Summary

마우스의 Cisterna Magna를 통해 Caudal Brainstem과 Upper Cervical Spinal Spind를 미세 주입하는 입체 택시 외과 적 접근법

Published: January 21, 2022
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Summary

생쥐의 뇌 부위를 표적으로 삼는 입체 택시 수술은 일반적으로 두개골 뼈를 통한 접근을 포함하며 두개골 랜드 마크에 의해 안내됩니다. 여기서 우리는 뇌간 랜드 마크의 직접적인 시각화에 의존하는 cisterna magna를 통해 꼬리 뇌간과 상부 자궁 경부 척수를 목표로하는 대체 입체 택시 접근법을 개략적으로 설명합니다.

Abstract

생쥐의 뇌 부위를 표적으로 삼는 입체 택시 수술은 일반적으로 두개골 랜드 마크에 의해 안내됩니다. 그런 다음 두개골을 통해 뚫린 버 구멍을 통해 접근이 이루어집니다. 이 표준 접근법은 특정 해부학 적 문제로 인해 인과 관계 뇌간 및 상부 자궁 경부의 표적에 도전 할 수 있습니다.이 부위는 두개골 랜드 마크에서 멀리 떨어져 있기 때문에 부정확 함을 초래합니다. 여기서 우리는 꼬리 뇌간과 상부 자궁 경부에서 관심의 개별 영역을 목표로하는 데 사용 된 cisterna magna를 통한 대체 입체 택시 접근법을 개략적으로 설명합니다. cisterna magna는 후두골에서 아틀라스 (즉, 두 번째 척추 뼈)까지 연장되며, 뇌척수액으로 채워지며 경막으로 덮여 있습니다. 이 접근법은 해부학 적 장벽으로 인해 도달하기 어려운 중추 신경계 (CNS) 구조에 대한 재현 가능한 접근 경로를 제공합니다. 또한, 표적 부위와 가까운 곳에 있는 뇌간(brainstem) 랜드마크를 직접 시각화할 수 있어 인과성 뇌간이나 상부 자궁경부의 제한된 관심 영역에 작은 주사량을 전달할 때 정확도가 높아집니다. 마지막으로,이 접근법은 소뇌를 피할 수있는 기회를 제공하며, 이는 모터 및 감각 운동 연구에 중요 할 수 있습니다.

Introduction

생쥐1의 뇌 부위를 표적으로 삼는 표준 입체 택시 수술은 일반적으로 귀 막대 세트와 입 막대를 사용하여 두개골을 고정시키는 것을 포함합니다. 좌표는 참조 아틀라스 2,3 및 두개골 랜드 마크, 즉 bregma (정면과 정수리 뼈의 봉합사가 함께 모이는 지점) 또는 람다 (정수리 및 후두부 뼈의 봉합사가 함께 모이는 지점)를 기반으로 추정됩니다. 그림 1A, B). 추정 된 목표 위의 두개골에 버 구멍을 통해 미세 주사를 전달하거나 캐뉼라 또는 광섬유로 계측하기 위해 목표 영역에 도달 할 수 있습니다. 이러한 봉합사의 해부학의 변화와 브레그마 또는 람다 4,5의 국소화의 오류로 인해 뇌와 관련하여 영점의 위치는 동물마다 다릅니다. 이러한 가변성으로 인한 타겟팅의 작은 오류는 크거나 가까운 대상에게는 문제가되지 않지만 전후 또는 등쪽 비행기의 영점에서 멀리 떨어져있는 작은 관심 영역 및 / 또는 나이, 변형 및 / 또는 성별로 인해 다양한 크기의 동물을 연구 할 때 그 영향이 더 큽니다. 수질 oblongata와 상부 자궁 경부에 독특한 몇 가지 추가 문제가 있습니다. 첫째, 전후 좌표의 작은 변화는 소뇌의 위치와 모양으로 인해 듀라에 비해 등복부 좌표의 중요한 변화와 관련이 있습니다 (그림 1Bi)2,6,7. 둘째, 상부 자궁 경부는 두개골2 내에 포함되어 있지 않습니다. 셋째, 후두골의 기울어진 위치와 목 근육의 겹쳐진 층(2)은 뇌간과 척수 사이의 전이 근처에 위치한 구조물에 대해 표준 입체택시 접근법을 더욱 어렵게 만든다(그림 1Bi). 마지막으로, 인과 관계 뇌간과 자궁 경부에 관심이있는 많은 표적은 작고2이며, 정확하고 재현 가능한 주사 8,9가 필요합니다.

cisterna magna를 통한 대안적인 접근법은 이러한 문제를 우회합니다. cisterna magna는 후두골에서 아틀라스까지 확장되는 넓은 공간입니다 (그림 1A, 즉 두 번째 척추 뼈)10. 그것은 뇌척수액으로 채워지고 경막10으로 덮여 있습니다. 후두골과 아틀라스 사이의이 공간은 머리를 전향 굴곡 할 때 열립니다. 그것은 장수 인두염 근육의 위에 놓인 쌍을 이루는 배꼽 사이를 탐색하여 꼬리 뇌간의 등쪽 표면을 노출시킴으로써 접근 할 수 있습니다. 관심 영역은 등쪽 표면 근처에 위치하는 경우 이러한 지역 자체의 랜드 마크를 기반으로 타겟팅 될 수 있습니다. 또는 중앙 운하가 IV 심실로 열리는 점을 좌표가 더 깊은 구조에 도달하는 영점으로 obex를 사용합니다. 이러한 접근법은 래트11, 고양이12, 마우스8,9, 및 비인간 영장류13을 포함하는 다양한 종에서 성공적으로 사용되어 복부 호흡기, 수질 내측 망상 형성, 독방의 핵, 부위 후술, 또는 저광택 핵을 표적으로 한다. 그러나이 접근법은 해부학에 대한 지식, 전문 툴킷 및 표준 입체 택시 접근법에 비해 고급 수술 기술이 필요하기 때문에 널리 활용되지 않습니다.

여기서는 cisterna magna를 통해 뇌간과 상부 자궁 경부에 도달하고, 랜드 마크를 시각화하고, 영점을 설정하고(그림 2), 미세주사를 관심 있는 개별 뇌간 및 척수 영역으로 입체적으로 전달하기 위한 목표 좌표를 추정 및 최적화하는 단계별 수술 방법을 설명합니다(그림 3). 그런 다음이 접근법과 관련된 장단점에 대해 논의합니다.

Protocol

저자는이 프로토콜이 Beth Israel Deaconess Medical Center의 기관 동물 관리 및 사용위원회의 지침을 따른다고 선언합니다. 1. 수술기구 및 입체형 프레임의 제조 참고 : 수술은 무균 상태에서 수행됩니다. 멸균은 멸균 팁 기술을 사용하여 유지된다. 입체택시 프레임에 원하는 주사제(아데노 관련 바이러스(AAV) 또는 기존 트레이서)가 채워진 마?…

Representative Results

cisterna magna 접근법은 표준 입체 택시 접근법을 통해 도달하기 어렵거나 일관성없는 타겟팅에 취약한 인과 관계 뇌간 및 상부 자궁 경부 구조 구조를 타겟팅 할 수있게합니다. cisterna magna에 도달하는 수술은 피부 절개, 사다리꼴 근육의 얇은 층 및 경막 매트의 개방을 필요로하므로 생쥐가 잘 견뎌냅니다. 표준 입체 택시 접근법에서와 같이 여러 개의 버 구멍을 뚫을 필요가 없기 때문에 여러…

Discussion

표준 입체 택시 수술은 일반적으로 CNS1에서 표적 부위의 좌표를 계산하기 위해 두개골 랜드 마크에 의존합니다. 그런 다음 대상 사이트는 두개골1통해 뚫린 버 구멍을 통해 액세스됩니다. 이 방법은 표적 부위가 전후 및 등쪽 평면(2)의 두개골 랜드마크로부터 멀리 떨어져 있고 두개골의 해부학 및 근육의 해부학이접근에 도전하기 때…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작업은 R01 NS079623, P01 HL149630 및 P01 HL095491에서 지원되었습니다.

Materials

Alcohol pad Med-Vet International SKU: MDS090735Z skin preparation for the prevention of surgical site infection
Angled forceps, Dumont #5/45 FST 11251-35 only to grab dura
Betadine pad Med-Vet International SKU:PVP-PAD skin preparation for the prevention of surgical site infection
Cholera toxin subunit-b, Alexa Fluor 488/594 conjugate Thermo Fisher Scientific 488: C34775, 594: C22842 Fluorescent tracer
Clippers Wahl Model MC3, 28915-10 for shaving fur at surgical site
Electrode holder with corner clamp Kopf 1770 to hold glass pipette
Flowmeter Gilmont instruments model # 65 MM to regulate flow of isoflurane and oxygen to mouse on the surgical plane
Fluorescent microspheres, polystyrene Thermo Fisher Scientific F13080 Fluorescent tracer
Heating pad Stoelting 53800M thermoregulation
Induction chamber with port hook up kit Midmark Inc 93805107 92800131 chamber providing initial anasthesia
Insulin Syringe Exelint International 26028 to administer saline and analgesic
Isoflurane Med-Vet International SKU:RXISO-250 inhalant anesthetic
Isoflurane Matrix VIP 3000 vaporizer Midmark Inc 91305430 apparatus for inhalant anesthetic delivery
Laminectomy forceps, Dumont #2 FST 11223-20 only to clean dura
Medical air, compressed Linde UN 1002 used with stimulator & PicoPump for providing air for precision solution injection
Meloxicam SR Zoo Pharm LLC Lot # MSR2-211201 analgesic
Microhematocrit borosilicate glass pre calibrated capillary tube Globe Scientific Inc 51628 for transfection of material to designated co-ordinates
Mouse adaptor Stoelting 0051625  adapting rat stereotaxic frame for mouse surgery
Needle holder, Student Halsted- Mosquito Hemostats FST 91308-12 for suturing
Oxygen regulator Life Support Products S/N 909328, lot 092109 regulate oxygen levels from oxygen tank
Oxygen tank, compressed Linde USP UN 1072 provided along with isoflurane anasthesia
Plastic card not applicable not applicable any firm plastic card, cut to fit the stereotactic frame (e.g. ID card)
Pneumatic PicoPump ( or similar) World Precision Instruments (WPI) SYS-PV820 For precision solution injection
Saline, sterile Mountainside Medical Equipment H04888-10 to replace body fluids lost during surgery
Scalpel handle, #3 FST 10003-12 to hold scalpel
Scissors, Wagner FST 14070-12 to cut polypropylene suture
Spring scissors, Vannas 2.5mm with accompanying box FST 15002-08 scissors only to open dura, box to elevate body
Stereotactic micromanipulator Kopf 1760-61 attached to electrode holder to adjust position based on co-ordinates
Stereotactic 'U' frame assembly and intracellular base plate Kopf 1730-B, 1711 frame for surgery
Sterile cotton tipped applicators Puritan 25-806 10WC absorbing blood from surgical field
Sterile non-fenestrated drapes Henry Schein 9004686 for sterile surgical field
Sterile opthalmic ointment Puralube P1490 ocular lubricant
Stimulator & Tubing Grass Medical Instruments S44 to provide controlled presurred air for precision solution injection
Surgical Blade #10 Med-Vet International SKU: 10SS for skin incision
Surgical forceps, Extra fine Graefe FST 11153-10 to hold skin
Surgical gloves Med-Vet International MSG2280Z for asceptic surgery
Surgical microscope Leica Model M320/ F12 for 5X-40X magnification of surgical site
Suture 5-0 polypropylene Oasis MV-8661 to close the skin
Tegaderm 3M 3M ID 70200749250 provides sterile barrier
Universal Clamp and stand post Kopf 1725 attached to stereotactic U frame and intracellular base plate
Wound hook with hartman hemostats FST 18200-09, 13003-10 to separate muscles and provide surgical window

Referências

  1. JoVE. Rodent Stereotaxic Surgery. JoVE Science Education Database. , (2021).
  2. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. . The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2001).
  3. Lein, E. S., et al. Genome-wide atlas of gene expression in the adult mouse brain. Nature. 445 (7124), 168-176 (2007).
  4. Rangarajan, J. R., et al. Image-based in vivo assessment of targeting accuracy of stereotactic brain surgery in experimental rodent models. Scientific Reports. 6 (1), 38058 (2016).
  5. Blasiak, T., Czubak, W., Ignaciak, A., Lewandowski, M. H. A new approach to detection of the bregma point on the rat skull. Journal of Neuroscience Methods. 185 (2), 199-203 (2010).
  6. Popesko, P., Rajtova, V., Horak, J. . A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals, Volume 2: Rat, Mouse and Golden Hamster. 2, (1992).
  7. Allen Mouse Brain Atlas. Allen Institute for Brain Science Available from: https://mouse.brain-map.org/experiment/thumbnails/100042147?image_type=atlas (2004)
  8. Vanderhorst, V. G. J. M. Nucleus retroambiguus-spinal pathway in the mouse: Localization, gender differences, and effects of estrogen treatment. The Journal of Comparative Neurology. 488 (2), 180-200 (2005).
  9. Yokota, S., Kaur, S., VanderHorst, V. G., Saper, C. B., Chamberlin, N. L. Respiratory-related outputs of glutamatergic, hypercapnia-responsive parabrachial neurons in mice. Journal of Comparative Neurology. 523 (6), 907-920 (2015).
  10. Anselmi, C., et al. Ultrasonographic anatomy of the atlanto-occipital region and ultrasound-guided cerebrospinal fluid collection in rabbits (Oryctolagus cuniculus). Veterinary Radiology & Ultrasound. 59 (2), 188-197 (2018).
  11. Herbert, H., Moga, M. M., Saper, C. B. Connections of the parabrachial nucleus with the nucleus of the solitary tract and the medullary reticular formation in the rat. The Journal of Comparative Neurology. 293 (4), 540-580 (1990).
  12. Vanderhorst, V. G., Holstege, G. Caudal medullary pathways to lumbosacral motoneuronal cell groups in the cat: evidence for direct projections possibly representing the final common pathway for lordosis. The Journal of Comparative Neurology. 359 (3), 457-475 (1995).
  13. Vanderhorst, V. G., Terasawa, E., Ralston, H. J., Holstege, G. Monosynaptic projections from the nucleus retroambiguus to motoneurons supplying the abdominal wall, axial, hindlimb, and pelvic floor muscles in the female rhesus monkey. The Journal of Comparative Neurology. 424 (2), 233-250 (2000).
  14. Wall, N. R., Wickersham, I. R., Cetin, A., De La Parra, M., Callaway, E. M. Monosynaptic circuit tracing in vivo through Cre-dependent targeting and complementation of modified rabies virus. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (50), 21848-21853 (2010).
  15. Krashes, M. J., et al. Rapid, reversible activation of AgRP neurons drives feeding behavior in mice. The Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1424-1428 (2011).
  16. Ganchrow, D., et al. Nucleus of the solitary tract in the C57BL/6J mouse: Subnuclear parcellation, chorda tympani nerve projections, and brainstem connections. The Journal of Comparative Neurology. 522 (7), 1565-1596 (2014).
  17. Ung, K., Arenkiel, B. R. Fiber-optic implantation for chronic optogenetic stimulation of brain tissue. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (68), e50004 (2012).
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Citar este artigo
Joshi, K., Kirby, A., Niu, J., VanderHorst, V. Stereotaxic Surgical Approach to Microinject the Caudal Brainstem and Upper Cervical Spinal Cord via the Cisterna Magna in Mice. J. Vis. Exp. (179), e63344, doi:10.3791/63344 (2022).

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