JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Medicina

Testando a permeabilidade epitelial em enteroides derivados de tecido fetal

Published: June 16, 2022
doi:
10.3791/64108
, , , ,
1Morsani College of Medicine,University of South Florida, 2Department of Pediatrics, Morsani College of Medicine,University of South Florida, 3Department of Molecular Pharmacology and Physiology, Morsani College of Medicine,University of South Florida

Summary

Este protocolo detalha o estabelecimento de enteróides, um modelo intestinal tridimensional, a partir do tecido intestinal fetal. Imagens imunofluorescentes de biomarcadores epiteliais foram utilizadas para caracterização do modelo. A exposição apical de lipopolissacarídeos, uma endotoxina bacteriana, utilizando a técnica de microinjeção induziu a permeabilidade epitelial de forma dose-dependente medida pelo vazamento de dextrano fluorescente.

Abstract

Os enteróides derivados do tecido fetal humano estão emergindo como um modelo in vitro promissor para estudar lesões intestinais em bebês prematuros. Os enteróides exibem polaridade, consistindo de um lúmen com uma borda apical, junções apertadas e uma camada externa basolateral exposta a meios de crescimento. As consequências das lesões intestinais incluem inflamação da mucosa e aumento da permeabilidade. Testar a permeabilidade intestinal em seres humanos prematuros vulneráveis muitas vezes não é viável. Assim, um modelo intestinal in vitro derivado de tecido fetal é necessário para estudar lesões intestinais em prematuros. Os enteróides podem ser usados para testar alterações na permeabilidade epitelial regulada por proteínas de junção apertada. Nos enteróides, as células-tronco intestinais se diferenciam em todos os tipos de células epiteliais e formam uma estrutura tridimensional em uma matriz de membrana basal secretada por células de sarcoma de camundongo. Neste artigo, descrevemos os métodos utilizados para estabelecer enteroides a partir do tecido intestinal fetal, caracterizando as proteínas da junção apertada enteróide com imagens imunofluorescentes e testando a permeabilidade epitelial. Como a disbiose bacteriana dominante gram-negativa é um conhecido fator de risco para lesão intestinal, utilizamos o lipopolissacarídeo (LPS), uma endotoxina produzida por bactérias gram-negativas, para induzir a permeabilidade nos enteróides. O dextrano marcado com fluoresceína foi microinjetado no lúmen enteróide, e as concentrações seriadas de dextrano vazadas para o meio de cultura foram medidas para quantificar as alterações na permeabilidade paracelular. O experimento mostrou que a exposição apical ao LPS induz a permeabilidade epitelial de maneira dependente da concentração. Esses achados reforçam a hipótese de que a disbiose dominante gram-negativa contribui para o mecanismo de lesão intestinal em prematuros.

Introduction

Bebês prematuros são expostos a inflamações frequentes e prolongadas que os colocam em maior risco de lesão intestinal, resultando em incapacidade ou morte a longo prazo1. A pesquisa nesta área é desafiada pela capacidade limitada de realizar experimentos em bebês prematuros vulneráveis. Além disso, a falta de modelos adequados tem dificultado o estudo abrangente do ambiente intestinal prematuro2. Os modelos in vitro e in vivo existentes não conseguiram representar de forma abrangente o ambiente intestinal humano prematuro. Especificamente, linhagens celulares fetais epiteliais únicas podem não formar junções apertadas, e os modelos animais exibem respostas inflamatórias e imunológicas diferentes dos bebês prematuros humanos. Com a descoberta da sinalização Wnt como uma via primária na proliferação e diferenciação de células-tronco de cripta intestinal e as novas células-tronco teciduais Lgr5+, organoides derivados de tecidos intestinais, como enteroides e colonóides, foram estabelecidos como modelos in vitro 3,4,5. Utilizando essa tecnologia, é possível criar e utilizar modelos enteroides tridimensionais (3D) que são desenvolvidos a partir de tecido inteiro ou biópsia de um intestino para estudar as respostas epiteliais ao ambiente intestinal 6,7.

Em contraste com as linhagens celulares intestinais típicas cultivadas em cultura, os enteróides exibem polaridade com um lúmen conectado por proteínas de junção apertada8. Isso permite a exposição à borda basolateral no meio de crescimento, bem como a microinjeção luminal para avaliar a borda apical. Além disso, os enteroides apresentam características genéticas, fisiológicas e imunológicas semelhantes às do epitélio humano 9,10. Os enteróides derivados do tecido fetal permitem o exame do papel da prematuridade na função epitelial. As características únicas dos enteroides podem se assemelhar mais ao ambiente intestinal prematuro9. Os enteróides derivados de tecidos podem ser usados para testar a integridade da junção apertada como uma forma de monocamada ou como estruturas 3D incorporadas em uma mistura de proteínas de membrana basal solidificada. Uma técnica de microinjeção é necessária para a última forma, se uma exposição apical for desejada. A medição das respostas epiteliais em modelos enteroides inclui a expressão gênica por sequenciamento de RNA, biomarcadores por imunoensaio enzimático (ELISA) ou técnicas avançadas de imagem. A técnica aqui apresentada oferece outra opção viável para medir a permeabilidade bruta com fluorometria.

A lesão intestinal em prematuros tem uma patogênese multifatorial que inclui o desequilíbrio da comunidade microbiana intestinal. Os enteroides podem fornecer excelentes modelos para estudar certos aspectos de doenças intestinais prematuras, como a enterocolite necrosante, que envolvem funções epiteliais11. Os enteroides apresentam características semelhantes às do intestino fetal humano10. A exposição de enteroides a lipopolissacarídeos (LPS), uma endotoxina produzida por bactérias gram-negativas, no meio de cultura como uma exposição basolateral induz a expressão gênica que pode levar ao aumento da inflamação e da permeabilidade intestinal7. Este estudo tem como objetivo avaliar as alterações na permeabilidade epitelial macroscópica após exposição apical a produtos bacterianos como o LPS. Os resultados podem fornecer informações sobre as interações micróbio-epitelial envolvidas na patogênese da lesão intestinal. O método projetado para testar a permeabilidade grosseira requer configuração e habilidade de microinjeção.

Protocol

A coleta de tecido humano foi aprovada pelo Conselho de Revisão Institucional da Universidade de Washington (estudo ID: STUDY380 e CR ID: CR3603) e realizada pelo Laboratório de Pesquisa de Defeitos Congênitos. O Laboratório de Pesquisa de Defeitos Congênitos foi apoiado pelo prêmio NIH número 5R24HD000836 do Instituto Nacional de Saúde Infantil e Desenvolvimento Humano Eunice Kennedy Shriver. Os espécimes foram coletados dos participantes consentidos e enviados como desidentificados e sem qualquer informação de saúde. Os espécimes do intestino delgado foram armazenados em solução salina tamponada com fosfato (DPBS) de Dulbecco gelada e enviados durante a noite para o laboratório receptor. 1. Preparação do reagente NOTA: Consulte a Tabela de Materiais para obter uma lista de reagentes e números de catálogo; os volumes recomendados são para uma placa de 6 poços, salvo indicação em contrário. Preparar a 0,1% de albumina sérica bovina (BSA) dissolvendo 50 mg de pó de BSA em 50 mL de solução salina tamponada com fosfato (PBS) com 100 μg/mL de um antibiótico primocina de amplo espectro para revestir todo o material plástico e pontas que entram em contato com tecidos ou enteróides.Para revestir com BSA, coloque pontas de pipeta não filtradas em um tubo cônico de 50 mL com BSA suficiente para cobrir as pontas, adicione 1-2 mL de BSA para cobrir a superfície da placa de Petri ou encha tubos cônicos de 15 mL com BSA por pelo menos 20-30 min à temperatura ambiente antes do uso. Preparar o meio DPBS misturando 50 mL de DPBS com 100 μg/mL de primocina e 50 μg/mL de gentamicina. Prepare este meio com e sem 2,5 μg/mL de anfotericina. Preparar meios de crescimento enteróides misturando 2 mL de meio de crescimento organoide, 100 μg/mL de primocina, 10 μM Y27632 e 2,5 μM CHIR99021. Faça meios frescos diariamente e aqueça-os em uma incubadora de cultura de células a 37 °C.NOTA: O fator de diluição para Y27632 é 1:250. Para CHIR99021, diluir a solução-mãe CHIR para 1:100 em meio quente e, em seguida, para 1:40 em meio de crescimento enteróide para obter uma diluição 1:4000. Prepare a mistura da matriz da membrana basal adicionando à matriz da membrana basal do estoque 10 μM Y27632 e 2,5 μM CHIR99021. Faça um total de 285 μL da mistura final da matriz de membrana basal a uma concentração de proteína de 8 mg/mL para um poço de uma placa de 6 poços.NOTA: A matriz da membrana basal precisa ser gelada para permanecer na forma líquida e se solidificará em temperaturas mais quentes. A concentração de proteína da matriz de membrana basal do estoque determina o volume necessário para fazer uma concentração de proteína final de 8 mg/mL usando a equação:Volume 1 × Concentração 1 = Volume 2 × Concentração 2 Preparar 4% de paraformaldeído (PFA) diluindo o PFA de 32% em PBS por 1:8 e armazenar à temperatura ambiente. Faça 0,5 mL para cada poço de enteróides a serem fixados. Prepare o tampão de bloqueio adicionando 5% de soro de cabra e 0,5% de Triton X-100 em PBS. Prepare 1 mL para o primeiro anticorpo por poço e 0,5 mL para o anticorpo adicional por poço.NOTA: Utilizar soro da mesma espécie que o hospedeiro dos anticorpos secundários Preparar anticorpos primários e secundários, diluídos em tampão de bloqueio na concentração recomendada pelo fabricante para cada anticorpo. Preparar 5 μg/ml de Dmidino-2-fenilindol (DAPI) diluindo a 1:200 a partir de 1 mg/ml de solução-mãe em PBS. Faça 0,5 mL por poço de enteróides corados. Prepare 70% de glicerol em PBS e faça 0,5 mL para montar os enteróides em lâminas de microscópio. Preparar 5 mg/ml de dextrano-FITC (Fluoresceína-Isotiocianato) diluindo a solução-mãe de 25 mg/ml em PBS numa proporção de 1:5. Faça 20 μL para microinjeção. Preparar lipopolissacarídeos (LPS) e dextrano-FITC reconstituindo o pó de LPS em PBS para uma solução-mãe de 5 mg/mL. Diluir soluções-estoque de LPS e dextrano em PBS a 0,1 mg/mL e 0,5 mg/mL de LPS e 5 mg/mL de dextran-FITC. Faça 20 μL para microinjeção. Preparar o ácido etilenoglicol-bis(éter β-aminoetílico)-N,N,N’,N’-tetraacético (EGTA) fazendo uma solução-mãe de 0,2 M dissolvendo o pó EGTA em água destilada e ajustando o pH para aproximadamente 8 utilizando ácido clorídrico (HCl). Preparar uma concentração de ensaio de 2 mM em meios de cultura através da realização de uma diluição de 1:100. 2. Recolha de espécimes Uma vez recebidas as amostras, realizar o isolamento e o plaqueamento das células epiteliais em até 24 h da coleta do espécime. 3. Revestimento de células epiteliais intestinais na matriz da membrana basal de espécimes inteiros NOTA: Este procedimento segue protocolos modificados do Laboratório de Modelagem de Tecidos Translacionais da Universidade de Michigan12,13,14. O uso de meios de crescimento com um alto fator Wnt produz resultados consistentes para o estabelecimento enteróide. Uma vez que os enteróides estão estabelecidos, use o mesmo meio com um alto fator Wnt para conduzir os enteróides a formas esféricas para microinjeção. Transfira os segmentos intestinais para uma placa de Petri de 60 mm x 15 mm com DPBS gelado com anfotericina e mergulhe por 20 minutos no gelo. Enquanto o tecido fica de molho, identifique as regiões (duodeno, jejuno ou íleo) do intestino delgado e remova o tecido conjuntivo e os vasos sanguíneos com pinça e tesoura. Lave o teor de lúmen conforme necessário usando uma pequena agulha de 23-25 G e uma seringa de 3 mL sem interromper o epitélio. Corte os segmentos do intestino em pedaços de 3-5 mm usando um bisturi e coloque 1-2 pedaços (para chapeamento em um poço de uma placa de 6 poços) em uma placa de Petri de 35 mm x 15 mm que contenha 0,5-1 mL de meio de crescimento organoide no gelo. Usando micro tesouras e pinças dissecantes, corte o tubo intestinal longitudinalmente. Use a ponta da pinça para raspar as células epiteliais da fáscia sob um microscópio estéreo de 10x. Remova a fáscia e gire o prato para quebrar os aglomerados de células. Use uma ponta de corte de pipeta de 20 μL para transferir as células e o meio no incremento de 5-10 μL para a mistura da matriz da membrana basal para fazer uma solução de 285 μL a uma concentração de proteína da matriz de 8 mg/mL. Pipete para cima e para baixo lentamente 20x para misturar células na matriz da membrana basal no gelo usando uma ponta de corte de 200 μL. Coloque cinco tiras de 50 μL da mistura da matriz da membrana basal da célula em um poço de uma placa de 6 poços pré-aquecida mantida em um tijolo de espuma quente. Incubar a placa na incubadora de cultura celular a 37 °C e 5% de CO2 por 10 min para permitir que a matriz da membrana basal polimerize e endureça. Adicione 2 mL do meio de crescimento enteróide no poço das tiras de matriz de membrana basal solidificada e coloque de volta dentro da incubadora de cultura celular. Mude a mídia diariamente para aumentar o crescimento enteróide. Verifique a diferenciação intestinal de células-tronco sob um microscópio invertido de 10x diariamente. Após 10-14 dias, passe os enteróides em um poço de uma placa de 12 ou 6 poços, dependendo da densidade enteróide. Comece a mudar a mídia a cada dois dias e passe em uma proporção de 1: 2 a cada 5-7 dias à medida que os enteróides começam a prosperar.Remova as células que não se diferenciam em enteróides com a camada de matriz da membrana basal durante as passagens. Crie um estoque congelado de enteróides com uma passagem baixa, congelando-os em 80% de meios de crescimento, 10% de soro fetal bovino (FBS) e 10% de dimetilsulfóxido (DMSO), se necessário. 4. Coloração imunofluorescente de enteróides NOTA: O processo de fixação e coloração leva 3 dias. Neste protocolo, fixamos e coramos para núcleos (DAPI), marcadores epiteliais (vilina, CDX2), lisozima, mucina e proteínas de junção apertada (claudina 2, claudina 3, ocludina, zonula ocludente-1) utilizando um protocolo modificado15. As imagens fluorescentes foram obtidas por microscópio confocal. FixaçãoNOTA: Este processo é geralmente feito ao mesmo tempo que a passagem enteróide ou procedimento de congelamento.Coloque a placa enteróide no gelo. Remova o meio de crescimento e lave suavemente 2x com DPBS frio. Identifique os enteróides a serem fixados e corados. Transfira-os para uma placa de 12 poços pipetando-os cuidadosamente com uma ponta de corte de 200 μL ou usando um loop de inoculação de 1 μL. Coloque enteróides em poços separados se a coloração com anticorpos diferentes deve ser feita. Remova o máximo de líquido possível com uma ponta de 200 μL sem interromper os enteróides. Adicionar 0,5 mL de PFA a 4% e incubar por 30 min à temperatura ambiente. Gire a placa ocasionalmente para facilitar o descolamento dos enteróides da matriz da membrana basal. Examine grosseiramente para determinar o descolamento dos enteróides da matriz da membrana basal. Aspirar e descartar cuidadosamente o PFA líquido sem interromper os enteróides. Lave com PBS 3x para remover o PFA e qualquer matriz residual de membrana basalNOTA: Aspirar o líquido sob um microscópio estéreo pode ser útil para evitar os enteróides. Os enteróides fixos podem ser armazenados em PBS a 4 °C por até 1 mês. BloqueioRemova cuidadosamente o PBS residual com uma pipeta de 200 μL, sem interromper os enteróides. Adicionar 0,5 mL de tampão de bloqueio e incubar por 2 h à temperatura ambiente. Remova e descarte o tampão de bloqueio com uma pipeta de 200 μL, tomando cuidado para evitar interromper os enteróides. Coloração de anticorposAdicione 500 μL de anticorpo primário em tampão de bloqueio a cada poço com enteróides. Para anticorpos primários e para lisozima, o fator de diluição é 1:100, para CDX2 o fator de diluição é 1:100, e para vilina o fator de diluição é 1:50. Incubar a 4 °C durante a noite. No dia seguinte, retire a solução de anticorpos e lave 3x com PBS. Aguarde 10-15 min de tempo de incubação para cada lavagem. Repita as etapas 4.3.1.-4.3.2. para o anticorpo secundário com um fator de diluição de 1:400. Adicionar 500 μL de DAPI a 5 μg/mL em PBS e incubar à temperatura ambiente por 15 min. Após a incubação, lave 3x com PBS e reserve 10-15 min de tempo de incubação para cada lavagem MontagemRemova o máximo de PBS possível. Lave os enteróides corados com 70% de glicerol 1x. Levante os enteróides para fora da placa usando um laço de inoculação de 1 μL ou uma ponta de corte de 200 μL e monte com 70% de glicerol em uma lâmina de microscópio de vidro. Para preservar a estrutura 3D dos enteróides, certifique-se de um espaço de 0,5-1 mm entre a lâmina de vidro inferior e a tampa. Use recortes de folha de borracha de silício fina ou folha de vidro para criar um espaço entre a lâmina de vidro e a folha de cobertura. Os enteróides agora podem ser fotografados com um microscópio confocal. 5. Preparação para microinjeção de enteróides NOTA: O protocolo de microinjeção é um protocolo modificado de Hill et al.16 para se adequar aos recursos e à configuração. Algumas das etapas de preparação precisam ser concluídas com alguns dias de antecedência. Configurando a configuração de microinjeçãoInstalar o aparelho microinjector no interior de um armário de biossegurança ou num balcão limpo, dependendo do objectivo das experiências, da seguinte forma: um microscópio estéreo para visualização, um micromanipulador com botões de controlo dos eixos X, Y e Z montados num suporte pesado junto ao microscópio, um suporte de micropipeta montado no braço do micromanipulador, um tubo microinjector que liga o suporte da micropipeta e uma seringa com uma torneira de três vias, em seguida, a uma bomba pneumática e a uma fonte de ar de parede conectada à bomba (Figura 1). Desinfetar o aparelho de microinjeção com etanol a 70% antes do uso experimental e depois. Testar o posicionamento do microscópio e do micromanipulador para se adequar às especificações físicas desejadas, incluindo a movimentação dos botões do eixo para garantir que a micropipeta possa alcançar a amostra alvo. Preparação da micropipetaObservação : execute essas etapas com antecedência.Use um extrator de micropipeta para puxar os tubos capilares de vidro para as micropipetas. Sob o microscópio estéreo, coloque a micropipeta em um suporte de micropipeta horizontal (Figura 2), concentre-se nas pontas e corte as pontas usando um par de microtesouras enquanto olha através das oculares do microscópio. Prepare cerca de 10-15 micropipetas em um tamanho de ponta semelhante para cada experimento. Teste o tamanho da ponta puxando 0,5-1 μL de líquido e conte quantas bombas são necessárias para esvaziar o volume. Teste vários tamanhos de ponta para encontrar o tamanho apropriado para o experimento. Um tamanho de ponta apropriado ejeta aproximadamente 10-30 nL de volume por bomba. Guarde as micropipetas de vidro cortadas numa caixa ou tubo limpo sem danificar as pontas.NOTA: Micropipetas pré-cortadas estão disponíveis comercialmente. Preparação enteróideColoque uma placa de enteróides principalmente grandes e esféricos no gelo. Substitua o meio de crescimento antigo pelo meio fresco. Dissociar suavemente os pontos da matriz da membrana basal da placa com um elevador de células. Gire os pontos de gel de um lado para o outro no gelo para quebrar a matriz da membrana basal sem perturbar os enteróides. Selecione cerca de 10-15 enteróides esféricos com uma ponta de pipeta cortada de 20 μL sob um microscópio estéreo e adicione à matriz da membrana basal para fazer 285 μL de mistura de concentração de proteína de 8 mg / mL. Pipete para cima e para baixo suavemente com uma ponta de corte de 200 μL para misturar os enteróides sem quebrá-los. Placa de cinco pontos de gel de 50 μL no centro de uma placa de Petri redonda de 35 mm x 10 mm de cultura celular ou uma com dimensões semelhantes. Incubar os pontos de gel enteróide a 37 °C durante 10 minutos para solidificar. Em seguida, adicione 1 mL de meio de crescimento fresco ao prato. Incubar os enteróides por pelo menos 2-3 dias para estabilização e até que os enteróides atinjam um tamanho apropriado de 0,5-1 μL.NOTA: É importante ter um prato com uma parede baixa para facilitar o acesso aos enteróides e um pequeno diâmetro para menor volume de meio de crescimento. Microinjeção de dextrano-FITC e material testadoDesligue a torneira de três vias para a bomba pneumática. Encha a micropipeta com o material injetado, neste caso dextrano-FITC com ou sem LPS. Prepare uma placa de Petri coberta com uma tira de filme transparente. Coloque dois a quatro pontos de 1 μL de material injetado no filme. Use o micromanipulador para conduzir a ponta da micropipeta para dentro do líquido, mas acima do filme, sob a visualização de um microscópio estéreo. Puxe suavemente a seringa para retirar o material injetado na micropipeta. Encha a micropipeta com 2-4 μL de material injetado e empurre a seringa para remover qualquer ar na ponta da micropipeta. Inspecione a coluna de material injetado na micropipeta para se certificar de que não há bolsa de ar. Registre o volume de material injetado que se retirou dentro da micropipeta.NOTA: O líquido é visível em uma cor esverdeada devido ao dextran-FITC. Ligue a fonte de ar conectada à bomba pneumática, que fornece uma pressão de ar de aproximadamente 60 psi. Ligue a bomba e defina a duração da bomba para 10-15 ms. Gire a torneira na seringa para abrir a linha da bomba para a micropipeta.NOTA: A duração mais longa da bomba permite que mais material seja liberado por bomba. Recomenda-se usar a mesma duração da bomba e micropipetas com tamanhos de ponta semelhantes para todo o experimento para estimativa do volume injetado. Remova os enteróides da incubadora de cultura de células e coloque os pratos em cima de um tijolo de espuma quente em um recipiente coberto para limitar a exposição à luz após a microinjeção. Coloque a placa de Petri com enteróides sob o microscópio estéreo e mova os botões do micromanipulador para colocar a ponta da micropipeta em um ângulo de cerca de 35°-45° em relação à superfície horizontal (Figura 3). Isso requer alguma prática com antecedência. Visualize e mapeie os enteróides em cada placa de Petri sob o microscópio para fazer um plano para injetar cerca de 3-5 enteróides esféricos por prato. Uma vez que a ponta da micropipeta esteja perto da superfície do líquido, olhe para as oculares do microscópio para avançar a ponta em direção ao enteróide alvo. Perfure o enteróide com a ponta da micropipeta avançando o botão do eixo z usando um movimento lento preciso. A parede enteróide irá deprimir e estourar para trás uma vez que a ponta passa pela superfície enteróide, momento em que o avanço deve parar. Toque no pedal da bomba com um pé e encha o enteróide com a solução esverdeada de dextrano-FITC até que esteja ligeiramente expandido. Registre o número de bombas para calcular o volume bombeado e a concentração de dextrano. Retire a ponta da micropipeta após terminar a microinjeção e passe para o próximo enteróide. Com a prática, o processo pode correr bem.Se a ponta quebrar, substitua-a por outra micropipeta com um tamanho de ponta semelhante. Puxe volume suficiente de material injetado para todos os enteróides no mesmo grupo de exposição e troque a micropipeta entre os materiais injetados para evitar a contaminação cruzada. Coloque o prato enteróide injetado sob a cobertura para evitar a exposição à luz. Coleta e medição Dextran-FITCApós o procedimento de microinjeção, remova imediatamente o meio de cultura. Lave com meios de crescimento frescos 2x para remover qualquer dextran-FITC residual. Adicione mídia nova e registre o tempo como tempo 0 após a microinjeção.NOTA: Você pode precisar de uma segunda pessoa para realizar esta etapa sem interromper o processo de microinjeção. Coletar 200 μL de meio de cultura em um tubo de microfuga opaco de 0,5 mL e, em seguida, substituir o meio de cultura removido pelo mesmo volume de meio de crescimento fresco em microinjeções de 1 h, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h e 12 h.NOTA: O intervalo de tempo pode variar dependendo do experimento. Com uma exposição basolateral, o meio de substituição deve conter a exposição na mesma concentração. Armazenar os meios de cultura coletados a 4 °C e medir a concentração de dextrano dentro de 24 h. Armazene as sobras de mídia a -80 °C para outras análises. No final da coleta do meio de cultura, colha os enteróides para extração de RNA ou imagem, se necessário. Meça as concentrações de dextrano-FITC com um leitor de microplacas de fluorescência. Construir uma curva padrão para cada placa usando diluições seriadas e ajustando uma linha de regressão linear, conforme mostrado na Figura 4. Corrigir a absorvância para o volume removido de meio de cultura contendo dextran que foi substituído por meio de crescimento fresco sem dextran da seguinte forma: a remoção de 200 μL de 2 mL de meio de cultura é de 10% em volume.Absorbância corrigida a 2 h = (absorvância a 1 h x 10%) + absorbância medida a 2 hA absorvância do primeiro meio corrigido não precisa de correção. Em seguida, calcule a concentração de dextrano a partir do valor de absorbância corrigido usando a equação de curva padrão. Para normalização, divida a concentração de dextrano pelo número total de bombas para cada placa de Petri e, em seguida, multiplique pelo maior número total de bombas por prato.NOTA: Todas as exposições são realizadas em triplicados (três placas de Petri por exposição com 3-5 enteróides microinjetados por prato). Os valores médios dos triplicados são comparados entre as exposições usando o teste t de Student.

Representative Results

Estabelecemos uma linhagem celular enteróide a partir de tecido fetal de íleo doado seguindo protocolos modificados fornecidos por nossos colaboradores do Laboratório de Modelagem de Tecidos Translacionais da Universidade de Michigan12. A linhagem celular enteróide foi negativa para infecção por Mycoplasma . Os enteroides foram corados positivos para vilina, CDX2, lisozima, mucina, claudina, occludina e zónula-ocludeno 1 (Figura 5), confirmando sua origem epitelial do intestino delgado. Os enteroides foram microinjetados com 4 kDa dextrano-FITC a 5 mg/mL em PBS (Figura 6). As exposições testadas foram LPS em diferentes concentrações, 0,1 mg/mL e 0,5 mg/mL, misturadas com dextrano-FITC para exposição apical. Como controle positivo, utilizou-se EGTA 2 mM e adicionou-o ao meio de cultura às 4 h pós-microinjeção de dextrano. EGTA é um quelante de cálcio que aumenta a permeabilidade de junções apertadas. Os controles negativos foram microinjetados com dextrano-FITC apenas na PBS. Para a exposição basolateral, o meio de substituição para a coleta de meios de cultura seriada teve a mesma concentração da exposição (ou seja, EGTA de 2 mM). Os resultados mostram um claro aumento na concentração de dextrano em meios de cultura após a adição de EGTA em comparação com o controle negativo, PBS. A exposição apical do LPS induziu maior permeabilidade do dextran iniciando aproximadamente 8 h após a exposição de forma dependente da concentração (Figura 7). Figura 1: Configuração do microinjetor. A configuração inclui um microscópio estéreo, micromanipulador montado em um suporte magnético em uma placa de base de aço pesado, um suporte de micropipeta conectado a uma seringa com uma torneira de três vias e uma bomba pneumática. O fornecimento de ar de parede fornece a pressão do ar, que é regulada pela bomba para gerar um volume de bomba consistente. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 2: Suporte de micropipeta horizontal. Esta plataforma de plástico é projetada para segurar a micropipeta após a tração do tubo capilar de vidro para cortar a ponta. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 3: Posicionamento da micropipeta. Um ângulo de 35°-45° é ideal para injetar enteróides localizados no meio da placa de Petri. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 4: Curva padrão de Dextran. A curva foi construída com absorvância fluorescente de 10 diluições seriadas de dextrano em duplicatas. Uma linha de regressão linear foi ajustada para gerar uma equação de regressão. As barras de erro são SEM. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 5: Biomarcadores fluorescentes de enteróides. DAPI para coloração do núcleo é azul. Os seguintes biomarcadores são mostrados: (A) vilina, (B) CDX2, (C) lisozima, (D) mucina, (E) claudina, (F) oclusão e (G) zônula-oclusão 1. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 6: Enteróides em diferentes estágios . (A) Um enteróide com 7-10 dias de idade é pequeno e com uma parede espessa. (B) Um enteróide que está pronto para microinjeção com um tamanho grande, um lúmen e uma parede de pensamento, e (C) dextran-FITC fluorescente dentro de um enteróide 2 dias após a microinjeção. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 7: Permeabilidade do dextran-FITC pós-microinjeção . (A) Os níveis de dextrano medidos no meio foram maiores após a adição de EGTA em comparação com PBS. (B) O LPS microinjetado 0,5 mg/mL induziu maior vazamento de dextrano do lúmen enteróide para o meio do que o LPS microinjetado 0,1 mg/mL a partir das 8 h após a injeção. *p-valor < 0,05, as barras de erro são MEV, n = 3, um teste t de Student foi utilizado para calcular a significância. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

Este protocolo detalha o estabelecimento de enteroides a partir do tecido intestinal fetal, bem como a caracterização do modelo com coloração imunofluorescente e teste de permeabilidade epitelial. A permeabilidade dos enteroides foi testada por meio de uma técnica de microinjeção e medidas seriadas do curso temporal da concentração de dextran-FITC vazada no meio de cultura. A novidade desse protocolo é a exposição apical que mais se assemelha à fisiologia intestinal humana em comparação com a exposição basolateral nos meios de cultura7. Em estudos anteriores, Hill et al. utilizaram imagens seriadas e cálculo da intensidade de fluorescência ao longo do tempo16. Ares e col. expuseram a membrana basolateral de um modelo epitelial ao LPS e, em seguida, compararam o padrão de expressão gênica celular7. Em comparação, utilizamos a exposição apical dos reagentes testados e, em seguida, examinamos possíveis alterações na permeabilidade bruta medindo as concentrações seriadas de dextrano vazado no meio de cultura. Nosso método também permite a análise comparativa seriada de citocinas produzidas por células epiteliais em meios de cultura e expressão gênica por meio da coleta de mRNA celular. O LPS tem sido comumente utilizado para estudar lesões intestinais em modelos animais e in vitro, devido à sua capacidade de induzir permeabilidade e inflamação 7,17. Quando o LPS foi testado neste modelo, a permeabilidade epitelial foi diferenciada pela concentração de exposição. Este protocolo pode ser expandido para estudar outras patologias da doença usando diferentes materiais microinjetados e medidas de resultados.

As etapas críticas neste protocolo incluem o estabelecimento de enteróides a partir de tecidos intestinais fetais, a caracterização enteróide e a técnica de microinjeção. A integridade deste estudo depende de uma amostragem celular precisa. O uso de marcos anatômicos e vasos sanguíneos é útil para garantir a seleção de células do intestino delgado. Devido ao crescimento robusto e diferenciação de células-tronco intestinais fetais, um procedimento extenso para isolar as células-tronco de outras células epiteliais não é necessário. Após o estabelecimento dos enteróides, é importante confirmar as características do modelo por coloração para proteínas e marcadores celulares. Neste protocolo, os enteroides foram corados para enterócitos com vilina e CDX2, células de Paneth com lisozima e células caliciformes com mucina, todas as células encontradas no epitélio do intestino delgado18,19,20. Em contraste com as linhagens celulares únicas tradicionais que exibem um tipo de célula, os enteróides estabelecem todos os tipos de células a partir das células-tronco progenitoras intestinais8. A parte de coloração deste protocolo pode ser modificada para os marcadores celulares específicos de interesse. Crucial para a confiabilidade deste protocolo é a técnica de microinjeção. A consistência das pontas da micropipeta pode ser verificada medindo o volume por bomba usando a solução dextran-FITC e visualizando o diâmetro das pontas sob o microscópio. Devido ao risco de contaminação, a mesma micropipeta não pode ser usada para mais de uma exposição. Além disso, a forma e o crescimento dos enteróides podem ser influenciados pelo conteúdo de seus meios de crescimento. Descobrimos que os enteróides esféricos em vez de em forma de couve-flor forneceram melhores modelos para microinjeção. A forma esférica pode ser induzida por um maior fator Wnt no meio21.

Este protocolo depende em grande parte da habilidade do executante em microinjeção para reduzir variações, especialmente em medições sensíveis ao tempo. As variações podem ser minimizadas por ter o mesmo executor experiente com técnicas consistentes, usando a mesma origem celular para evitar a variação genética, testando na mesma passagem para remover o viés de maturidade e cultivando as células no mesmo tipo de meio para diferenciação celular semelhante. Os componentes dos meios de crescimento podem induzir diferenciação variável de células-tronco in vitro e não em um ambiente in vivo . Por exemplo, in vivo, a lisozima não é expressa até as semanas 22-24 do desenvolvimento gestacional, quando as células de Paneth se formam e se tornam funcionais22. No entanto, fomos capazes de detectar lisozima em nossos enteróides estabelecidos a partir de intestinos fetais de 10 semanas. Este método pode limitar o número de exposições testadas de uma só vez devido à alta habilidade técnica necessária para a microinjeção. O vazamento de dextrano do orifício de punção de microinjeção pode afetar a avaliação da permeabilidade. Para eliminar este efeito, as lavagens triplas imediatamente após a microinjeção são recomendadas para remover o dextrano residual do procedimento. A concentração de dextrano no meio deve ser medida de hora em hora por 4-6 h após a microinjeção. Experimentos com um aumento significativo na concentração de dextrano dentro de 2-4 h após a injeção devem ser excluídos da análise final.

Este método tem várias vantagens. Requer um custo mais baixo e menos recursos em comparação com as monocamadas derivadas de enteróides no transwell. Além disso, pode ser expandido para outras exposições, como bactérias vivas ou vírus, para estudar a interação inicial entre os micróbios intestinais e o epitélio. O lúmen fechado do enteroide pode manter um crescimento estável de bactérias vivas microinjetadas sem contaminação do meio de crescimento13. Ao contrário da monocamada exposta a meios de crescimento e oxigênio de incubação, o lúmen fechado é um espaço apertado e isolado. Um lúmen fechado não permite comunicação com o meio de crescimento e um teor de oxigênio luminal que é menor ao longo do tempo com o crescimento bacteriano vivo13.

O uso de tecido intestinal fetal retrata com maior precisão o epitélio intestinal de prematuros em comparação com células-tronco intestinais adultas ou modelos animais7. Além disso, a polaridade dos enteróides permite exposições e medidas apicais e basolaterais23. Os enteroides formam um lúmen fechado com menor concentração de oxigenação, que mais se aproxima da concentração de oxigenação dos intestinos24. Em contraste com protocolos tecnologicamente mais avançados16, o uso de medidas de meios grossos permite maior acessibilidade a essa técnica. O experimento demonstrou que o extravasamento epitelial pode ser induzido pela exposição apical ao LPS e é dependente da concentração. Uma vez que este método examina as mudanças na concentração vazada de dextrano, é útil para detectar alterações funcionais grosseiras em junções apertadas. A coleta de RNA mensageiro e o sequenciamento dos enteroides expostos e a análise de western blot podem complementar a análise das alterações funcionais grosseiras. Este modelo estuda a integridade do epitélio intestinal em um sistema que se assemelha muito ao ambiente prematuro e, portanto, pode ser usado para obter uma melhor compreensão das lesões intestinais prematuras e outras patologias da doença.

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos ao Dr. Ian Glass e ao pessoal do Laboratório de Pesquisa de Defeitos Congênitos da Universidade de Washington por compartilhar os tecidos fetais. Também agradecemos ao Dr. Michael Dame e ao Dr. Jason Spence no Laboratório de Modelagem de Tecidos Translacionais da Universidade de Michigan por seu apoio e orientação infinitos durante todo o processo.

Materials

Amphotericin 250 uL/mL Gibco 15-290-026
Anti-CDX-2 [CDX2-88] 0.5mL concentrated Mouse, IgG, monoclonal Biogenex MU392A-5UC
Anti-Claudin 2 antibody (ab53032) abcam ab53032
Anti-Claudin 3 antibody (ab15102) abcam ab15102
Anti-LYZ antibody produced in rabbit Millipore Sigma HPA066182-100UL
Anti-Mucin 2/MUC2 Antibody (F-2): sc-515032 Santa Cruz sc-515032
Anti-Villin, Clone VIL1/4107R 0.5mL concentrated Rabbit, IgG, monoclonal Biogenex NUA42-5UC
Bovine Serum Albumin (BSA) Millipore Sigma A8806
Cell culture plates, CytoOne 12-well non-treated plates  USA Scientific Inc 50-754-1395
Cell culture plates, CytoOne 6-well non-treated plates  USA Scientific Inc 50-754-1560
Centrifuge with 15 mL tube buckets Eppendorf  05-413-110
CHIR 99021 Tocris Bioscience 4423
Confocal microscope  Olympus FV1200 N/A Or a similar microscope
Conical centrifuge tubes, 15 ml Falcon 05-527-90
Cover glass for microscope slides Fisher Scientific 12-544-DP
Disposable scalpels Mopec 22-444-272
Dmidino-2-phenylindole (DAPI) Solution (1 mg/mL) Fisher Scientific 62248
Dulbecco's Phosphate-buffered Saline (DPBS, 1X) Fisher Scientific AAJ67802K2
Ethylene glycol-bis(β-aminoethyl ether)-N,N,N′,N′-tetraacetic acid tetrasodium salt (EGTA) Millipore Sigma E8145-10G
Fluorescein isothiocyanate dextran (Dextran-FITC) 4 kDa Millipore Sigma 46944
Fuorescence microplate reader Agilent BioTek Synergy HTX
Gentamicin 50 mg/mL Gibco 15-750-060
Glass capillary tubes, single-barrel borosilicate, 1×0.5mm, 6" (cut in half before pulling) A-M systems 626500
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor Plus 594 Fisher Scientific A32742
Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor Plus 488 Fisher Scientific A32731
Goat Serum Fisher Scientific 16210064
ImageJ software NIH N/A https://imagej.nih.gov/ij/download.html
IntestiCult Organoid Growth Medium (Human) Stem Cell  Technologies  06010
Lipopolysaccharides from Escherichia coli O111:B4 Millipore Sigma L4391-1MG
Magnetic stand World Precision Instruments  M10
Matrigel Basement Membrane Matrix, LDEV-free, 10 mL  Corning 354234  protein concentration > 9 mg/mL preferably
Micro forceps Fisher Scientific 13-820-078
Micro scissors Fisher Scientific 08-953-1B
Micromanipulator World Precision Instruments  M3301
Micropipette puller World Precision Instruments  SU-P1000 Or a similar equipment
Microscope slides Fisher Scientific 22-034486
Occludin Polyclonal Antibody Fisher Scientific  71-1500
Paraformaldehyde 32% aqueous solution ELECTRON MICROSCOPY SCIENCES RT 15714
Petri Dishes, 35×10 mm Fisher Scientific 150318
Petri Dishes, 60×15 mm Fisher Scientific 12-565-94
Phosphate Buffered Saline (PBS) Fisher Scientific 10010031
PicoPump foot switch World Precision Instruments 3260
Pipette tips, non-filtered, 1000 uL Fisher Scientific 21-402-47
Pipette tips, non-filtered, 20 uL Fisher Scientific 21-402-41
Pipette tips, non-filtered, 200 uL Fisher Scientific 21-236-54
Pneumatic PicoPump system World Precision Instruments SYS-PV820 or a similar picopump system
Primocin 50 mg/mL, 10×1 ml vial InvivoGen ant-pm-1
Steel base plate World Precision Instruments 5052
Stereo microscope Zeiss stemi 350 Or a similar microscope
ThermoSafe PolarPack Foam Bricks Sonoco 03-531-53
Triton X-100 Millipore Sigma T8787
Wall air supply N/A N/A
Y-27632 dihydrochloride Tocris Bioscience 1254
ZO-1 Polyclonal Antibody Fisher Scientific 61-7300
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Humberg, A., et al. Preterm birth and sustained inflammation: Consequences for the neonate. Seminars in Immunopathology. 42 (4), 451-468 (2020).
  2. Kim, J., Koo, B. K., Knoblich, J. A. Human organoids: Model systems for human biology and medicine. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 21 (10), 571-584 (2020).
  3. Pinto, D., Gregorieff, A., Begthel, H., Clevers, H. Canonical Wnt signals are essential for homeostasis of the intestinal epithelium. Genes & Development. 17 (14), 1709-1713 (2003).
  4. Barker, N., et al. Identification of stem cells in small intestine and colon by marker gene Lgr5. Nature. 449 (7165), 1003-1007 (2007).
  5. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
  6. Mahe, M. M., Sundaram, N., Watson, C. L., Shroyer, N. F., Helmrath, M. A. Establishment of human epithelial enteroids and colonoids from whole tissue and biopsy. Journal of Visualized Experiments. (97), e52483 (2015).
  7. Ares, G. J., Buonpane, C., Yuan, C., Wood, D., Hunter, C. J. A novel human epithelial enteroid model of necrotizing enterocolitis. Journal of Visualized Experiments. (146), e59194 (2019).
  8. Stewart, C. J., Estes, M. K., Ramani, S. Establishing human intestinal enteroid/organoid lines from preterm infant and adult tissue. Methods in Molecular Biology. 2121, 185-198 (2020).
  9. Finkbeiner, S. R., et al. Transcriptome-wide analysis reveals hallmarks of human intestine development and maturation in vitro and in vivo. Stem Cell Reports. 4 (6), 1140-1155 (2015).
  10. Senger, S., et al. Human fetal-derived enterospheres provide insights on intestinal development and a novel model to study necrotizing enterocolitis (NEC). Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 5 (4), 549-568 (2018).
  11. Alganabi, M., Lee, C., Bindi, E., Li, B., Pierro, A. Recent advances in understanding necrotizing enterocolitis. F1000 Research. 8, (2019).
  12. Dame, M. K., et al. Human colonic crypts in culture: Segregation of immunochemical markers in normal versus adenoma-derived. Laboratory Investigation. 94 (2), 222-234 (2014).
  13. Hill, D. R., et al. Bacterial colonization stimulates a complex physiological response in the immature human intestinal epithelium. eLife. 6, 29132 (2017).
  14. Tsai, Y. H., et al. A method for cryogenic preservation of human biopsy specimens and subsequent organoid culture. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 6 (2), 218-222 (2018).
  15. Su, K., Asbrock, N., Chu, V., Hoffmann, S., Hewitt, P. In Vitro Differentiation of Human iPS Cells Into Colon Organoids in Serum-Free Cell Culture Conditions. Technology Networks. , (2019).
  16. Hill, D. R., Huang, S., Tsai, Y. H., Spence, J. R., Young, V. B. Real-time measurement of epithelial barrier permeability in human intestinal organoids. Journal of Visualized Experiments. (130), e56960 (2017).
  17. Schoultz, I., Keita, A. V. The Intestinal Barrier and Current Techniques for the Assessment of Gut Permeability. Cells. 9 (8), 1909 (2020).
  18. Kumar, N., et al. The lineage-specific transcription factor CDX2 navigates dynamic chromatin to control distinct stages of intestine development. Development. 146 (5), (2019).
  19. Walker, R. W., Clemente, J. C., Peter, I., Loos, R. J. F. The prenatal gut microbiome: Are we colonized with bacteria in utero. Pediatric Obesity. 12, 3-17 (2017).
  20. Spence, J. R., et al. Directed differentiation of human pluripotent stem cells into intestinal tissue in vitro. Nature. 470 (7332), 105-109 (2011).
  21. Shin, W., et al. Spatiotemporal gradient and instability of Wnt induce heterogeneous growth and differentiation of human intestinal organoids. iScience. 23 (8), 101372 (2020).
  22. Lueschow, S. R., McElroy, S. J. The Paneth cell: The curator and defender of the immature small intestine. Frontiers in Immunology. 11, 587 (2020).
  23. In, J. G., Foulke-Abel, J., Clarke, E., Kovbasnjuk, O. Human colonoid monolayers to study interactions between pathogens, commensals, and host intestinal epithelium. Journal of Visualized Experiments. (146), e59357 (2019).
  24. Dheer, R., Young, V. B. Stem-cell-derived models: Tools for studying role of microbiota in intestinal homeostasis and disease. Current Opinion in Gastroenterology. 37 (1), 15-22 (2021).

Tags

Epithelial PermeabilityIn Vitro ModelPremature EpitheliumGut Luminal EnvironmentLeaky Gut DiseaseVascular LeakageOrganoid Growth MediumBasement Membrane MatrixEnteroid Growth MediaImmunofluorescence Staining

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Llerena, A., Urmi, S., Amin, J., Cha, B., Ho, T. T. Testing Epithelial Permeability in Fetal Tissue-Derived Enteroids. J. Vis. Exp. (184), e64108, doi:10.3791/64108 (2022).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image