Summary

Пероральное комбинированное антиретровирусное лечение у ВИЧ-1 инфицированных гуманизированных мышей

Published: October 06, 2022
doi:

Summary

Этот протокол описывает новый метод доставки пероральных комбинированных антиретровирусных препаратов, которые успешно подавляют репликацию РНК ВИЧ-1 у гуманизированных мышей.

Abstract

Пандемия вируса иммунодефицита человека (ВИЧ-1) продолжает распространяться во всем мире, и в настоящее время нет вакцины против ВИЧ. Хотя комбинированная антиретровирусная терапия (кАРТ) была успешной в подавлении репликации вируса, она не может полностью уничтожить резервуар у ВИЧ-инфицированных людей. Безопасная и эффективная стратегия лечения ВИЧ-инфекции потребует многосторонних методов, и поэтому достижения животных моделей инфекции ВИЧ-1 имеют решающее значение для развития исследований в области лечения ВИЧ. Гуманизированные мыши резюмируют ключевые особенности инфекции ВИЧ-1. Гуманизированная модель мыши может быть инфицирована ВИЧ-1, а репликация вируса может контролироваться с помощью схем cART. Кроме того, прерывание cART приводит к быстрому вирусному отскоку у гуманизированных мышей. Тем не менее, введение кАРТ животному может быть неэффективным, трудным или токсичным, и многие клинически значимые схемы кАРТ не могут быть оптимально использованы. Наряду с потенциальной небезопасностью для исследователей, введение кАРТ обычно используемой интенсивной ежедневной процедурой инъекций вызывает стресс из-за физического сдерживания животного. Новый пероральный метод cART для лечения ВИЧ-1-инфицированных гуманизированных мышей, описанный в этой статье, привел к подавлению вирусемии ниже уровня обнаружения, увеличению скорости восстановления CD4 + и улучшению общего состояния здоровья у ВИЧ-1 инфицированных гуманизированных мышей.

Introduction

Ожидаемая продолжительность жизни лиц, инфицированных хроническим вирусом иммунодефицита человека (ВИЧ), значительно улучшилась при комбинированном антиретровирусном лечении (кАРТ)1,2. cART успешно снижает репликацию ВИЧ-1 и увеличивает количество CD4+ Т-клеток до нормального состояния у большинства ВИЧ-1 хронически инфицированных участников3, что приводит к улучшению общего состояния здоровья и резкому снижению прогрессирования заболевания4. Однако латентный резервуар ВИЧ-1 устанавливается даже тогда, когда АРТ инициируется во время острой инфекции 5,6,7. Резервуары сохраняются в течение многих лет во время АРТ, а быстрый вирусный отскок после прерывания АРТ хорошо документирован 8,9. Люди, живущие с ВИЧ на АРТ, также предрасположены к более высокому риску сопутствующих заболеваний, таких как сердечно-сосудистые заболевания, рак и нервные расстройства 10,11,12. Поэтому необходимо функциональное лекарство от ВИЧ. Животные модели для инфекции ВИЧ-1 предлагают очевидные преимущества в разработке и проверке новых стратегий лечения ВИЧ 13,14,15. Гуманизированные мыши, как модель на небольших животных, могут обеспечить многолинейное восстановление иммунных клеток человека в различных тканях, что позволяет проводить тщательное изучение ВИЧ-инфекции 16,17,18,19. Среди гуманизированных моделей гуманизированная модель костного мозга-печени-тимуса (BLT) успешно рекапитулирует хроническую инфекцию ВИЧ-1, а также функциональные иммунные реакции человека на инфекцию ВИЧ-1 20,21,22,23,24. Поэтому гуманизированная модель мыши BLT широко используется для изучения различных аспектов в области исследований ВИЧ. Гуманизированные мыши BLT являются не только хорошо зарекомендовавшими себя моделями для рекапитуляции персистирующей инфекции ВИЧ-1 и патогенеза, но и последовательными инструментами для оценки стратегий вмешательства на основе клеточной терапии. Нынешние авторы и другие продемонстрировали, что гуманизированная модель мышей BLT рекапитулирует персистирующую инфекцию ВИЧ-1 и патогенез 25,26,27 и предоставляет инструменты для оценки стратегий вмешательства на основе клеточной терапии 28,29,30,31,32,33.

Схемы cART, состоящие из комбинаций антиретровирусных препаратов, которые ежедневно принимаются, подавляют репликацию ВИЧ-1 до такой степени, что вирусная нагрузка у успешно пролеченных лиц остается неопределяемой в течение длительноговремени 34. Результаты лечения ВИЧ-инфицированных гуманизированных мышей клинически значимыми схемами кАРТ аналогичны тем, которые наблюдались у ВИЧ-1 инфицированных АРТ лиц22: уровни ВИЧ-1 подавляются ниже пределов обнаружения, а прерывание кАРТ приводит к отскоку репликации ВИЧ из латентного резервуара35. Подкожная (SC)27,36,37 или внутрибрюшинная (IP)37,38,39 инъекция является маршрутом, обычно используемым для лечения кАРТ у гуманизированных мышей. Однако интенсивная ежедневная инъекция вызывает стресс у животных при физическом сдерживании40. Это также трудоемко и потенциально небезопасно для исследователей из-за повышенного воздействия ВИЧ при использовании острых предметов. Пероральное введение идеально подходит для имитации абсорбции, распределения и выведения препаратов кАРТ, которые принимаются ВИЧ-1-инфицированными людьми. Пероральное введение обычно включает в себя индивидуальные и часто трудоемкие процедуры для введения антиретровирусных препаратов в стерилизованную (необходимую из-за иммунодефицита мышей) пищу 24,37,41 или воду 42,43,44,45,46 , которые могут быть или не быть химически совместимыми со многими антиретровирусными препаратами или приводить к чему-то, что мыши не будут легко есть или пить (что повлияет на дозу и уровень лекарств в организме). Новый метод перорального введения кАРТ, предложенный здесь, превосходит предыдущие попытки доставки из-за его совместимости с различными типами антиретровирусных препаратов, безопасности и простоты приготовления и введения, а также снижения стресса и беспокойства животных в результате ежедневной инъекции.

Тенофовир дизопроксил фумарат (TDF), Элвитегравир (ELV) и Ралтегравир (RAL) являются плохо водорастворимыми препаратами. Интересно, что повышенная биодоступность TDF наблюдается с жирной пищей, предполагая, что конкурентное ингибирование липаз жирной пищей может обеспечить определенную защиту TDF47. Поэтому чашки DietGel Boost были выбраны для замены обычного чау-чау для грызунов в качестве метода доставки, основанного на их скромном содержании жира (20,3 г на 100 г) по сравнению с обычным чау-чау грызунов (10 г на 100 г) и типичной диетой с высоким содержанием жиров у мышей (40-60 г на 100 г)48. Общий вес одной чашки составляет 75 г; таким образом, каждая чашка будет содержать количество пищи, а значит и лекарство, достаточное для пяти мышей в течение 3 дней.

Protocol

Анонимная ткань человеческого плода была приобретена коммерчески. Исследования на животных проводились в соответствии с протоколами, одобренными Калифорнийским университетом в Лос-Анджелесе и Комитетом по исследованиям животных (ARC) (UCLA) в соответствии со всеми федеральными, государ?…

Representative Results

Предполагая, что средняя мышь с весом 25 г потребляет 4 г пищи в день, суточная доза препарата при пероральном приеме соответствует 2,88 мг / кг TFV, 83 мг / кг FTC и 768 мг / кг RAL. Чтобы проверить, является ли оптимизированный режим питания токсичным и влияет ли на общее состояние здоровья по сравнен…

Discussion

Здесь разработан метод перорального введения кАРТ для ВИЧ-1 инфицированных гуманизированных мышей путем объединения трех антиретровирусных препаратов в пище с высоким содержанием питательных веществ. По сравнению с введением ежедневными инъекциями, пероральные роды проще в использ?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы хотели бы поблагодарить докторов Ромаса Гелезиунаса и Джеффа Марри, а также сотрудников Gilead за предоставление антиретровирусных препаратов, используемых в этом исследовании. Эта работа финансировалась NCI 1R01CA239261-01 (для кухни), грантами NIH P30AI28697 (ядро вирусологии UCLA CFAR, ядро генной и клеточной терапии и гуманизированное ядро мыши), U19AI149504 (PI: Kitchen & Chen), CIRM DISC2-10748, NIDA R01DA-52841 (для Zhen), NIAID R2120200174 (PI: Xie & Zhen), IRACDA K12 GM106996 (Carrillo). Эта работа также была поддержана Институтом СПИДа UCLA, Благотворительным фондом Джеймса Б. Пендлтона и Фондом семьи Маккарти.

Materials

60 mm petri dish Thermo Scientific Nunc 150288 For aliquoting ART food
APC anti-human CD8 Antibody Biolegend 344722 For flow cytometry
BD LSRFortessa BD biosciences For flow data collection
CD34 microbeads Miltenyi Biotec 130-046-702 For NSG-BLT mice generation
Centrifuge tubes Falcon 14-432-22 For dissolving ART
DietGel Boost ClearH2O 72-04-5022 For making ART food
Elvitegravir Gilead Gifted from Gilead
Emtricitabine Gilead Gifted from Gilead
FITC anti-human CD3 Antibody Biolegend 317306 For flow cytometry
Flowjo software FlowJo For flow cytometry data analysis
HIV-1 forward primer: 5′-CAATGGCAGCAATTTCACCA-3′; IDT Customized For viral load RT-PCR
HIV-1 probe: 5′-[6-FAM]CCCACCAACAGGCGGCCT
TAACTG [Tamra-Q]-3′;
IDT Customized For viral load RT-PCR
HIV-1 reverse primer: 5′-GAATGCCAAATTCCTGCTTGA-3′; IDT Customized For viral load RT-PCR
Human fetal tissue Advanced Bioscience Resources, Inc
Mice, strain NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ The Jackson Laboratory 5557 For constructing the humanized mice
Pacific Blue anti-human CD45 Biolegend 304022 For flow cytometry
PerCP anti-human CD4 Antibody Biolegend 300528 For flow cytometry
QIAamp Viral RNA Kits Qiagen  52904 For measuring viral load
Raltegravir Merck Gifted from Merck
Sterile cell scrapers Thermo Scientific 179693 For aliquoting ART food
TaqMan RNA-To-Ct 1-Step Kit Applied Biosystems 4392653 For plasma viral load detection
Tenofovir disoproxil fumarate Gilead Gifted from Gilead
Trimethoprim-Sulfamethoxazole Pharmaceutical Associates NDC 0121-0854-16 For keeping ART food sterile. Each 5mL teaspoon contains
200 mg Sulfamethoxazole, USP
40 mg Trimethoprim, USP
NMT 0.5% Alcohol

Referências

  1. Antiretroviral Therapy Cohort Collaboration. Life expectancy of individuals on combination antiretroviral therapy in high-income countries: a collaborative analysis of 14 cohort studies. Lancet. 372 (9635), 293-299 (2008).
  2. May, M. T., et al. Impact on life expectancy of HIV-1 positive individuals of CD4+ cell count and viral load response to antiretroviral therapy. AIDS. 28 (8), 1193-1202 (2014).
  3. Autran, B., et al. Positive effects of combined antiretroviral therapy on CD4+ T cell homeostasis and function in advanced HIV disease. Science. 277 (5322), 112-116 (1997).
  4. Palella, F. J., et al. Declining morbidity and mortality among patients with advanced human immunodeficiency virus infection. HIV outpatient study investigators. The New England Journal of Medicine. 338 (13), 853-860 (1998).
  5. Finzi, D., et al. Identification of a reservoir for HIV-1 in patients on highly active antiretroviral therapy. Science. 278 (5341), 1295-1300 (1997).
  6. Ananworanich, J., Dube, K., Chomont, N. How does the timing of antiretroviral therapy initiation in acute infection affect HIV reservoirs. Current Opinion in HIV and AIDS. 10 (1), 18-28 (2015).
  7. Whitney, J. B., et al. Rapid seeding of the viral reservoir prior to SIV viraemia in rhesus monkeys. Nature. 512 (7512), 74-77 (2014).
  8. Siliciano, J. D., et al. Long-term follow-up studies confirm the stability of the latent reservoir for HIV-1 in resting CD4 T cells. Nature Medicine. 9 (6), 727-728 (2003).
  9. Chun, T. W., Moir, S., Fauci, A. S. HIV reservoirs as obstacles and opportunities for an HIV cure. Nature Immunology. 16 (6), 584-589 (2015).
  10. Brothers, T. D., et al. Frailty in people aging with human immunodeficiency virus (HIV) infection. Journal of Infectious Disease. 210 (8), 1170-1179 (2014).
  11. D. A. D. Study Group. Use of nucleoside reverse transcriptase inhibitors and risk of myocardial infarction in HIV-infected patients enrolled in the D:A:D study: a multi-cohort collaboration. Lancet. 371 (9622), 1417-1426 (2008).
  12. Schouten, J., et al. Cross-sectional comparison of the prevalence of age-associated comorbidities and their risk factors between HIV-infected and uninfected individuals: the AGEhIV cohort study. Clinical Infectious Diseases. 59 (12), 1787-1797 (2014).
  13. Policicchio, B. B., Pandrea, I., Apetrei, C. Animal models for HIV cure research. Frontiers in Immunology. 7, 12 (2016).
  14. Hessell, A. J., Haigwood, N. L. Animal models in HIV-1 protection and therapy. Current Opinion in HIV and AIDS. 10 (3), 170-176 (2015).
  15. Ambrose, Z., KewalRamani, V. N., Bieniasz, P. D., Hatziioannou, T. HIV/AIDS: in search of an animal model. Trends in Biotechnology. 25 (8), 333-337 (2007).
  16. Melkus, M. W., et al. Humanized mice mount specific adaptive and innate immune responses to EBV and TSST-1. Nature Medicine. 12 (11), 1316 (2006).
  17. Lan, P., Tonomura, N., Shimizu, A., Wang, S., Yang, Y. G. Reconstitution of a functional human immune system in immunodeficient mice through combined human fetal thymus/liver and CD34+ cell transplantation. Blood. 108 (2), 487-492 (2006).
  18. Wege, A. K., Melkus, M. W., Denton, P. W., Estes, J. D., Garcia, J. V. Functional and phenotypic characterization of the humanized BLT mouse model. Current Topics in Microbiology and Immunology. 324, 149-165 (2008).
  19. Garcia, J. V. In vivo platforms for analysis of HIV persistence and eradication. The Journal of Clinical Investigation. 126 (2), 424-431 (2016).
  20. Carrillo, M. A., Zhen, A., Kitchen, S. G. The use of the humanized mouse model in gene therapy and immunotherapy for HIV and cancer. Frontiers in Immunology. 9, 746 (2018).
  21. Abeynaike, S., Paust, S. Humanized mice for the evaluation of novel HIV-1 therapies. Frontiers in Immunology. 12, 636775 (2021).
  22. Marsden, M. D., Zack, J. A. Humanized mouse models for human immunodeficiency virus infection. Annual Review of Virology. 4 (1), 393-412 (2017).
  23. Brainard, D. M., et al. Induction of robust cellular and humoral virus-specific adaptive immune responses in human immunodeficiency virus-infected humanized BLT mice. Journal of Virology. 83 (14), 7305-7321 (2009).
  24. Nischang, M., et al. Humanized mice recapitulate key features of HIV-1 infection: a novel concept using long-acting anti-retroviral drugs for treating HIV-1. PLoS One. 7 (6), 38853 (2012).
  25. Garcia-Beltran, W. F., et al. Innate immune reconstitution in humanized bone marrow-liver-thymus (HuBLT) mice governs adaptive cellular immune function and responses to HIV-1 infection. Frontiers in Immunology. 12, 667393 (2021).
  26. Cheng, L., et al. Blocking type I interferon signaling enhances T cell recovery and reduces HIV-1 reservoirs. The Journal of Clinical Investigation. 127 (1), 269-279 (2017).
  27. Zhen, A., et al. Targeting type I interferon-mediated activation restores immune function in chronic HIV infection. The Journal of Clinical Investigation. 127 (1), 260-268 (2017).
  28. Khamaikawin, W., et al. Modeling anti-HIV-1 HSPC-based gene therapy in humanized mice previously infected with HIV-1. Molecular Therapy Methods & Clinical Development. 9, 23-32 (2018).
  29. Kitchen, S. G., et al. Engineering antigen-specific T cells from genetically modified human hematopoietic stem cells in immunodeficient mice. PLoS One. 4 (12), 8208 (2009).
  30. Zhen, A., et al. Robust CAR-T memory formation and function via hematopoietic stem cell delivery. PLoS Pathogens. 17 (4), 1009404 (2021).
  31. Zhen, A., et al. HIV-specific immunity derived from chimeric antigen receptor-engineered stem cells. Molecular Therapy. 23 (8), 1358-1367 (2015).
  32. Zhen, A., Kitchen, S. Stem-cell-based gene therapy for HIV infection. Viruses. 6 (1), 1-12 (2013).
  33. Mu, W., Carrillo, M. A., Kitchen, S. G. Engineering CAR T cells to target the hiv reservoir. Frontiers in Celluar and Infection Microbiology. 10, 410 (2020).
  34. Arts, E. J., Hazuda, D. J. HIV-1 antiretroviral drug therapy. Cold Spring Harbour Perspectives in Medicine. 2 (4), 007161 (2012).
  35. Denton, P. W., et al. Generation of HIV latency in humanized BLT mice. Journal of Virology. 86 (1), 630-634 (2012).
  36. Kovarova, M., et al. A long-acting formulation of the integrase inhibitor raltegravir protects humanized BLT mice from repeated high-dose vaginal HIV challenges. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 71 (6), 1586-1596 (2016).
  37. Lavender, K. J., et al. An advanced BLT-humanized mouse model for extended HIV-1 cure studies. AIDS. 32 (1), 1-10 (2018).
  38. Denton, P. W., et al. Targeted cytotoxic therapy kills persisting HIV infected cells during ART. PLoS Pathogens. 10 (1), 1003872 (2014).
  39. Marsden, M. D., et al. In vivo activation of latent HIV with a synthetic bryostatin analog effects both latent cell "kick" and "kill" in strategy for virus eradication. PLoS Pathogens. 13 (9), 1006575 (2017).
  40. Stuart, S. A., Robinson, E. S. Reducing the stress of drug administration: implications for the 3Rs. Science Report. 5, 14288 (2015).
  41. Halper-Stromberg, A., et al. Broadly neutralizing antibodies and viral inducers decrease rebound from HIV-1 latent reservoirs in humanized mice. Cell. 158 (5), 989-999 (2014).
  42. Daskou, M., et al. ApoA-I mimetics reduce systemic and gut inflammation in chronic treated HIV. PLoS Pathogens. 18 (1), 1010160 (2022).
  43. Mu, W., et al. Apolipoprotein A-I mimetics attenuate macrophage activation in chronic treated HIV. AIDS. 35 (4), 543-553 (2021).
  44. Daskou, M., et al. ApoA-I mimetics favorably impact cyclooxygenase 2 and bioactive lipids that may contribute to cardiometabolic syndrome in chronic treated HIV. Metabolism. 124, 154888 (2021).
  45. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational antiretroviral therapy. Journal of Virology. 92 (7), 02118 (2018).
  46. Llewellyn, G. N., et al. Humanized mouse model of HIV-1 latency with enrichment of latent virus in PD-1(+) and TIGIT(+) CD4 T cells. Journal of Virology. 93 (10), 02086 (2019).
  47. Kearney, B. P., Flaherty, J. F., Shah, J. Tenofovir disoproxil fumarate: clinical pharmacology and pharmacokinetics. Clinical Pharmacokinetics. 43 (9), 595-612 (2004).
  48. Speakman, J. R. Use of high-fat diets to study rodent obesity as a model of human obesity. International Journal of Obesity (Lond). 43 (8), 1491-1492 (2019).
  49. Zhen, A., et al. Stem-cell based engineered immunity against HIV infection in the humanized mouse model. Journal of Visualized Experiments. (113), e54048 (2016).
  50. Mopin, A., Driss, V., Brinster, C. A detailed protocol for characterizing the murine C1498 cell line and its associated leukemia mouse model. Journal of Visualized Experiments. (116), e54270 (2016).
  51. Steel, C. D., Stephens, A. L., Hahto, S. M., Singletary, S. J., Ciavarra, R. P. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Animal (NY). 37 (1), 26-32 (2008).
  52. Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Lab Animal (NY). 40 (5), 155-160 (2011).
  53. Shimizu, S., et al. A highly efficient short hairpin RNA potently down-regulates CCR5 expression in systemic lymphoid organs in the hu-BLT mouse model. Blood. 115 (8), 1534-1544 (2010).
  54. Ladinsky, M. S., et al. Mechanisms of virus dissemination in bone marrow of HIV-1-infected humanized BLT mice. Elife. 8, 46916 (2019).
  55. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
  56. Lamorde, M., et al. Effect of food on the steady-state pharmacokinetics of tenofovir and emtricitabine plus efavirenz in Ugandan adults. AIDS Research and Treatment. 2012, 105980 (2012).
  57. Watkins, M. E., et al. Development of a novel formulation that improves preclinical bioavailability of tenofovir disoproxil fumarate. Journal of Pharmaceutical Sciences. 106 (3), 906-919 (2017).
  58. Moccia, K. D., Olsen, C. H., Mitchell, J. M., Landauer, M. R. Evaluation of hydration and nutritional gels as supportive care after total-body irradiation in mice (Mus musculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (3), 323-328 (2010).
  59. Nair, A. B., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. Journal of Basic and Clinical Pharmacy. 7 (2), 27-31 (2016).
  60. Santos, N. C., Figueira-Coelho, J., Martins-Silva, J., Saldanha, C. Multidisciplinary utilization of dimethyl sulfoxide: pharmacological, cellular, and molecular aspects. Biochemical Pharmacology. 65 (7), 1035-1041 (2003).
  61. Kolb, K. H., Jaenicke, G., Kramer, M., Schulze, P. E. Absorption, distribution and elimination of labeled dimethyl sulfoxide in man and animals. Annals of the New York Academy of Sciences. 141 (1), 85-95 (1967).
  62. Yellowlees, P., Greenfield, C., McIntyre, N. Dimethylsulphoxide-incuded toxicity. Lancet. 2 (8202), 1004-1006 (1980).
  63. Swanson, B. N. Medical use of dimethyl sulfoxide (DMSO). Reviews in Clinical & Basic Pharmacology. 5 (1-2), 1-33 (1985).
check_url/pt/63696?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Mu, W., Zhen, A., Carrillo, M. A., Rezek, V., Martin, H., Lizarraga, M., Kitchen, S. Oral Combinational Antiretroviral Treatment in HIV-1 Infected Humanized Mice. J. Vis. Exp. (188), e63696, doi:10.3791/63696 (2022).

View Video