y Leon ותוכנית FEDER (פרויקטים CLU 2017-09, UIC315 ו- VA266P20).

Materials

Adapter+A25+A2:D19+A2:D20+A2+A2:D19 Oxford Nanopore EXP-AMII001 Sequencing
AllPrep PowerViral DNA/RNA Kit Qiagen 28000-50 RNA extraction kit
AMPure XP Beckman Coulter A63880 PCR Purification, NGS Clean-up, PCR clean-up
ARTIC SARS-CoV-2 Amplicon Panel IDT 10011442 SARS-CoV-2 genome amplification
Blunt/TA Ligase Master Mix NEB M0367S Library preparation
CENTRICON PLUS­70 10KDA. Fisher Scientific 10296062 Concentration filters
CORIOLIS COMPACT AIR SAMPLER Bertin Technologies 083-DU001 Air sampler
Duran laboratory bottles Merck Z305200-10EA Sampling Bottles
Flow Cell (R9.4.1) Oxford Nanopore FLO-MIN106D Sequencing
General labarotory consumables (tubes, qPCR plates, etc)
Ligation Sequencing Kit Oxford Nanopore SQK-LSK109 Sequencing
LunaScript RT SuperMix Kit NEB E3010  cDNA synthesis
Mengovirus extraction control Kit Biomérieux KMG Concentration control
Nalgene General Long-Term Storage Cryogenic Tubes Thermofisher 5011-0012 Sample storage
Native Barcoding Expansion 1-12 (PCR-free Oxford Nanopore EXP-NBD104 Barcoding
NEBNext Ultra II End Repair/dA-Tailing Module NEB E7595 DNA repair
NEBNext VarSkip Short SARS-CoV-2 Primer Mixes NEB E7658 SARS-CoV-2 genome amplification
NEBNext Quick Ligation Reaction Buffer NEB B6058S Sequencing 
Phosphate buffered saline Merck P4474 Collection buffer
Phosphate-buffered saline (PBS, 1X), sterile-filtered Thermofisher J61196.AP Elution of air samples
Q5 Hot Start High-Fidelity 2X Master Mix NEB M0494S hot start DNA polymerase
Qubit RNA HS Assay Kit Thermofisher Q32852 RNA quantitation
SARS-CoV-2 RUO qPCR Primer & Probe Kit IDT 10006713 Primer-Probe mix and qPCR positive control
TaqPath 1-Step RT-qPCR Master Mix Thermofisher A15299 RT-qPCR kit
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Naming the Coronavirus Disease (COVID-19) and the Virus that Causes it. World Health Organization Available from: https://www.who.int/emergencies/diseases/novel-coronavirus-2019/technical-guidance/naming-the-coronavirus-disease (2020)
  2. Lab Workplace Safety. Centers for Disease Control and Prevention Available from: https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-ncov/lab/lab-safety-practices.html (2020)
  3. Gonçalves, J., et al. Centralized and decentralized wastewater-based epidemiology to infer COVID-19 transmission – A brief review. One Health. 15, 100405 (2022).
  4. Dawood, F. S., et al. Estimated global mortality associated with the first 12 months of 2009 pandemic influenza A H1N1 virus circulation: a modelling study. The Lancet Infectious Diseases. 12 (9), 687-695 (2012).
  5. Gonçalves, J., Koritnik, T., Paragi, M. Assessment of weather and atmospheric pollution as a co-factor in the spread of SARS-CoV-2. Acta Bio-Medica: Atenei Parmensis. 92 (3), e2021094 (2021).
  6. Gonçalves, J., et al. Detection of SARS-CoV-2 RNA in hospital wastewater from a low COVID-19 disease prevalence area. The Science of The Total Environment. 755, 143226 (2021).
  7. Mizumoto, K., Kagaya, K., Zarebski, A., Chowell, G. Estimating the asymptomatic proportion of coronavirus disease 2019 (COVID-19) cases on board the Diamond Princess cruise ship, Yokohama, Japan, 2020. Eurosurveillance. 25 (10), 2000180 (2020).
  8. Polo, D., et al. Making waves: Wastewater-based epidemiology for COVID-19 – approaches and challenges for surveillance and prediction. Water Research. 186, 116404 (2020).
  9. Shmueli, G., Burkom, H. Statistical challenges facing early outbreak detection in biosurveillance. Technometrics. 52 (1), 39-51 (2010).
  10. Simonsen, L., et al. Global mortality estimates for the 2009 influenza pandemic from the GLaMOR project: A modeling study. PLoS Medicine. 10 (11), e1001558 (2013).
  11. Oran, D. P., Topol, E. J. Prevalence of asymptomatic SARS-CoV-2 infection: a narrative reivew. Annals of Internal Medicine. 173, 362-367 (2020).
  12. Daughton, C., Jones-Lepp, T. Pharmaceuticals and Personal Care Products in the Environment: Scientific and Regulatory Issues. ACS Symposium Series. , (2001).
  13. Zuccato, E., et al. Cocaine in surface waters: a new evidence-based tool to monitor community drug abuse. Environmental Health. 4, 14 (2005).
  14. Aguiar-Oliveira, M. d. e. L., et al. Wastewater-based epidemiology (WBE) and viral detection in polluted surface water: A valuable tool for COVID-19 surveillance-a brief review. International Journal of Environmental Research and Public Health. 17, 9251 (2020).
  15. García-Encina, P. A. Wastewater-based epidemiology (WBE). Water and Environment Journal. 35 (4), 1162-1163 (2021).
  16. Mao, K., Zhang, H., Pan, Y., Yang, Z. Biosensors for wastewater-based epidemiology for monitoring public health. Water Research. 191, 116787 (2021).
  17. Shereen, M. A., Khan, S., Kazmi, A., Bashir, N., Siddique, R. COVID-19 infection: Origin, transmission, and characteristics of human coronaviruses. Journal of Advanced Research. 24, 91-98 (2020).
  18. Chia, P. Y., et al. Detection of air and surface contamination by SARS-CoV-2 in hospital rooms of infected patients. Nature Communications. 11 (1), 2800 (2020).
  19. Lei, H., et al. SARS-CoV-2 environmental contamination associated with persistently infected COVID-19 patients. Influenza and Other Respiratory Viruses. 14 (6), 688-699 (2020).
  20. Razzini, K., et al. SARS-CoV-2 RNA detection in the air and on surfaces in the COVID-19 ward of a hospital in Milan, Italy. The Science of The Total Environment. 742, 140540 (2020).
  21. da Silva, P. G., Gonçalves, J., Nascimento, M. S. J., Sousa, S. I. V., Mesquita, J. R. Detection of SARS-CoV-2 in the indoor and outdoor areas of urban public transport systems of three major cities of Portugal in 2021. International Journal of Environmental Research and Public Health. 19 (10), 5955 (2022).
  22. Barbieri, P., et al. Molecular detection of SARS-CoV-2 from indoor air samples in environmental monitoring needs adequate temporal coverage and infectivity assessment. Environmental Research. 198, 111200 (2021).
  23. Lednicky, J., et al. Earliest detection to date of SARS-CoV-2 in Florida: Identification together with influenza virus on the main entry door of a university building, February 2020. PLoS One. 16 (1), 0245352 (2021).
  24. Santarpia, J. L., et al. Aerosol and surface contamination of SARS-CoV-2 observed in quarantine and isolation care. Scientific Reports. 10 (1), 12732 (2020).
  25. Chirizzi, D., et al. SARS-CoV-2 concentrations and virus-laden aerosol size distributions in outdoor air in north and south of Italy. Environment International. 146, 106255 (2021).
  26. Hadei, M., et al. Presence of SARS-CoV-2 in the air of public places and transportation. Atmospheric Pollution Research. 12 (3), 302-306 (2021).
  27. Moreno, T., et al. Tracing surface and airborne SARS-CoV-2 RNA inside public buses and subway trains. Environment International. 147, 106326 (2021).
  28. Mouchtouri, V. A., et al. Environmental contamination of SARS-CoV-2 on surfaces, air-conditioner and ventilation systems. International Journal of Hygiene and Environmental Health. 230, 113599 (2020).
  29. Setti, L., et al. Airborne transmission route of COVID-19: why 2 meters/6 feet of inter-personal distance could not be enough. International Journal of Environmental Research and Public Health. 17, 2932 (2020).
  30. SARS-CoV-2 Transmission. Centers for Disease Control and Prevention (CDC) Available from: https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-ncov/science/science-briefs/sars-cov-2-transmission.html (2021)
  31. Coronavirus Disease (COVID-19): How is it Transmitted. World Health Organization Available from: https://www.who.int/news-room/q-a-detail/coronavirus-disease-covid-19-how-is-it-transmitted (2021)
  32. Dinoi, A., et al. A review on measurements of SARS-CoV-2 genetic material in air in outdoor and indoor environments: Implication for airborne transmission. The Science of the Total Environment. 809, 151137 (2022).
  33. Bosch, A., et al. Analytical methods for virus detection in water and food. Food Analytical Methods. 4, 4-12 (2011).
  34. Gonçalves, J., et al. Surveillance of human enteric viruses in coastal waters using concentration with methacrylate monolithic supports prior to detection by RT-qPCR. Marine Pollution Bulletin. 128, 307-317 (2018).
  35. La Rosa, G., Muscillo, M. Molecular detection of viruses in water and sewage. Viruses in Food and Water. , 97-125 (2013).
  36. Medema, G., Heijnen, L., Elsinga, G., Italiaander, R., Brouwer, A. Presence of SARS-Coronavirus-2 RNA in sewage and correlation with reported COVID-19 prevalence in the early stage of the epidemic in the Netherlands. Environmental Science & Technology Letters. 7 (7), 511-516 (2020).
  37. CDC – 2019-nCoV Real-Time RT-PCR Diagnostic Panel Fact Sheet for Healthcare Providers. Centers for Disease Control and Prevention Available from: https://stacks.cdc.gov/view/cdc/85028 (2020)
  38. Conte, M. Airborne concentrations of SARS-CoV-2 in indoor community environments in Italy. Environmental Science and Pollution Research International. 29 (10), 13905-13916 (2022).
  39. nCoV-2019 sequencing protocol v3 (LoCost). protocols.io Available from: https://www.protocols.io/view/ncov-2019-sequencing-protocol-v3-locost-bh42j8ye (2020)
  40. Tyson, J. R. . Improvements to the ARTIC multiplex PCR method for SARS-CoV-2 genome sequencing using nanopore. , (2020).
  41. . ARTIC SARS-CoV-2 Workflow Available from: https://github.com/epi2me-labs/wf-artic (2022)
  42. Li, H., et al. The sequence alignment/map format and SAMtools. Bioinformatics. 25 (16), 2078-2079 (2009).
  43. . Freyja Available from: https://github.com/andersen-lab/Freyja (2022)
  44. Li, H. A statistical framework for SNP calling, mutation discovery, association mapping and population genetical parameter estimation from sequencing data. Bioinformatics. 27 (21), 2987-2993 (2011).
  45. Grubaugh, N. D., et al. An amplicon-based sequencing framework for accurately measuring intrahost virus diversity using PrimalSeq and iVar. Genome Biology. 20 (1), 8 (2019).
  46. Hadfield, J., et al. Nextstrain: real-time tracking of pathogen evolution. Bioinformatics. 34 (23), 4121-4123 (2018).
  47. Aksamentov, I., Roemer, C., Hodcroft, E. B., Neher, R. A. Nextclade: clade assignment, mutation calling and quality control for viral genomes. Journal of Open Source Software. 6 (67), 3773 (2021).
  48. Markt, R., et al. Detection and stability of SARS-CoV-2 fragments in wastewater: impact of storage temperature. Pathogens. 10 (9), 1215 (2021).
  49. Kocamemi, B. A., et al. First Data-Set on SARS-CoV-2 Detection for Istanbul Wastewaters in Turkey. MedRxiv. , (2020).
  50. Randazzo, W., et al. SARS-CoV-2 RNA in wastewater anticipated COVID-19 occurrence in a low prevalence area. Water Research. 181, 115942 (2020).
  51. Hoorfar, J., et al. Practical considerations in design of internal amplification controls for diagnostic PCR assays. Journal of Clinical Microbiology. 42 (5), 1863-1868 (2004).
  52. Parshionikar, S. U., Cashdollar, J., Shay Fout, G. Development of homologous viral internal controls for use in RT-PCR assays of waterborne enteric viruses. Journal of Virological Methods. 121, 39-48 (2004).
  53. Nalla, A. K. Comparative performance of SARS-CoV-2 detection assays using seven different primer-probe sets and one assay kit. Journal of Clinical Microbiology. 58 (6), 00557 (2020).
  54. Hirotsu, Y., Mochizuki, H., Omata, M. Double-quencher probes improve detection sensitivity toward Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) in a reverse-transcription polymerase chain reaction (RT-PCR) assay. Journal of Virological Methods. 284, 113926 (2020).
  55. Ahmed, W. First confirmed detection of SARS-CoV-2 in untreated wastewater in Australia: A proof of concept for the wastewater surveillance of COVID-19 in the community. The Science of The Total Environment. 728, 138764 (2020).
  56. Bar-Or, I., et al. Detection of SARS-CoV-2 variants by genomic analysis of wastewater samples in Israel. The Science of the Total Environment. 789, 148002 (2021).
  57. La Rosa, G., Bonadonna, L., Lucentini, L., Kenmoe, S., Suffredini, E. Coronavirus in water environments: Occurrence, persistence and concentration methods – A scoping review. Water Research. 179, 115899 (2020).
  58. Wu, F., et al. SARS-CoV-2 titers in wastewater are higher than expected from clinically confirmed cases. mSystems. 5, 00614 (2020).
  59. Wurtzer, S., et al. Evaluation of lockdown effect on SARS-CoV-2 dynamics through viral genome quantification in waste water, Greater Paris, France, 5 March to 23 April 2020. European Communicable Disease Bulletin. 25 (50), 2000776 (2020).
  60. . VATar COVID-19 | Caso de Exito – Ministerio para la Transición Ecologica y el Reto Demografico Available from: https://esri.es/es-es/descubre-los-gis/casos-de-exito/administracion-/vatar-covod19-miteco-cs (2022)
  61. Nemudryi, A., et al. Temporal detection and phylogenetic assessment of SARS-CoV-2 in municipal wastewater. Cell Reports. Medicine. 1 (6), 100098 (2020).
  62. Rios, G., et al. Monitoring SARS-CoV-2 variants alterations in Nice neighborhoods by wastewater nanopore sequencing. The Lancet Regional Health. Europe. 10, 100202 (2021).
  63. Gomes da Silva, P. Environmental dissemination of SARS-CoV-2 in a University Hospital during the COVID-19 5th wave Delta variant peak in Castile-León, Spain. International Journal of Environmental Research and Public Health. 20, 1574 (2023).
  64. Gonçalves, J., et al. . Exposure assessment of SARS-CoV-2 and Nov GII/GII in aerosols generated by a municipal wastewater treatment plant. , (2022).
  65. Lednicky, J. A., et al. Isolation of SARS-CoV-2 from the air in a car driven by a COVID patient with mild illness. International Journal of Infectious Diseases. 108, 212-216 (2021).

Tags

Wastewater-based EpidemiologySARS-CoV-2COVID-19Air SamplingViral RNART-qPCRMengovirusN1 GeneN2 GeneRNA ExtractionCentrifugal UltrafiltrationComposite Wastewater SampleBiologia Molecular

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Gonçalves, J., Gomes da Silva, P., Koritnik, T., Bosilj, M., Torres-Franco, A., Diaz, I., Rodriguéz, E., Marcos, E., Mesquita, J. R., García-Encina, P. Quantification and Whole Genome Characterization of SARS-CoV-2 RNA in Wastewater and Air Samples. J. Vis. Exp. (196), e65053, doi:10.3791/65053 (2023).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image