JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Tadução automática
Neurociência

Optrode Array for samtidig optogenetisk modulasjon og elektrisk nevral opptak

Published: September 01, 2022
doi:
10.3791/63460
, , , , , , ,
1Department of Electronic and Electrical Engineering,Ewha Womans University, 2Graduate Program in Smart Factory,Ewha Womans University, 3Department of Electrical and Computer Engineering,Seoul National University, 4Graduate School of Engineering Practice,Seoul National University, 5Department of Brain and Cognitive Sciences,Ewha Womans University

Summary

Her presenterer vi fabrikasjonsmetoden til et optrode-system med optiske fibre for lyslevering og en elektrodematrise for nevral opptak. In vivo eksperimenter med transgene mus som uttrykker channelrhodopsin-2 viser gjennomførbarheten av systemet for samtidig optogenetisk stimulering og elektrofysiologisk opptak.

Abstract

I løpet av det siste tiåret har optogenetikk blitt et viktig verktøy for undersøkelse av nevral signalering på grunn av sin unike evne til selektiv nevral modulasjon eller overvåking. Som spesifikke typer nevronceller kan genetisk modifiseres for å uttrykke opsinproteiner, muliggjør optogenetikk optisk stimulering eller hemming av de valgte nevronene. Det har vært flere teknologiske fremskritt i det optiske systemet for optogenetikk. Nylig ble det foreslått å kombinere den optiske bølgelederen for lyslevering med elektrofysiologisk opptak for samtidig å overvåke nevrale responser på optogenetisk stimulering eller hemming. I denne studien ble en implanterbar optrode array (2×2 optiske fibre) utviklet med innebygde flerkanalselektroder.

En lysdiode (LED) ble brukt som lyskilde, og et mikrofabrikkert mikrolens array ble integrert for å gi tilstrekkelig lyseffekt på spissen av de optiske fibrene. Optrode array-systemet består av engangsdelen og den gjenbrukbare delen. Engangsdelen har optiske fibre og elektroder, mens den gjenbrukbare delen har LED og elektroniske kretser for lyskontroll og nevral signalbehandling. Den nye utformingen av det implanterbare optrode array-systemet er introdusert i den medfølgende videoen i tillegg til prosedyren for optrodimplantasjonskirurgi, optogenetisk lysstimulering og elektrofysiologisk nevral registrering. Resultatene av in vivo-eksperimenter viste vellykket tidslåste nevrale pigger fremkalt av lysstimuliene fra hippocampale eksitatoriske nevroner av mus.

Introduction

Registrering og kontroll av nevral aktivitet er avgjørende for å forstå hvordan hjernen fungerer i et nevralt nettverk og på cellulære nivåer. Konvensjonelle elektrofysiologiske opptaksmetoder inkluderer patchklemmen 1,2,3,4 ved hjelp av en mikropipette og ekstracellulær opptak ved hjelp av mikroneurale elektroder 5,6,7,8. Som en nevromoduleringsmetode har elektrisk stimulering ofte blitt brukt til å stimulere en fokal hjerneregion direkte eller indirekte depolarisering av nevronceller direkte. Den elektriske metoden kan imidlertid ikke skille mellom nevronale celletyper for registrering eller stimulering fordi de elektriske strømmene sprer seg i alle retninger.

Som en ny teknologi har optogenetikk innledet en ny epoke for å forstå hvordan nervesystemet fungerer 9,10,11,12,13,14,15,16. Essensen av optogenetiske teknikker er å bruke lys for å kontrollere aktiviteten til lysfølsomme opsinproteiner uttrykt av genetisk modifiserte celler. Dermed muliggjør optogenetikk den sofistikerte moduleringen eller overvåkingen av genetisk utvalgte celler i kompliserte nevrale kretser14,17. Den bredere bruken av den optogenetiske tilnærmingen har nødvendiggjort samtidig nevral registrering for å direkte bekrefte optisk nevromodulering. Derfor vil en integrert enhet med lyskontroll og opptaksfunksjoner være ekstremt verdifull 16,18,19,20,21,22,23,24,25.

Det er begrensninger i konvensjonell, laserbasert optogenetisk stimulering, som krever et klumpete og dyrt lysleveringssystem 26,27,28,29,30. Derfor brukte noen forskningsgrupper μLED-baserte silisiumsonder for å minimere størrelsen på lysleveringssystemet 31,32,33,34. Det er imidlertid en risiko for termisk hjerneskade forårsaket av direkte kontakt med μLEDer på grunn av den lave energikonverteringseffektiviteten til lysdioder. Lysbølgeledere, som optiske fibre, SU-8 og silisiumoksynitrid (SiON), er påført for å unngå termisk skade 30,35,36,37,38,39. Denne strategien har imidlertid også en ulempe på grunn av den lave koblingseffektiviteten mellom lyskilder og bølgelederne.

Mikrolens-arrayet ble tidligere introdusert for å forbedre lyskoblingseffektiviteten mellom lysdioder og optiske fibre40. Et optrode-system ble utviklet basert på mikroelektromekaniske systemer (MEMS) teknologier for optisk stimulering og elektrisk opptak på en mikroskala40. Mikrolens-arrayet mellom en LED og optiske fibre økte lyseffektiviteten med 3,13 dB. Som vist i figur 1, er en 2×2 optisk fibermatrise justert på 4×4 mikrolens-arrayet, og LED-lampen er plassert under mikrolens-arrayet. De 2×2 optiske fibrene er montert i stedet for 4×4 for å redusere hjerneskade. En wolframelektrodematrise er plassert ved siden av optrode-matrisen ved hjelp av silisium via hull for elektrofysiologisk opptak (figur 1B).

Systemet består av en topp engangsdel og avtakbare bunndeler. Den øverste engangsdelen, som inkluderer den optiske fibermatrisen, mikrolens arrayet og wolframelektrode arrayet, er designet for å implanteres permanent i hjernen for in vivo-eksperimenter . Den nederste delen inkluderer en LED-lyskilde og en ekstern strømforsyningslinje, som er lett flyttbar og gjenbrukbar for et annet dyreforsøk. Et plastdeksel som kan festes, beskytter engangsdelen når den avtakbare delen fjernes.

Gjennomførbarheten av systemet er verifisert ved implantasjon i hjernen til transgene mus som uttrykker channelrhodopsin-2 (ChR2) i Ca2 +/calmodulin-avhengig protein kinase II-positive nevroner (CaMKIIα::ChR2 mus). Registrering av elektroder ble brukt til å registrere nevrale aktiviteter fra individuelle nevroner under optisk stimulering av nevronene.

Protocol

Dyrepleie- og kirurgiske prosedyrer ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) ved Ewha Womans University (nr. 20-029). 1. Fremstilling av en optrode array (figur 1 og figur 2) Fest optiske fibre med mikrolens-arrayet. Fjern passivasjonsbelegget til den optiske fiberen og kutt den i 5 mm lange stykker ved hjelp av en presisjons optisk fiberkl…

Representative Results

Optrode-systemet er vellykket fremstilt for å gi tilstrekkelig lyskraft til å aktivere målnevronene. Den fine justeringen av wolframelektrodene oppnås gjennom mikrofabrikkert silisium via hullene. Den målte lysintensiteten er 3,6 mW/mm2 ved den optiske fiberspissen når 50 mA strøm påføres. Mikrolenene økte lyseffektiviteten med 3,13 dB. På grunn av mikrolens-arrayet, som forbedrer lyskoblingen, er den påførte strømmen omtrent halvparten av strømmen som kreves for å oppnå samme lysintensitet ut…

Discussion

Gjennomførbarheten av systemet for samtidig optogenetisk stimulering og elektrofysiologisk opptak ble verifisert (figur 6). De store piggene under lysstimulering er fotoelektriske artefakter som forekommer samtidig med lysstimuleringen (figur 6A). Dette er tydelig i den zoomede visningen av bølgeformen i det røde stiplede rektangelet (figur 6A). Som vist i figur 6A, kunne de fotoelektriske artefakten…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne forskningen ble støttet av Convergent Technology R&D Program for Human Augmentation gjennom National Research Foundation of Korea (NRF), finansiert av Ministry of Science and ICT (NRF-2019M3C1B8090805), og støttet av et National Research Foundation of Korea (NRF) stipend finansiert av Korea-regjeringen (MSIT) (nr. 2019R1A2C1088909). Vi takker Seung-Hee Lees laboratorium ved Institutt for biovitenskap, KAIST, Daejeon, Korea, for vennlig å gi de transgene musene.

Materials

5-pin Connector NW3 HD127K 1.27 mm (.050") pitch
Bovie Fine Science Tools(F.S.T) 18010-00 High Temperature Cautery Kit
Data Acquisition Software Intan Technologies, LLC USB Interface Board software Work with the RHD USB Interface Board
Dental Cement Lang Dental Manufacturing Company, Inc. 1223CLR Use Jet Liquid and powder in jet denture repair package
Digital Manipulator Arm Stoelting Co. 51904/51906 Left, Right each Digital Manipulator Arm, 3-Axes, Add-On
Gel Foam Cutanplast Standard (70*50*10 mm) Sterile re-absorbable gelatin sponge with a haemostatic effect
Headstage Preamplifier Intan Technologies, LLC #C3314 RHD 16-Channel Recording Headstages
Heating Pad Stoelting Co. 53800R Stoelting Rodent Warmer X1 with Rat Heating Pad
LED OSLON GB CS8PM1.13 λ typ. 470 nm, Viewing angle 80 °, Forward voltage 2.85 V
MATLAB MathWorks, Inc. R2019a
Micro Clamp SURGIWAY 12-1002-04 Straight type, Serre-fine DIEFFENBACH droite 3.5 cm
Optical Fiber Thorlabs, Inc. FT200UMT 0.39 NA, Ø 200 µm Core Multimode Optical Fiber, High OH for 300 – 1200 nm
PFA-Coated Tungsten Wire A-M System Custom ordered Rod type, Ø 101.6 μm (.004")
Photodiode Thorlabs S121C
power meter Thorlabs Inc. PM100D
Precision cleaver FITEL S326 Fiber slicer tool
Prism GraphPad 5.01 version
Scalpel Feather™ #20 Scalpel blade with 100mm long Scalpel Handle
screw Nasa Korea stainless steel diameter: 1.2 mm, length: 3 mm
Silver Wire The Nilaco Corporation AG-401265 Ø 200 µm
Stereotaxic Fxrame Stoelting Co. 51500D Digital new standard stereotaxic, rat and mouse
suture ETHICON W9106 suture size: 4-0, length:75 cm, wire diameter: 4-0
Vaseline Unilever PLC Original 100% pure petroleum jelly
Wave_Clus N/A N/A https://github.com/csn-le/wave_clus
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Wang, Y., Liu, Y. Z., Wang, S. Y., Wang, Z. In vivo whole-cell recording with high success rate in anaesthetized and awake mammalian brains. Molecular Brain. 9 (1), 86 (2016).
  2. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54024 (2016).
  3. Lee, D., Shtengel, G., Osborne, J. E., Lee, A. K. Anesthetized- and awake-patched whole-cell recordings in freely moving rats using UV-cured collar-based electrode stabilization. Nature Protocols. 9 (12), 2784-2795 (2014).
  4. Tao, C., Zhang, G., Xiong, Y., Zhou, Y. Functional dissection of synaptic circuits: in vivo patch-clamp recording in neuroscience. Frontiers in Neural Circuits. 9, 23 (2015).
  5. Henze, D. A., et al. Intracellular features predicted by extracellular recordings in the hippocampus in vivo. Journal of Neurophysiology. 84 (1), 390-400 (2000).
  6. Takahashi, S., Anzai, Y., Sakurai, Y. Automatic sorting for multi-neuronal activity recorded with tetrodes in the presence of overlapping spikes. Journal of Neurophysiology. 89 (4), 2245-2258 (2003).
  7. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7 (5), 446-451 (2004).
  8. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature Neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  9. Balasubramaniam, S., et al. Wireless communications for optogenetics-based brain stimulation: present technology and future challenges. IEEE Communications Magazine. 56 (7), 218-224 (2018).
  10. Bedbrook, C. N., et al. Machine learning-guided channelrhodopsin engineering enables minimally invasive optogenetics. Nature Methods. 16 (11), 1176-1184 (2019).
  11. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  12. Deng, W., Goldys, E. M., Farnham, M. M., Pilowsky, P. M. Optogenetics, the intersection between physics and neuroscience: light stimulation of neurons in physiological conditions. American journal of physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 307 (11), 1292-1302 (2014).
  13. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual Review Neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  14. Mahmoudi, P., Veladi, H., Pakdel, F. G. Optogenetics, tools and applications in neurobiology. Journal of Medical Signals and Sensors. 7 (2), 71-79 (2017).
  15. Sasaki, Y., et al. Near-infrared optogenetic genome engineering based on photon-upconversion hydrogels. Angewandte Chemie International Edition in English. 58 (49), 17827-17833 (2019).
  16. Zhang, Y., et al. Battery-free, lightweight, injectable microsystem for in vivo wireless pharmacology and optogenetics. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (43), 21427-21437 (2019).
  17. Bernstein, J. G., Boyden, E. S. Optogenetic tools for analyzing the neural circuits of behavior. Trends in Cognitive Sciences. 15 (12), 592-600 (2011).
  18. Wang, J., et al. Integrated device for combined optical neuromodulation and electrical recording for chronic in vivo applications. Journal of Neural Engineering. 9 (1), 016001 (2012).
  19. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  20. Zhang, J., et al. Integrated device for optical stimulation and spatiotemporal electrical recording of neural activity in light-sensitized brain tissue. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 055007 (2009).
  21. Park, S. I., et al. Stretchable multichannel antennas in soft wireless optoelectronic implants for optogenetics. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (50), 8169-8177 (2016).
  22. Kravitz, A. V., Owen, S. F., Kreitzer, A. C. Optogenetic identification of striatal projection neuron subtypes during in vivo recordings. Brain Research. 1511, 21-32 (2013).
  23. Aravanis, A. M., et al. An optical neural interface: in vivo control of rodent motor cortex with integrated fiberoptic and optogenetic technology. Journal of Neural Engineering. 4 (3), 143-156 (2007).
  24. Anikeeva, P., et al. Optetrode: a multichannel readout for optogenetic control in freely moving mice. Nature Neuroscience. 15 (1), 163-170 (2011).
  25. Obaid, S. N., et al. Multifunctional flexible biointerfaces for simultaneous colocalized optophysiology and electrophysiology. Advanced Functional Materials. 30 (24), 1910027 (2020).
  26. Wang, L., et al. An artefact-resist optrode with internal shielding structure for low-noise neural modulation. Journal of Neural Engineering. 17 (4), 046024 (2020).
  27. Shin, H., et al. Multifunctional multi-shank neural probe for investigating and modulating long-range neural circuits in vivo. Nature Communications. 10 (1), 3777 (2019).
  28. Kampasi, K., et al. Dual color optogenetic control of neural populations using low-noise, multishank optoelectrodes. Microsystem & Nanoengineering. 4, 10 (2018).
  29. Schwaerzle, M., Paul, O., Ruther, P. Compact silicon-based optrode with integrated laser diode chips, SU-8 waveguides and platinum electrodes for optogenetic applications. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (6), 065004 (2017).
  30. Son, Y., et al. In vivo optical modulation of neural signals using monolithically integrated two-dimensional neural probe arrays. Scientific Reports. 5, 15466 (2015).
  31. Yasunaga, H., et al. Development of a neural probe integrated with high-efficiency MicroLEDs for in vivo application. Japanese Journal of Applied Physics. 60 (1), 016503 (2020).
  32. Kim, K., et al. Artifact-free and high-temporal-resolution in vivo opto-electrophysiology with microLED optoelectrodes. Nature Communications. 11 (1), 2063 (2020).
  33. Mendrela, A. E., et al. A high-resolution opto-electrophysiology system with a miniature integrated headstage. IEEE Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 12 (5), 1065-1075 (2018).
  34. Scharf, R., et al. Depth-specific optogenetic control in vivo with a scalable, high-density muLED neural probe. Scientific Reports. 6, 28381 (2016).
  35. Oh, K., Sonsi, Y. -. A., Ha, S. Optogenetic stimulator with µLED-coupled optical fiber on flexile substrate via 3D printed mount. 2021 21st International Conference on Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems (Transducers). , 1476-1479 (2021).
  36. McAlinden, N., et al. Multisite microLED optrode array for neural interfacing. Neurophotonics. 6 (3), 035010 (2019).
  37. Kwon, K. Y., Lee, H. M., Ghovanloo, M., Weber, A., Li, W. Design, fabrication, and packaging of an integrated, wirelessly-powered optrode array for optogenetics application. Frontiers in Systems Neuroscience. 9, 69 (2015).
  38. Bernstein, J. G., Allen, B. D., Guerra, A. A., Boyden, E. S. Processes for design, construction and utilisation of arrays of light-emitting diodes and light-emitting diode-coupled optical fibres for multi-site brain light delivery. Journal of Engineering. , (2015).
  39. Stark, E., Koos, T., Buzsaki, G. Diode probes for spatiotemporal optical control of multiple neurons in freely moving animals. Journal of Neurophysiology. 108 (1), 349-363 (2012).
  40. Jeon, S., et al. Implantable optrode array for optogenetic modulation and electrical neural recording. Micromachines. 12 (6), 725 (2021).
  41. Song, Y. H., et al. A neural circuit for auditory dominance over visual perception. Neuron. 93 (4), 940-954 (2017).
  42. Fiáth, R., et al. Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings. Scientific Reports. 9 (1), 111 (2019).
  43. Melchior, J. R., Ferris, M. J., Stuber, G. D., Riddle, D. R., Jones, S. R. Optogenetic versus electrical stimulation of dopamine terminals in the nucleus accumbens reveals local modulation of presynaptic release. Journal of Neurochemistry. 134 (5), 833-844 (2015).
  44. Quiroga, R. Q., Nadasdy, Z., Ben-Shaul, Y. Unsupervised spike detection and sorting with wavelets and superparamagnetic clustering. Neural Computation. 16 (8), 1661-1687 (2004).
  45. Chaure, F. J., Rey, H. G., Quian Quiroga, R. A novel and fully automatic spike-sorting implementation with variable number of features. Journal of Neurophysiology. 120 (4), 1859-1871 (2018).
  46. Casanova, F., Carney, P. R., Sarntinoranont, M. Effect of needle insertion speed on tissue injury, stress, and backflow distribution for convection-enhanced delivery in the rat brain. PLoS One. 9 (4), 94919 (2014).
  47. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001 (2017).
  48. Arias-Gil, G., Ohl, F. W., Takagaki, K., Lippert, M. T. Measurement, modeling, and prediction of temperature rise due to optogenetic brain stimulation. Neurophotonics. 3 (4), 045007 (2016).
  49. Jeon, S., et al. Multi-wavelength light emitting diode-based disposable optrode array for in vivo optogenetic modulation. Journal of Biophotonics. 12 (5), 201800343 (2019).
  50. Korposh, S., James, S. W., Lee, S. -. W., Tatam, R. P. Tapered optical fibre sensors: current trends and future perspectives. Sensors. 19 (10), 2294 (2019).

Tags

Keywords: OptrodeOptogenetic ModulationElectrical Neural RecordingLED-based SystemMicrolens ArrayWireless SystemOptogeneticsSpinal Cord InjuryEpilepsyParkinson’s DiseaseAlzheimer’s DiseaseTungsten ElectrodesOptical FibersStereotactic FrameThermal Heating PadLidocaineCraniotomyGround Screw
check_url/pt/63460?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Lee, Y., Ryu, D., Jeon, S., Lee, Y., Cho, Y. K., Ji, C., Kim, Y., Jun, S. B. Optrode Array for Simultaneous Optogenetic Modulation and Electrical Neural Recording. J. Vis. Exp. (187), e63460, doi:10.3791/63460 (2022).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image