Un metodo a basso costo per misurare la produttività primaria in situ delle comunità periphyton delle acque leniche

La produttività primaria è l’unico ingresso di carbonio autoctono nei sistemi acquatici che formano l’intero sistema rete alimentare¹. Pertanto, la stima accurata della produttività primaria è un passo essenziale verso la comprensione del funzionamento degli ecosistemi acquatici. Le zone costiere sono aree ad alta produttività primaria e biodiversità. Oltre al fitoplancton, si presume che il periphyton (di seguito denominato tappetini microbici) e le macroalghe contribuiscano in modo significativo alla produttività primaria nelle zone litorali². A causa del loro stile di vita sessile e della significativa eterogeneità spaziale, la quantificazione della produttività primaria non è banale.

La produttività primaria è guidata principalmente dall’intensità della luce, dalla temperatura, dalla disponibilità di nutrienti e dalla distribuzione delle specie ioniche del sistema carbonatico nelle rispettive profondità delle zone eufotiche ^3,4. La profondità influenza notevolmente la distribuzione spaziale dei tappeti microbici. Le comunità microbiche devono far fronte agli effetti negativi dell’elevata irradiazione e delle pronunciate variazioni stagionali di temperatura a basse profondità e con minore intensità luminosa a profondità maggiori. Oltre al gradiente di profondità, le interazioni trofiche dinamiche generano modelli spaziali multipli e complessi a diverse scale⁵. Questo sistema complesso è complicato da simulare in laboratorio. Il modo più accurato per dedurre l’attività metabolica dei singoli produttori primari dalle zone costiere è quello di impostare esperimenti in situ.

La metodologia introdotta in questo articolo si basa sul metodo tradizionale della camera ^2,6,7, insieme a una chiatta galleggiante a basso costo trasportabile e facile da costruire. Ciò consente la misurazione della produttività primaria a diverse profondità sotto lo spettro della luce naturale, la temperatura e la diversa distribuzione delle specie ioniche del sistema carbonatico con la profondità. Il metodo si basa sul principio dell’ossigeno in bottiglia chiaro contro scuro, che è stato impiegato per misurare la fotosintesi del fitoplancton 6 ed è ancora comunemente usato ^6,7. Confronta il tasso di variazione dell’ossigeno nelle bombole tenute alla luce (che include gli effetti della produttività primaria e della respirazione) con quelle tenute al buio (solo respirazione)⁸. Il metodo utilizza l’evoluzione dell’ossigeno (fotosintesi) come proxy per la produttività primaria. Le variabili misurate sono la produttività netta dell’ecosistema (NEP, come variazione della concentrazione di O 2 nel tempo in condizioni di luce) e la respirazione dell’ecosistema (RE, come variazione della concentrazione di O₂ nel tempo al buio). La produttività lorda dell’ecosistema (GEP) è il calcolo della differenza tra i due (Tabella 1). Il termine “ecosistema” è usato qui per indicare che il periphyton è composto da organismi autotrofi ed eterotrofi. Il miglioramento più significativo di questo metodo tradizionale a camera è l’utilizzo di sensori ottici ad ossigeno non invasivi e l’ottimizzazione di questo metodo principalmente planctonico per misurare la produttività primaria perifitica.

La tecnica è descritta nell’esempio di misurazione di tappeti microbici nella zona litorale di laghi post-minerari appena emersi nella Repubblica Ceca-Milada, Most e Medar. L’attività metabolica dei tappeti microbici viene determinata utilizzando la misurazione diretta in situ dei flussi di O₂ eseguita direttamente a profondità specifiche, dove le comunità studiate si verificano naturalmente. L’attività eterotrofica e fototrofica viene misurata in bottiglie di vetro chiuse dotate di sensori ottici di ossigeno non invasivi. Questi sensori rilevano la pressione parziale dell’ossigeno utilizzando la fluorescenza dei coloranti sensibili alla luce. Le bottiglie con tappetini microbici sono sospese e incubate su un dispositivo galleggiante alle profondità appropriate. La concentrazione di ossigeno all’interno delle bombole è stata misurata continuamente durante il periodo di luce diurna dalla piccola barca.

Campioni di tappeti microbici intatti vengono raccolti e collocati in bombole di incubazione a tenuta di gas a profondità designate dai subacquei. Ogni flacone è dotato di un microsensore ottico di ossigeno non invasivo, che monitora la produttività/consumo di O₂ nel tempo. Tutte le misurazioni vengono eseguite in cinque coppie di replica buio/luce in ogni profondità. La temperatura e le intensità della radiazione fotosinteticamente attiva (PHAR) vengono misurate alle rispettive profondità durante l’incubazione. Dopo 6 ore di incubazione in situ (ore diurne), le stuoie microbiche vengono raccolte dalle bottiglie ed essiccate. I flussi di O₂ sono normalizzati a biomassa microbica. Come controllo, i flussi vengono corretti per le variazioni della concentrazione di O2 in bottiglie separate a tenuta di gas chiaro e scuro (controlli in bianco) contenenti acqua di lago senza biomassa microbica del tappeto. Di seguito sono riportate istruzioni dettagliate per costruire la chiatta galleggiante ed eseguire l’intero esperimento passo dopo passo. Questo articolo presenta anche risultati rappresentativi delle misurazioni di tappeti microbici a due profondità (1 m e 2 m), con cinque repliche a ciascuna profondità. La temperatura effettiva e l’intensità della luce sono state misurate durante l’intero esperimento utilizzando datalogger.