Summary

교란되지 않고 손상된 마우스 골격근에서 섬유 지방 형성 전구 세포 및 근육 줄기 세포의 FACS 분리 및 배양

Published: June 08, 2022
doi:

Summary

섬유-지방형성 전구세포(FAP)와 근육 줄기세포(MuSC)의 정확한 식별은 생리학적 및 병리학적 조건에서 생물학적 기능을 연구하는 데 중요합니다. 이 프로토콜은 성인 마우스 근육에서 FAP 및 MuSC의 분리, 정제 및 배양에 대한 지침을 제공합니다.

Abstract

섬유-지방형성 전구 세포(FAP)는 섬유원성, 지방형성성, 골인성 또는 연골성 계통을 따라 분화할 수 있는 골격근에 거주하는 중간엽 기질 세포(MSC)의 집단입니다. 근육 줄기 세포(MuSC)와 함께 FAP는 근육 항상성, 복구 및 재생에 중요한 역할을 하는 동시에 세포외 기질(ECM)을 적극적으로 유지 및 리모델링합니다. 만성 손상 및 근이영양증과 같은 병리학적 상태에서, FAP는 비정상적인 활성화를 거쳐 콜라겐-생성 섬유아세포 및 지방세포로 분화하여, 섬유증 및 근육내 지방 침윤을 유도한다. 따라서, FAP는 MuSC 회전율을 유지하고 조직 복구를 촉진하거나 골격근 조직의 완전성 및 기능을 손상시키는 섬유성 흉터 형성 및 이소성 지방 침윤에 기여함으로써 근육 재생에서 이중 역할을 한다. FAP 및 MuSC의 적절한 정제는 병리학적 조건뿐만 아니라 생리학적 조건에서 이들 세포의 생물학적 역할을 이해하기 위한 전제 조건이다. 여기에서는 형광 활성화 세포 분류 (FACS)를 사용하여 성인 마우스의 사지 근육으로부터 FAP 및 MuSC를 동시에 분리하기위한 표준화 된 방법을 설명합니다. 이 프로토콜은 전체 사지 근육 및 손상된 경골 전방 (TA) 근육에서 단핵 세포의 기계적 및 효소 적 해리를 자세히 설명합니다. FAP 및 MuSC는 순수 세포 집단을 얻기 위해 반자동 세포 분류기를 사용하여 연속적으로 분리됩니다. 또한 대기 및 활성화된 FAP 및 MuSC를 단독으로 또는 공동 배양 조건에서 배양하기 위한 최적화된 방법을 설명합니다.

Introduction

골격근은 성인 체중의 ~40%를 차지하는 신체에서 가장 큰 조직으로 자세 유지, 움직임 생성, 기초 에너지 대사 조절 및 체온1을 담당합니다. 골격근은 매우 역동적인 조직이며 기계적 스트레스, 대사 변화 및 일상적인 환경 요인과 같은 다양한 자극에 적응하는 놀라운 능력을 가지고 있습니다. 또한 골격근은 급성 손상에 반응하여 재생되어 형태와 기능을 완전히 회복시킵니다2. 골격근 가소성은 주로 근섬유 원형질막과 기저층 2,3 사이에 위치한 위성 세포라고도 하는 상주 근육 줄기 세포(MuSC) 집단에 의존합니다. 정상적인 조건에서 MuSC는 정지 상태로 근육 틈새에 상주하며 세포 회전율을 보상하고 줄기 세포 풀을 보충하기 위해 몇 개의 분할 만 있습니다4. 부상에 대한 반응으로 MuSC는 세포주기에 들어가 증식하며 새로운 근육 섬유의 형성에 기여하거나자가 재생 과정에서 틈새로 돌아갑니다 2,3. MuSC 외에도 골격근의 항상성 유지 및 재생은 섬유-지방형성 전구세포(FAP)5,6,7라고 하는 근육 상주 세포 집단의 지원에 의존합니다. FAP는 근육 결합 조직에 내재된 중간엽 기질 세포이며 섬유원성, 지방원성, 골인성 또는 연골성 계통 5,8,9,10을 따라 분화할 수 있습니다. FAP는 근육 줄기 세포 틈새에서 세포 외 기질 단백질의 공급원이기 때문에 MuSC에 대한 구조적 지원을 제공합니다. FAP는 또한 근형성 및 근육 성장에 대한 영양 지원을 제공하는 사이토카인및 성장 인자를 분비하여 골격근의 장기 유지를 촉진합니다6,11. 급성 근육 손상시, FAP는 빠르게 증식하여 재생 근육의 구조적 완전성을 지지하고 파라크린 방식으로 MuSCs 증식 및 분화를 유지하기 위한 유리한 환경을 제공하는 일시적인 틈새를 생성한다5. 재생이 진행됨에 따라 FAP는 세포 사멸에 의해 재생 근육에서 제거되고 그 수는 점차 기초 수준12로 돌아갑니다. 그러나, 만성 근육 손상을 선호하는 조건에서, FAP는 프로 세포 사멸 신호 전달을 무시하고 근육 틈새에 축적되어 콜라겐 생성 섬유 아세포 및 지방 세포로 분화하여 이소성 지방 침윤 및 섬유 성 흉터 형성을 유도한다12,13.

다분화능과 재생 능력으로 인해 FAP와 MuSC는 골격근 장애 치료를 위한 재생 의학의 잠재적 표적으로 확인되었습니다. 따라서, 이들의 기능 및 치료 잠재력을 조사하기 위해서는 FAP 및 MuSC의 분리 및 배양을 위한 효율적이고 재현 가능한 프로토콜을 수립하는 것이 중요하다.

형광 활성화 세포 분류(FACS)는 크기 및 입도와 같은 형태학적 특성을 기반으로 다양한 세포 집단을 식별할 수 있으며 세포 표면 마커에 대한 항체의 사용을 기반으로 세포 특이적 분리를 허용합니다. 성체 마우스에서 MuSC는 혈관 세포 접착 분자 1 (VCAM-1, CD106이라고도 함) 14,15 및 α7- 인테그린 15를 발현하는 반면, FAP는 혈소판 유래 성장 인자 수용체 α (PDGFRα) 및 줄기 세포 항원 1 (Sca1 또는 Ly6A / E) 5,6,9,12,16,17 . 여기에 설명된 프로토콜에서 MuSC는 CD31-/CD45-/Sca1-/VCAM-1+/α7-인테그린+로 식별된 반면, FAP는 CD31-/CD45-/Sca1+/VCAM-1-/α7-인테그린-으로 식별되었습니다. 대안적으로, PDGFRαEGFP 마우스를 사용하여 FAP를 CD31-/CD45-/PDGFRα+/VCAM-1-/α7-인테그린-이벤트18,19로 단리하였다. 또한 PDGFRα-GFP+ 세포의 형광 신호 간의 중첩을 표면 마커 Sca1로 식별된 세포와 비교했습니다. 우리의 분석은 모든 GFP-발현 세포가 Sca1에 대해서도 양성임을 보여주었으며, 이는 FAP의 식별 및 분리를 위해 두 접근법 중 하나를 사용할 수 있음을 나타냅니다. 마지막으로, 특이적 마커 항체로 염색하여 각 세포군의 순도를 확인하였다.

Protocol

수행된 모든 동물 실험은 국립 관절염, 근골격계 및 피부 질환 연구소(NIAMS)의 동물 관리 및 사용 위원회(ACUC)에서 승인한 기관 지침에 따라 수행되었습니다. 이 프로토콜을 수행하는 조사관은 현지 동물 윤리 지침을 준수해야합니다. 참고: 이 프로토콜은 성인 수컷 및 암컷 마우스(3-6개월)의 뒷다리 및 손상된 경골 전방(TA) 근육에서 FAP 및 MuSC를 분리하는 방법을 자세히 설명하?…

Representative Results

이 프로토콜은 야생형 성인 마우스(3-6개월)의 손상되지 않은 뒷다리로부터 약 100만 개의 FAP 및 최대 350,000개의 MuSC를 분리할 수 있게 하며, 이는 전체 이벤트의 FAP에 대해 8% 및 MuSC에 대해 3%의 수율에 해당합니다. 손상 후 7일 후에 손상된 TA로부터 세포를 분류할 때, 2 내지 3개의 TA 근육을 풀링하여 최대 300,000개의 FAP 및 120,000개의 MuSC를 얻으며, 이는 각각 11% 및 4%의 수율에 해당한다. 사후 정렬 순?…

Discussion

순수 성체 줄기 세포 집단의 식별 및 분리를 위한 효율적이고 재현 가능한 프로토콜을 수립하는 것은 그 기능을 이해하기 위한 첫 번째이자 가장 중요한 단계입니다. 분리된 FAP 및 MuSC는 근육 질환에 대한 잠재적인 치료법으로서 이식 실험에서 다중오믹스 분석을 수행하는 데 사용될 수 있거나 줄기 세포 치료에서 질병 모델링을 위해 유전적으로 변형될 수 있다.

여기에 설명…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

MuSC 격리에 대한 조언을 해주신 Tom Cheung (Hong Kong University of Science & Technology)에게 감사드립니다. 이 작업은 NIH 보조금 AR041126 및 AR041164를 통해 NIAMS-IRP에서 자금을 지원했습니다.

Materials

5 mL Polypropylene Round-Bottom Tube Falcon 352063
5 mL Polystyrene Round-Bottom Tube with Cell-Strainer Cap Falcon 352235
20 G BD Needle 1 in. single use, sterile BD Biosciences  305175
anti-Alpha 7 Integrin PE (clone:R2F2) (RatIgG2b) The University of British Columbia 53-0010-01
APC anti-mouse CD31 Antibody BioLegend 102510
APC anti-mouse CD45 Antibody BioLegend 103112
BD FACSMelody Cell Sorter BD Biosciences 
BD Luer-Lok tip control syringe, 10-mL BD Biosciences  309604
Biotin anti-mouse CD106 Antibody BioLegend 105703
C57BL/6J  mouse (Female and Male) The Jackson Laboratory 000664
B6.129S4-Pdgfratm11(EGFP)Sor/J mouse The Jackson Laboratory 007669
Corning BioCoat Collagen I 6-well Clear Flat Bottom TC-treated Multiwell Plate Corning 356400
Corning BioCoat Collagen I 12-well Clear Flat Bottom TC-treated Multiwell Plate Corning 356500
Corning BioCoat Collagen I 24-well Clear Flat Bottom TC-treated Multiwell Plate Corning 356408
DAPI Solution (1 mg/mL) ThermoFisher Scientific 62248
Disposable Aspirating Pipets, Polystyrene, Sterile VWR 414004-265
Donkey anti-Goat IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 ThermoFisher Scientific A-11055
Falcon 40 µm Cell Strainer, Blue, Sterile Corning 352340
Falcon 60 mm TC-treated Cell Culture Dish, Sterile Corning 353002
Falcon Centrifuge Tubes, Polypropylene, Sterile, Corning, 15-mL VWR 352196
Falcon Centrifuge Tubes, Polypropylene, Sterile, Corning, 50-mL Corning 352070
Falcon Round-Bottom Tubes, Polypropylene, Corning VWR 60819-728
Falcon Round-Bottom Tubes, Polystyrene, with 35um Cell Strainer Cap Corning VWR 21008-948
Fibroblast Growth Factor, Basic, Human, Recombinant (rhFGF, Basic) Promega G5071
FlowJo 10.8.1
Gibco Collagenase, Type II, powder ThermoFisher Scientific 17101015
Gibco Dispase, powder ThermoFisher Scientific 17105041
Gibco DMEM, high glucose, HEPES ThermoFisher Scientific 12430054
Gibco Fetal Bovine Serum, certified, United States ThermoFisher Scientific 16000044
Gibco Ham's F-10 Nutrient Mix ThermoFisher Scientific 11550043
Gibco Horse Serum, New Zealand origin ThermoFisher Scientific 16050122
Gibco PBS, pH 7.4 ThermoFisher Scientific 10010023
Gibco PBS (10x), pH 7.4 ThermoFisher Scientific 70011044
Gibco Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x) ThermoFisher Scientific 10378016
Goat anti-Mouse IgG1 cross-absorbed secondary antibody, Alexa Fluor 555 ThermoFisher Scientific A-21127
Hardened Fine Scissors Fine Science Tools Inc 14090-09
Invitrogen 7-AAD (7-Aminoactinomycin D) ThermoFisher Scientific A1310
Mouse PDGF R alpha Antibody R&D Systems AF1062
Normal Donkey Serum Fisher Scientific NC9624464
Normal Goat Serum ThermoFisher Scientific 31872
Pacific Blue anti-mouse Ly-6A/E (Sca 1) Antibody BioLegend 108120
Paraformaldehyde, 16% Fisher Scientific NCC0528893
Pax7 mono-clonal mouse antibody (IgG1) (supernatant) Developmental Study Hybridoma Bank N/A
PE/Cyanine7 Streptavidin BioLegend 405206
Student Vannas Spring Scissors Fine Science Tools Inc 91500-09
Student Dumont #5 Forceps Fine Science Tools Inc 91150-20
Triton X-100 Sigma-Aldrich T8787

Referências

  1. Baskin, K. K., Winders, B. R., Olson, E. N. Muscle as a "mediator" of systemic metabolism. Cell Metabolism. 21 (2), 237-248 (2015).
  2. Dumont, N. A., Bentzinger, C. F., Sincennes, M. C., Rudnicki, M. A. Satellite cells and skeletal muscle regeneration. Comprehensive Physiology. 5 (3), 1027-1059 (2015).
  3. Relaix, F., et al. Perspectives on skeletal muscle stem cells. Nature Communications. 12 (1), 692 (2021).
  4. Pawlikowski, B., Pulliam, C. J., Betta, N. D., Kardon, G., Olwin, B. B. Pervasive satellite cell contribution to uninjured adult muscle fibers. Skeletal Muscle. 5, 42 (2015).
  5. Joe, A. W. B., et al. Muscle injury activates resident fibro/adipogenic progenitors that facilitate myogenesis. Nature Cell Biology. 12 (2), 153-163 (2010).
  6. Wosczyna, M. N., et al. Mesenchymal stromal cells are required for regeneration and homeostatic maintenance of skeletal muscle. Cell Reports. 27 (7), 2029-2035 (2019).
  7. Theret, M., Rossi, F. M. V., Contreras, O. Evolving roles of muscle-resident fibro-adipogenic progenitors in health, regeneration, neuromuscular disorders, and aging. Frontiers in Physiology. 12, 673404 (2021).
  8. Uezumi, A., Fukada, S. I., Yamamoto, N., Takeda, S., Tsuchida, K. Mesenchymal progenitors distinct from satellite cells contribute to ectopic fat cell formation in skeletal muscle. Nature Cell Biology. 12 (2), 143-152 (2010).
  9. Wosczyna, M. N., Biswas, A. A., Cogswell, C. A., Goldhamer, D. J. Multipotent progenitors resident in the skeletal muscle interstitium exhibit robust BMP-dependent osteogenic activity and mediate heterotopic ossification. Journal of Bone and Mineral Research. 27 (5), 1004-1017 (2012).
  10. Eisner, C., et al. Murine tissue-resident PDGFRα+ fibro-adipogenic progenitors spontaneously acquire osteogenic phenotype in an altered inflammatory environment. Journal of Bone and Mineral Research. 35 (8), 1525-1534 (2020).
  11. Biferali, B., Proietti, D., Mozzetta, C., Madaro, L. Fibro-adipogenic progenitors cross-talk in skeletal muscle: The social network. Frontiers in Physiology. 10, 1074 (2019).
  12. Lemos, D. R., et al. Nilotinib reduces muscle fibrosis in chronic muscle injury by promoting TNF-mediated apoptosis of fibro/adipogenic progenitors. Nature Medicine. 21 (7), 786-794 (2015).
  13. Malecova, B., et al. Dynamics of cellular states of fibro-adipogenic progenitors during myogenesis and muscular dystrophy. Nature Communications. 9, 3670 (2018).
  14. Liu, L., Cheung, T. H., Charville, G. W., Rando, T. A. Isolation of skeletal muscle stem cells by fluorescence-activated cell sorting. Nature Protocols. 10 (10), 1612-1624 (2015).
  15. Maesner, C. C., Almada, A. E., Wagers, A. J. Established cell surface markers efficiently isolate highly overlapping populations of skeletal muscle satellite cells by fluorescence-activated cell sorting. Skeletal Muscle. 8, 6-35 (2016).
  16. Low, M., Eisner, C., Rossi, F. M. V. Fibro/adipogenic progenitors (FAPs): Isolation by FACS and culture. Methods and Protocols. 1556, 179-189 (2017).
  17. Judson, R. N., Low, M., Eisner, C., Rossi, F. M. V. Isolation, culture, and differentiation of fibro/adipogenic progenitors (FAPs) from skeletal muscle. Methods in Molecular Biology. 1668, 93-103 (2017).
  18. Hamilton, T. G., Klinghoffer, R. A., Corrin, P. D., Soriano, P. Evolutionary divergence of platelet-derived growth factor alpha receptor signaling mechanisms. Molecular and Cellular Biology. 23 (11), 4013-4025 (2003).
  19. Contreras, O., et al. Cross-talk between TGF-β and PDGFRα signaling pathways regulates the fate of stromal fibro-adipogenic progenitors. Journal of Cell Science. 132 (19), (2019).
  20. Holmes, C., Stanford, W. L. Concise review: Stem cell antigen-1: Expression, function, and enigma. Stem Cells. 25 (6), 1339-1347 (2007).
  21. Rodgers, J. T., Schroeder, M. D., Chanthia, M., Rando, T. A. HGFA Is an injury-regulated systemic factor that induces the transition of stem cells into GAlert. Cell Reports. 19 (3), 479-486 (2017).
  22. García-Prat, L., et al. FoxO maintains a genuine muscle stem-cell quiescent state until geriatric age. Nature Cell Biology. 22 (11), 1307-1318 (2020).
  23. Yamamoto, T., et al. Deterioration and variability of highly purified collagenase blends used in clinical islet isolation. Transplantation. 84 (8), 997-1002 (2007).
  24. Walls, P. L. L., et al. Quantifying the potential for bursting bubbles to damage suspended cells. Scientific Reports. 7 (1), 1-9 (2017).
  25. Kafadar, K. A., et al. Sca-1 expression is required for efficient remodeling of the extracellular matrix during skeletal muscle regeneration. Biologia do Desenvolvimento. 326 (1), 47-59 (2009).

Play Video

Citar este artigo
Riparini, G., Simone, J. M., Sartorelli, V. FACS-Isolation and Culture of Fibro-Adipogenic Progenitors and Muscle Stem Cells from Unperturbed and Injured Mouse Skeletal Muscle. J. Vis. Exp. (184), e63983, doi:10.3791/63983 (2022).

View Video