Eine kostengünstige Methode zur Messung der In-situ-Primärproduktivität von Periphytongemeinschaften linsenförmiger Wässer

Die Primärproduktivität ist der einzige Eintrag von autochthonem Kohlenstoff in die aquatischen Systeme, die das gesamte Nahrungsnetz¹ bilden. Daher ist die genaue Schätzung der Primärproduktivität ein wesentlicher Schritt zum Verständnis der Funktionsweise aquatischer Ökosysteme. Küstenzonen sind Gebiete mit hoher Primärproduktivität und biologischer Vielfalt. Neben Phytoplankton wird angenommen, dass Periphyton (im Folgenden mikrobielle Matten genannt) und Makroalgen signifikant zur Primärproduktivität in den Küstenzonen^{beitragen 2}. Aufgrund ihrer sessilen Lebensweise und signifikanten räumlichen Heterogenität ist die Quantifizierung der Primärproduktivität nicht trivial.

Die Primärproduktivität wird hauptsächlich durch Lichtintensität, Temperatur, Verfügbarkeit von Nährstoffen und Verteilung der ionischen Spezies des Karbonatsystems in den jeweiligen Tiefen der euphotischen Zonen^{bestimmt 3,4}. Die Tiefe beeinflusst deutlich die räumliche Verteilung der mikrobiellen Matten. Mikrobielle Gemeinschaften müssen mit den negativen Auswirkungen hoher Einstrahlung und ausgeprägter saisonaler Temperaturschwankungen in geringer Tiefe und mit geringerer Lichtintensität in größeren Tiefen zurechtkommen. Zusätzlich zum Tiefengradienten erzeugen dynamische trophische Interaktionen multiple und komplexe räumliche Muster auf verschiedenen Skalen⁵. Dieses komplexe System lässt sich kompliziert im Labor simulieren. Der genaueste Weg, um die metabolische Aktivität einzelner Primärproduzenten aus Küstenzonen abzuleiten, ist der Aufbau von In-situ-Experimenten.

Die in diesem Papier vorgestellte Methodik basiert auf der traditionellen Kammermethode ^2,6,7 zusammen mit einem transportablen und einfach zu bauenden kostengünstigen schwimmenden Lastkahn. Dies ermöglicht die Messung der Primärproduktivität in verschiedenen Tiefen unter dem natürlichen Lichtspektrum, der Temperatur und der unterschiedlichen Verteilung der ionischen Spezies des Karbonatsystems mit der Tiefe. Die Methode basiert auf dem Prinzip des hellen versus dunklen Flaschensauerstoffs, der zuerst zur Messung der Phytoplankton-Photosynthese^{eingesetzt wurde 6} und immer noch häufig verwendet^{wird 6,7}. Es vergleicht die Änderungsrate des Sauerstoffs in Flaschen, die im Licht aufbewahrt werden (einschließlich der Auswirkungen der Primärproduktivität und Atmung), mit denen, die im Dunkeln gehalten werden (nur Atmung)⁸. Die Methode verwendet die Sauerstoffevolution (Photosynthese) als Proxy für die Primärproduktivität. Die gemessenen Größen sind die Netto-Ökosystemproduktivität (NEP, als Änderung der O2-Konzentration im Laufe der Zeit bei Lichtverhältnissen) und die Ökosystematmung (RE, als Änderung der_{O2-Konzentration} über die Zeit im Dunkeln). Die Bruttoökosystemproduktivität (GEP) ist die Berechnung der Differenz zwischen den beiden (Tabelle 1). Der Begriff “Ökosystem” wird hier verwendet, um zu bezeichnen, dass das Periphyton aus autotrophen und heterotrophen Organismen besteht. Die bedeutendste Verbesserung dieser traditionellen Kammermethode ist die Verwendung nichtinvasiver optischer Sauerstoffsensoren und die Optimierung dieser primär planktonischen Methode zur Messung der periphytischen Primärproduktivität.

Die Technik wird am Beispiel der Messung mikrobieller Matten in der Küstenzone neu entstandener Bergbaufolgeseen in der Tschechischen Republik – Milada, Most und Medar – beschrieben. Die metabolische Aktivität mikrobieller Matten wird durch direkte in situ Messung von_O2-Flüssen bestimmt, die direkt de bestimmten Tiefen durchgeführt wird, wo die untersuchten Gemeinschaften natürlich vorkommen. Die heterotrophe und phototrophe Aktivität wird in geschlossenen Glasflaschen gemessen, die mit nichtinvasiven optischen Sauerstoffsensoren ausgestattet sind. Diese Sensoren erfassen den Sauerstoffpartialdruck anhand der Fluoreszenz lichtempfindlicher Farbstoffe. Die Flaschen mit mikrobiellen Matten werden aufgehängt und auf einer schwimmenden Vorrichtung in den entsprechenden Tiefen inkubiert. Die Sauerstoffkonzentration in den Flaschen wurde während der Tageslichtperiode kontinuierlich von dem kleinen Boot aus gemessen.

Proben intakter mikrobieller Matten werden gesammelt und von Tauchern in gasdichte Inkubationsflaschen in bestimmten Tiefen gelegt. Jede Flasche ist mit einem nicht-invasiven optischen Sauerstoff-Mikrosensor ausgestattet, der die Produktivität/den Verbrauch von O₂ im Laufe der Zeit überwacht. Alle Messungen werden in fünf nachgebildeten Dunkel-Hell-Paaren in jeder Tiefe durchgeführt. Die Temperaturintensitäten und die Intensitäten der photosynthetisch aktiven Strahlung (PHAR) werden während der gesamten Inkubation in entsprechenden Tiefen gemessen. Nach 6 h In-situ-Inkubation (Tageslichtstunden) werden die mikrobiellen Matten aus den Flaschen geerntet und getrocknet. _O2-Flüsse werden zu mikrobieller Biomasse normalisiert. Als Kontrolle werden die Flussmittel um Änderungen der O2-Konzentration in getrennten hellen und dunklen gasdichten Flaschen (Blindkontrollen) korrigiert, die Seewasser ohne mikrobielle Mattenbiomasse enthalten. Im Folgenden finden Sie detaillierte Anweisungen zum Bau des schwimmenden Lastkahns und zur Durchführung des gesamten Experiments Schritt für Schritt. Diese Arbeit präsentiert auch repräsentative Ergebnisse aus den Messungen von mikrobiellen Matten in zwei Tiefen (1 m und 2 m) mit fünf Replikaten in jeder Tiefe. Die tatsächliche Temperatur und Lichtintensität wurden während des gesamten Experiments mit Datenloggern gemessen.