Summary

Implants de tête pour la neuroimagerie de rats éveillés fixés à la tête

Published: September 07, 2022
doi:

Summary

Une nouvelle procédure détaillée pour l’imagerie fonctionnelle de rats éveillés et fixés à la tête est décrite.

Abstract

Les anesthésiques, couramment utilisés dans la recherche préclinique et scientifique fondamentale, ont une influence dépressive sur les fonctions métaboliques, neuronales et vasculaires du cerveau et peuvent influencer négativement les résultats neurophysiologiques. L’utilisation d’animaux éveillés pour les études de recherche est avantageuse, mais pose le défi majeur de garder les animaux calmes et immobiles pour minimiser les artefacts de mouvement tout au long de l’acquisition de données. L’imagerie éveillée chez les rongeurs de petite taille (p. ex. souris) est très courante, mais reste rare chez les rats, car les rats sont plus gros, plus forts et ont une plus grande tendance à s’opposer aux contraintes de mouvement et à la fixation de la tête pendant les longues durées requises pour l’imagerie. Un nouveau modèle de neuroimagerie de rats éveillés et fixés à la tête à l’aide d’élingues cousues à la main, d’implants de tête imprimés en 3D, de casques et d’un chevalement est décrit. Les résultats obtenus à la suite d’un seul essai de stimulation à moustache unique suggèrent une augmentation de l’intensité de la réponse fonctionnelle évoquée. L’acquisition de la réponse fonctionnelle évoquée chez des rats éveillés fixés à la tête est plus rapide que celle des rats anesthésiés, fiable, reproductible et peut être utilisée pour des études longitudinales répétées.

Introduction

La plupart des examens scientifiques de neuroimagerie fondamentale, préclinique et translationnelle sont acquis à partir d’animaux anesthésiés 1,2. Les anesthésiques facilitent l’expérimentation, mais influencent continuellement le métabolisme, la pression artérielle et la fréquence cardiaque du cerveau etdu corps 3. Le type d’anesthésique ainsi que la durée et la voie d’administration ajoutent des variables confusionnelles à l’interprétation des données qui pourraient contribuer à la reproductibilité et aux échecs translationnels4. Un goulot d’étranglement majeur des études de neuroimagerie de rat éveillées et fixées sur la tête est la nécessité de garder le rat immobile et calme tout au long des processus de préparation et d’acquisition de données. De petits mouvements produisent des artefacts de mouvement injustifiés, qui peuvent nuire à l’analyse et à l’interprétation des données.

Un nouveau modèle de neuroimagerie à partir de rats éveillés et fixés à la tête à l’aide d’élingues personnalisées, d’implants de tête imprimés en trois dimensions (3D), de casques et d’un chevalement a été conçu qui offre plusieurs avantages pour une expérimentation facile. L’implant de tête 3D est léger et couvre une petite partie du crâne nécessaire à la transfixation. Les implants de tête et les capuchons imprimés en 3D sont conçus à l’aide d’un logiciel de conception assistée par ordinateur (CAO). Les protocoles de stimulation des moustaches, d’acquisition de données, d’analyse de données et les résultats de rats anesthésiés ont été décrits en détail dans des travaux antérieurs 5,6,7.

Protocol

Toutes les procédures étaient conformes aux directives du National Institute of Health et approuvées par le comité de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de Californie à Irvine. Sept rats mâles et une femelle (Sprague-Dawley, poids: 185-350 g) ont été utilisés dans cette étude. Une fois l’étude terminée, les rats ont été sacrifiés en utilisant une surdose de dioxyde de carbone. 1. Conception des différents composants Conception de…

Representative Results

Les signaux d’imagerie optique représentatifs d’un seul essai sur un rat anesthésié et la réponse additionnée (de 40 essais recueillis) d’un rat éveillé sont présentés (Figure 4). L’intensité du signal pour la stimulation à moustache unique d’un rat éveillé peut être visualisée à un seuil plus élevé que pour le rat anesthésié, montrant un signal plus fort de l’animal éveillé. Les moustaches C2 des rats sont stimulées à 5 Hz pendant 1 s, et la réponse fonc…

Discussion

L’utilisation de l’imagerie éveillée et fixe de la tête chez le rat offre de nombreux avantages en termes de facilité et de personnalisation. Les élingues conçues sur mesure permettent aux rats d’être enveloppés dans un matériau de filet respirant, éliminant ainsi le besoin d’enfermer les animaux dans des chambres de retenue en plastique fermées pendant de longues périodes10,11. Les rats sont gardés calmes et sans stress pendant les longues d…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous remercions Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha et Amirsoheil Zareh pour leur aide lors de l’entraînement des rats et de la préparation des frondes. Le financement a été fourni par les National Institutes of Health (NIH, numéro de subvention: NS119852) et la Fondation Leducq (numéro de subvention: 15CVD02).

Materials

Rats Charles River Sprague Dawley
Isoflurane Pivetal 21295098 General anesthetic
Lidocaine HCl 2% injection Phoenix L-2000-04 Local anesthetic
Atropine sulfate injection Vedco 5098907512 Help in respiration
Lactated Ringer's injection solution Vedco 50989088317
Flunixin injection Vedco 6064408670 Pain management
Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%) VetOne 501084 Avoid infection
PromAce injection (Acepromazine maleate) Beohringer Ingelheim 136059
Animax ointment Dechra Veterinary Products 122-75 active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram
Puralube ophthalmic ointment Dechra Veterinary Products 211-38
Povidone-iodine PVP prep pads Medline MDS093917 Betadine generic
Isopropyl alcohol swabs BD 326895
Vetbond tissue adhesive 3M 1469SB
Bur (drill bit), standard operatory carbide SS White Burs 14829 #3 bur
Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel J.I. Morris F0090CE125 Anchor screws
Stereotaxic system Kopf Instruments 1430
Homeothermic heating blanket Harvard Apparatus 50-7220-F
Pulse oximeter & heart rate monitor Kent Scientific MouseStat Jr.
Petrolatum Fisher Scientific P66-1LB Vaseline generic
Wire, bare copper Fisher Scientific 15-545-2C 20 gauge
Teets Cold Cure powder Pearson Dental C73-0054  active ingredient: Methyl Methacrylate
Teets Cold Cure liquid Pearson Dental C73-0078  active ingredient: Methyl Methacrylate
Silicone mold rubber Smooth-On Body Double Fast silicon polymer
Metricide 28 (Germicide) Metrex Oct-05
India ink, black Pelikan 301051
Dental drill NSK Dental Ultimate XL-F
3D printer Prusa Research i3 MK3S+
Sew on fasteners Velcro 90030
Pet screening utility fabric Joann 10173334 Netting material
Bur (drill bit), standard operatory carbide SS White Burs 14829 #1 bur

Referências

  1. Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
  2. Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. Neuroimaging of animal models of brain disease. British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).
  3. Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl. BMC Veterinary Research. 10, 310 (2014).
  4. Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals. PLoS One. 10 (8), 0134205 (2015).
  5. Chen-Bee, C. H., et al. Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging. Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).
  6. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging. The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).
  7. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals. Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).
  8. Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint. Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).
  9. Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts’o, D. Y., Grinvald, A. Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).
  10. Chang, P. C., et al. Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats. Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).
  11. Stenroos, P., et al. Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit. Frontiers in Neuroscience. 12, 548 (2018).
  12. Vogler, G. A., Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. Chapter 19 – Anesthesia and Analgesia (Second Edition). The Laboratory Rat. , 627-664 (2006).
  13. Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat–Procedures and pitfalls. Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).
  14. Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents. Journal of Visualized Experiments. (107), e53064 (2016).
  15. Ferris, C. F. Applications in awake animal magnetic resonance imaging. Frontiers in Neuroscience. 16, 854377 (2022).
  16. Tiran, E., et al. Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).
  17. Desjardins, M., et al. Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging. Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).
  18. Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function. Scientific Reports. 9, 5499 (2019).
  19. Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).
  20. Cao, R., et al. Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain. Neuroimage. 150, 77-87 (2017).
  21. Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).
  22. Roe, A. W. Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys. Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).
  23. Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals. Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).
check_url/pt/64324?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Bhatti, M., Malone, H., Hui, G., Frostig, R. D. Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats. J. Vis. Exp. (187), e64324, doi:10.3791/64324 (2022).

View Video