Summary

Antiretroviral behandling i oral kombination hos HIV-1-infekterade humaniserade möss

Published: October 06, 2022
doi:

Summary

Detta protokoll beskriver en ny metod för att leverera orala kombinations-antiretrovirala läkemedel som framgångsrikt undertrycker HIV-1 RNA-replikation hos humaniserade möss.

Abstract

Pandemin med humant immunbristvirus (HIV-1) fortsätter att spridas med oförminskad styrka över hela världen, och för närvarande finns det inget vaccin tillgängligt mot HIV. Även om kombinationsantiretroviral terapi (cART) har lyckats undertrycka viral replikation, kan den inte helt utrota reservoaren från HIV-infekterade individer. En säker och effektiv botstrategi för HIV-infektion kommer att kräva mångsidiga metoder, och därför är framstegen med djurmodeller för HIV-1-infektion avgörande för utvecklingen av HIV-botemedelsforskning. Humaniserade möss rekapitulerar viktiga funktioner i HIV-1-infektion. Den humaniserade musmodellen kan infekteras av HIV-1 och viral replikation kan kontrolleras med cART-regimer. Dessutom resulterar cART-avbrott i en snabb viral rebound hos humaniserade möss. Administrering av cART till djuret kan dock vara ineffektivt, svårt eller giftigt, och många kliniskt relevanta cART-regimer kan inte utnyttjas optimalt. Tillsammans med att vara potentiellt osäkra för forskare, inducerar administrering av cART genom ett vanligt intensivt dagligt injektionsförfarande stress genom fysisk fasthållning av djuret. Den nya orala cART-metoden för att behandla HIV-1-infekterade humaniserade möss som beskrivs i denna artikel resulterade i undertryckande av viremi under detektionsnivån, ökad hastighet av CD4 + -restaurering och förbättrad allmän hälsa hos HIV-1-infekterade humaniserade möss.

Introduction

Den förväntade livslängden för patienter med kroniskt humant immunbristvirus (HIV)-infekterade individer har förbättrats avsevärt med antiretroviral kombinationsbehandling (cART)1,2. cART minskar framgångsrikt HIV-1-replikationen och ökar antalet CD4 + T-celler till normalitet hos majoriteten av HIV-1 kroniskt infekterade deltagare3, vilket resulterar i förbättrad allmän hälsa och dramatiskt minskad sjukdomsprogression4. Den latenta HIV-1-reservoaren etableras dock även när ART initieras under akut infektion 5,6,7. Reservoarer kvarstår under flera år under ART och snabb viral återhämtning efter ART-avbrott är väldokumenterad 8,9. Personer som lever med HIV på ART är också predisponerade för en högre risk för comorbiditeter som hjärt-kärlsjukdom, cancer och neurostörningar10,11,12. Därför behövs ett funktionellt botemedel mot hiv. Djurmodeller för HIV-1-infektion erbjuder uppenbara fördelar när det gäller att utveckla och validera nya HIV-botemedelsstrategier13,14,15. Humaniserade möss, som en liten djurmodell, kan ge multilineage mänsklig immuncellsrekonstitution i olika vävnader, vilket möjliggör en noggrann studie av HIV-infektion16,17,18,19. Bland humaniserade modeller rekapitulerar den humaniserade benmärgs-lever-tymus (BLT) -modellen framgångsrikt kronisk HIV-1-infektion samt funktionella mänskliga immunsvar mot HIV-1-infektion 20,21,22,23,24. Därför har den humaniserade BLT-musmodellen använts i stor utsträckning för att undersöka olika aspekter inom HIV-forskningsområdet. Humaniserade BLT-möss är inte bara väletablerade modeller för rekapitulation av ihållande HIV-1-infektion och patogenes, utan också följdverktyg för utvärdering av cellterapibaserade interventionsstrategier. De nuvarande författarna och andra har visat att den humaniserade BLT-mössmodellen rekapitulerar ihållande HIV-1-infektion och patogenes 25,26,27 och ger verktyg för att utvärdera cellterapibaserade interventionsstrategier 28,29,30,31,32,33.

cART-regimer som består av kombinationer av antiretrovirala läkemedel som dagligen undertrycker HIV-1-replikation till den grad att virusbelastningen hos framgångsrikt behandlade individer förblir omöjlig att upptäcka på lång sikt34. Resultaten av behandling av HIV-infekterade humaniserade möss med kliniskt relevanta cART-regimer liknar de som observerats hos HIV-1-infekterade ART-behandlade individer22: HIV-1-nivåer undertrycks under gränserna för detektion och avbrott av cART resulterar i en rebound av HIV-replikation från den latenta reservoaren35. Subkutan (SC)27,36,37 eller intraperitoneal (IP)37,38,39 injektion är den väg som vanligtvis används för cART-behandling hos humaniserade möss. Intensiv daglig injektion inducerar dock stress för djur genom fysisk fasthållning40. Det är också arbetskrävande och potentiellt osäkra för forskare på grund av ökad exponering för HIV när de använder vassa föremål. Oral administrering är idealisk för att efterlikna absorption, distribution och utsöndring av cART-läkemedel som tas av HIV-1-infekterade individer. Oral administrering innebär vanligtvis anpassade och ofta mödosamma procedurer för att sätta de antiretrovirala läkemedlen i steriliserad (nödvändig på grund av mössens immunbrist) mat 24,37,41 eller vatten 42,43,44,45,46 , som kan eller inte kan vara kemiskt kompatibla med många antiretrovirala läkemedel, eller resultera i något som mössen inte lätt skulle äta eller dricka (vilket skulle påverka dos- och läkemedelsnivåerna i kroppen). Den nya perorala cART-administreringsmetoden som föreslås här överträffar tidigare leveransförsök på grund av dess kompatibilitet med olika typer av antiretrovirala läkemedel, säkerhet och enkel beredning och administrering och minskning av djurstress och ångest till följd av den dagliga injektionen.

Tenofovirdisoproxilfumarat (TDF), Elvitegravir (ELV) och Raltegravir (RAL) är dåligt vattenlösliga läkemedel. Intressant nog observeras ökad biotillgänglighet av TDF med feta livsmedel, vilket tyder på att konkurrenskraftig hämning av lipaser av fet mat kan ge ett visst skydd för TDF47. Därför valdes DietGel Boost-koppar för att ersätta vanlig gnagare chow som leveransmetod baserat på deras blygsamma fettinnehåll (20,3 g per 100 g) jämfört med vanlig gnagare chow (10 g per 100 g) och en typisk musrik diet med hög fetthalt (40-60 g per 100 g)48. Den totala vikten av en kopp är 75 g; Således kommer varje kopp att innehålla mängden mat, och därför läkemedel, tillräckligt för fem möss över 3 dagar.

Protocol

Anonymiserad mänsklig fostervävnad förvärvades kommersiellt. Djurförsök utfördes enligt protokoll som godkänts av University of California, Los Angeles och (UCLA) Animal Research Committee (ARC) i enlighet med alla federala, statliga och lokala riktlinjer. Specifikt utfördes alla experiment i enlighet med rekommendationerna och riktlinjerna för boende och vård av laboratoriedjur från National Institutes of Health (NIH) och Association for the Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care (AALAC) Inte…

Representative Results

Förutsatt att en genomsnittlig mus som väger 25 g konsumerar 4 g mat per dag, motsvarar den dagliga läkemedelsdosen genom oralt intag 2,88 mg/kg TFV, 83 mg/kg FTC och 768 mg/kg RAL. För att testa om den optimerade matregimen är giftig och påverkar den allmänna hälsan jämfört med daglig injektion av cART övervakades mössens vikt varje vecka före och under cART genom oral eller subkutan injektion. Det fanns inga signifikanta viktskillnader före administrering av cART i varje grupp (figur …

Discussion

En oral cART-administreringsmetod utvecklas här för HIV-1-infekterade humaniserade möss genom att kombinera tre antiretrovirala läkemedel inom livsmedel med hög näringshalt. Jämfört med administrering genom dagliga injektioner är oral leverans lättare att använda, begränsar administreringsfrekvensen, minskar djurhanteringen, minimerar stress och förbättrar säkerheten55. Fram till denna punkt har endast ett fåtal studier på humaniserade möss 24,37,41 använt matpellets som innehå…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi vill tacka Drs. Romas Geleziunas och Jeff Murry och folket på Gilead för att tillhandahålla de antiretrovirala läkemedel som används i denna studie. Detta arbete finansierades av NCI 1R01CA239261-01 (till Kitchen), NIH Grants P30AI28697 (UCLA CFAR Virology Core, Gene and Cell Therapy Core och Humanized Mouse Core), U19AI149504 (PI: Kitchen & Chen), CIRM DISC2-10748, NIDA R01DA-52841 (till Zhen), NIAID R2120200174 (PI: Xie & Zhen), IRACDA K12 GM106996 (Carrillo). Detta arbete stöddes också av UCLA AIDS Institute, James B. Pendleton Charitable Trust och McCarthy Family Foundation.

Materials

60 mm petri dish Thermo Scientific Nunc 150288 For aliquoting ART food
APC anti-human CD8 Antibody Biolegend 344722 For flow cytometry
BD LSRFortessa BD biosciences For flow data collection
CD34 microbeads Miltenyi Biotec 130-046-702 For NSG-BLT mice generation
Centrifuge tubes Falcon 14-432-22 For dissolving ART
DietGel Boost ClearH2O 72-04-5022 For making ART food
Elvitegravir Gilead Gifted from Gilead
Emtricitabine Gilead Gifted from Gilead
FITC anti-human CD3 Antibody Biolegend 317306 For flow cytometry
Flowjo software FlowJo For flow cytometry data analysis
HIV-1 forward primer: 5′-CAATGGCAGCAATTTCACCA-3′; IDT Customized For viral load RT-PCR
HIV-1 probe: 5′-[6-FAM]CCCACCAACAGGCGGCCT
TAACTG [Tamra-Q]-3′;
IDT Customized For viral load RT-PCR
HIV-1 reverse primer: 5′-GAATGCCAAATTCCTGCTTGA-3′; IDT Customized For viral load RT-PCR
Human fetal tissue Advanced Bioscience Resources, Inc
Mice, strain NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ The Jackson Laboratory 5557 For constructing the humanized mice
Pacific Blue anti-human CD45 Biolegend 304022 For flow cytometry
PerCP anti-human CD4 Antibody Biolegend 300528 For flow cytometry
QIAamp Viral RNA Kits Qiagen  52904 For measuring viral load
Raltegravir Merck Gifted from Merck
Sterile cell scrapers Thermo Scientific 179693 For aliquoting ART food
TaqMan RNA-To-Ct 1-Step Kit Applied Biosystems 4392653 For plasma viral load detection
Tenofovir disoproxil fumarate Gilead Gifted from Gilead
Trimethoprim-Sulfamethoxazole Pharmaceutical Associates NDC 0121-0854-16 For keeping ART food sterile. Each 5mL teaspoon contains
200 mg Sulfamethoxazole, USP
40 mg Trimethoprim, USP
NMT 0.5% Alcohol

Referências

  1. Antiretroviral Therapy Cohort Collaboration. Life expectancy of individuals on combination antiretroviral therapy in high-income countries: a collaborative analysis of 14 cohort studies. Lancet. 372 (9635), 293-299 (2008).
  2. May, M. T., et al. Impact on life expectancy of HIV-1 positive individuals of CD4+ cell count and viral load response to antiretroviral therapy. AIDS. 28 (8), 1193-1202 (2014).
  3. Autran, B., et al. Positive effects of combined antiretroviral therapy on CD4+ T cell homeostasis and function in advanced HIV disease. Science. 277 (5322), 112-116 (1997).
  4. Palella, F. J., et al. Declining morbidity and mortality among patients with advanced human immunodeficiency virus infection. HIV outpatient study investigators. The New England Journal of Medicine. 338 (13), 853-860 (1998).
  5. Finzi, D., et al. Identification of a reservoir for HIV-1 in patients on highly active antiretroviral therapy. Science. 278 (5341), 1295-1300 (1997).
  6. Ananworanich, J., Dube, K., Chomont, N. How does the timing of antiretroviral therapy initiation in acute infection affect HIV reservoirs. Current Opinion in HIV and AIDS. 10 (1), 18-28 (2015).
  7. Whitney, J. B., et al. Rapid seeding of the viral reservoir prior to SIV viraemia in rhesus monkeys. Nature. 512 (7512), 74-77 (2014).
  8. Siliciano, J. D., et al. Long-term follow-up studies confirm the stability of the latent reservoir for HIV-1 in resting CD4 T cells. Nature Medicine. 9 (6), 727-728 (2003).
  9. Chun, T. W., Moir, S., Fauci, A. S. HIV reservoirs as obstacles and opportunities for an HIV cure. Nature Immunology. 16 (6), 584-589 (2015).
  10. Brothers, T. D., et al. Frailty in people aging with human immunodeficiency virus (HIV) infection. Journal of Infectious Disease. 210 (8), 1170-1179 (2014).
  11. D. A. D. Study Group. Use of nucleoside reverse transcriptase inhibitors and risk of myocardial infarction in HIV-infected patients enrolled in the D:A:D study: a multi-cohort collaboration. Lancet. 371 (9622), 1417-1426 (2008).
  12. Schouten, J., et al. Cross-sectional comparison of the prevalence of age-associated comorbidities and their risk factors between HIV-infected and uninfected individuals: the AGEhIV cohort study. Clinical Infectious Diseases. 59 (12), 1787-1797 (2014).
  13. Policicchio, B. B., Pandrea, I., Apetrei, C. Animal models for HIV cure research. Frontiers in Immunology. 7, 12 (2016).
  14. Hessell, A. J., Haigwood, N. L. Animal models in HIV-1 protection and therapy. Current Opinion in HIV and AIDS. 10 (3), 170-176 (2015).
  15. Ambrose, Z., KewalRamani, V. N., Bieniasz, P. D., Hatziioannou, T. HIV/AIDS: in search of an animal model. Trends in Biotechnology. 25 (8), 333-337 (2007).
  16. Melkus, M. W., et al. Humanized mice mount specific adaptive and innate immune responses to EBV and TSST-1. Nature Medicine. 12 (11), 1316 (2006).
  17. Lan, P., Tonomura, N., Shimizu, A., Wang, S., Yang, Y. G. Reconstitution of a functional human immune system in immunodeficient mice through combined human fetal thymus/liver and CD34+ cell transplantation. Blood. 108 (2), 487-492 (2006).
  18. Wege, A. K., Melkus, M. W., Denton, P. W., Estes, J. D., Garcia, J. V. Functional and phenotypic characterization of the humanized BLT mouse model. Current Topics in Microbiology and Immunology. 324, 149-165 (2008).
  19. Garcia, J. V. In vivo platforms for analysis of HIV persistence and eradication. The Journal of Clinical Investigation. 126 (2), 424-431 (2016).
  20. Carrillo, M. A., Zhen, A., Kitchen, S. G. The use of the humanized mouse model in gene therapy and immunotherapy for HIV and cancer. Frontiers in Immunology. 9, 746 (2018).
  21. Abeynaike, S., Paust, S. Humanized mice for the evaluation of novel HIV-1 therapies. Frontiers in Immunology. 12, 636775 (2021).
  22. Marsden, M. D., Zack, J. A. Humanized mouse models for human immunodeficiency virus infection. Annual Review of Virology. 4 (1), 393-412 (2017).
  23. Brainard, D. M., et al. Induction of robust cellular and humoral virus-specific adaptive immune responses in human immunodeficiency virus-infected humanized BLT mice. Journal of Virology. 83 (14), 7305-7321 (2009).
  24. Nischang, M., et al. Humanized mice recapitulate key features of HIV-1 infection: a novel concept using long-acting anti-retroviral drugs for treating HIV-1. PLoS One. 7 (6), 38853 (2012).
  25. Garcia-Beltran, W. F., et al. Innate immune reconstitution in humanized bone marrow-liver-thymus (HuBLT) mice governs adaptive cellular immune function and responses to HIV-1 infection. Frontiers in Immunology. 12, 667393 (2021).
  26. Cheng, L., et al. Blocking type I interferon signaling enhances T cell recovery and reduces HIV-1 reservoirs. The Journal of Clinical Investigation. 127 (1), 269-279 (2017).
  27. Zhen, A., et al. Targeting type I interferon-mediated activation restores immune function in chronic HIV infection. The Journal of Clinical Investigation. 127 (1), 260-268 (2017).
  28. Khamaikawin, W., et al. Modeling anti-HIV-1 HSPC-based gene therapy in humanized mice previously infected with HIV-1. Molecular Therapy Methods & Clinical Development. 9, 23-32 (2018).
  29. Kitchen, S. G., et al. Engineering antigen-specific T cells from genetically modified human hematopoietic stem cells in immunodeficient mice. PLoS One. 4 (12), 8208 (2009).
  30. Zhen, A., et al. Robust CAR-T memory formation and function via hematopoietic stem cell delivery. PLoS Pathogens. 17 (4), 1009404 (2021).
  31. Zhen, A., et al. HIV-specific immunity derived from chimeric antigen receptor-engineered stem cells. Molecular Therapy. 23 (8), 1358-1367 (2015).
  32. Zhen, A., Kitchen, S. Stem-cell-based gene therapy for HIV infection. Viruses. 6 (1), 1-12 (2013).
  33. Mu, W., Carrillo, M. A., Kitchen, S. G. Engineering CAR T cells to target the hiv reservoir. Frontiers in Celluar and Infection Microbiology. 10, 410 (2020).
  34. Arts, E. J., Hazuda, D. J. HIV-1 antiretroviral drug therapy. Cold Spring Harbour Perspectives in Medicine. 2 (4), 007161 (2012).
  35. Denton, P. W., et al. Generation of HIV latency in humanized BLT mice. Journal of Virology. 86 (1), 630-634 (2012).
  36. Kovarova, M., et al. A long-acting formulation of the integrase inhibitor raltegravir protects humanized BLT mice from repeated high-dose vaginal HIV challenges. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 71 (6), 1586-1596 (2016).
  37. Lavender, K. J., et al. An advanced BLT-humanized mouse model for extended HIV-1 cure studies. AIDS. 32 (1), 1-10 (2018).
  38. Denton, P. W., et al. Targeted cytotoxic therapy kills persisting HIV infected cells during ART. PLoS Pathogens. 10 (1), 1003872 (2014).
  39. Marsden, M. D., et al. In vivo activation of latent HIV with a synthetic bryostatin analog effects both latent cell "kick" and "kill" in strategy for virus eradication. PLoS Pathogens. 13 (9), 1006575 (2017).
  40. Stuart, S. A., Robinson, E. S. Reducing the stress of drug administration: implications for the 3Rs. Science Report. 5, 14288 (2015).
  41. Halper-Stromberg, A., et al. Broadly neutralizing antibodies and viral inducers decrease rebound from HIV-1 latent reservoirs in humanized mice. Cell. 158 (5), 989-999 (2014).
  42. Daskou, M., et al. ApoA-I mimetics reduce systemic and gut inflammation in chronic treated HIV. PLoS Pathogens. 18 (1), 1010160 (2022).
  43. Mu, W., et al. Apolipoprotein A-I mimetics attenuate macrophage activation in chronic treated HIV. AIDS. 35 (4), 543-553 (2021).
  44. Daskou, M., et al. ApoA-I mimetics favorably impact cyclooxygenase 2 and bioactive lipids that may contribute to cardiometabolic syndrome in chronic treated HIV. Metabolism. 124, 154888 (2021).
  45. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational antiretroviral therapy. Journal of Virology. 92 (7), 02118 (2018).
  46. Llewellyn, G. N., et al. Humanized mouse model of HIV-1 latency with enrichment of latent virus in PD-1(+) and TIGIT(+) CD4 T cells. Journal of Virology. 93 (10), 02086 (2019).
  47. Kearney, B. P., Flaherty, J. F., Shah, J. Tenofovir disoproxil fumarate: clinical pharmacology and pharmacokinetics. Clinical Pharmacokinetics. 43 (9), 595-612 (2004).
  48. Speakman, J. R. Use of high-fat diets to study rodent obesity as a model of human obesity. International Journal of Obesity (Lond). 43 (8), 1491-1492 (2019).
  49. Zhen, A., et al. Stem-cell based engineered immunity against HIV infection in the humanized mouse model. Journal of Visualized Experiments. (113), e54048 (2016).
  50. Mopin, A., Driss, V., Brinster, C. A detailed protocol for characterizing the murine C1498 cell line and its associated leukemia mouse model. Journal of Visualized Experiments. (116), e54270 (2016).
  51. Steel, C. D., Stephens, A. L., Hahto, S. M., Singletary, S. J., Ciavarra, R. P. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Animal (NY). 37 (1), 26-32 (2008).
  52. Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Lab Animal (NY). 40 (5), 155-160 (2011).
  53. Shimizu, S., et al. A highly efficient short hairpin RNA potently down-regulates CCR5 expression in systemic lymphoid organs in the hu-BLT mouse model. Blood. 115 (8), 1534-1544 (2010).
  54. Ladinsky, M. S., et al. Mechanisms of virus dissemination in bone marrow of HIV-1-infected humanized BLT mice. Elife. 8, 46916 (2019).
  55. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
  56. Lamorde, M., et al. Effect of food on the steady-state pharmacokinetics of tenofovir and emtricitabine plus efavirenz in Ugandan adults. AIDS Research and Treatment. 2012, 105980 (2012).
  57. Watkins, M. E., et al. Development of a novel formulation that improves preclinical bioavailability of tenofovir disoproxil fumarate. Journal of Pharmaceutical Sciences. 106 (3), 906-919 (2017).
  58. Moccia, K. D., Olsen, C. H., Mitchell, J. M., Landauer, M. R. Evaluation of hydration and nutritional gels as supportive care after total-body irradiation in mice (Mus musculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (3), 323-328 (2010).
  59. Nair, A. B., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. Journal of Basic and Clinical Pharmacy. 7 (2), 27-31 (2016).
  60. Santos, N. C., Figueira-Coelho, J., Martins-Silva, J., Saldanha, C. Multidisciplinary utilization of dimethyl sulfoxide: pharmacological, cellular, and molecular aspects. Biochemical Pharmacology. 65 (7), 1035-1041 (2003).
  61. Kolb, K. H., Jaenicke, G., Kramer, M., Schulze, P. E. Absorption, distribution and elimination of labeled dimethyl sulfoxide in man and animals. Annals of the New York Academy of Sciences. 141 (1), 85-95 (1967).
  62. Yellowlees, P., Greenfield, C., McIntyre, N. Dimethylsulphoxide-incuded toxicity. Lancet. 2 (8202), 1004-1006 (1980).
  63. Swanson, B. N. Medical use of dimethyl sulfoxide (DMSO). Reviews in Clinical & Basic Pharmacology. 5 (1-2), 1-33 (1985).
check_url/pt/63696?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Mu, W., Zhen, A., Carrillo, M. A., Rezek, V., Martin, H., Lizarraga, M., Kitchen, S. Oral Combinational Antiretroviral Treatment in HIV-1 Infected Humanized Mice. J. Vis. Exp. (188), e63696, doi:10.3791/63696 (2022).

View Video