Summary

Reaktivierung neuronaler Stammzellen in kultivierten Drosophila-Hirnexplantationen

Published: May 18, 2022
doi:

Summary

Eine Methode zur Reaktivierung ruhender neuraler Stammzellen in kultivierten Drosophila-Hirnexplantationen wurde etabliert. Mit dieser Methode kann die Rolle systemischer Signale von gewebeintrinsischen Signalen bei der Regulation der Ruhe, des Eintritts und des Austritts neuronaler Stammzellen entkoppelt werden.

Abstract

Neurale Stammzellen (NSCs) haben die Fähigkeit, sich zu vermehren, zu differenzieren, Apoptose zu durchlaufen und sogar in die Ruhephase einzutreten und sie zu verlassen. Viele dieser Prozesse werden durch das komplexe Zusammenspiel von NSC-intrinsischen genetischen Programmen mit NSC-extrinsischen Faktoren, lokalen und systemischen, gesteuert. Im genetischen Modellorganismus Drosophila melanogaster wechseln NSCs, bekannt als Neuroblasten (NBs), während des Übergangs von Embryo zu Larve von Ruhe zu Proliferation. Während dieser Zeit tauchen Larven aus ihren Eierschalen auf und beginnen zu krabbeln, um Nährstoffe zu suchen. Als Reaktion auf die Tierernährung produziert der Fettkörper, ein endokrines Organ mit Lipidspeicherkapazität, ein Signal, das systemisch in die zirkulierende Hämolymphe abgegeben wird. Als Reaktion auf das Fettkörper-abgeleitete Signal (FBDS) werden Drosophila insulinähnliche Peptide (Dilps) produziert und aus neurosekretorischen Neuronen und Gliazellen des Gehirns freigesetzt, was zu einer nachgeschalteten Aktivierung der PI3-Kinase-Wachstumssignale in NBs und ihrer Glia- und Trachealnische führt. Obwohl dies das aktuelle Modell dafür ist, wie NBs von Ruhe zu Proliferation wechseln, bleibt die Art des extrinsischen FBDS-Hinweises schwer fassbar. Um besser zu verstehen, wie extrinsische systemische Hinweise auf NB den Austritt aus der Ruhephase regulieren, wurde eine Methode entwickelt, um frühe Larvengehirne in vitro vor der Tierernährung zu kultivieren. Mit dieser Methode können exogene Faktoren an die Nährmedien abgegeben und NB-Austritt aus der Ruhezeit untersucht werden. Wir fanden heraus, dass exogenes Insulin ausreicht, um NBs aus der Ruhephase in Ganzhirnexplantaten zu reaktivieren. Da sich diese Methode gut für großflächige Bildschirme eignet, wollen wir zusätzliche extrinsische Hinweise identifizieren, die die NB-Ruhephase im Vergleich zu Proliferationsentscheidungen regulieren. Da die Gene und Signalwege, die NSC-Proliferationsentscheidungen regulieren, evolutionär konserviert sind, könnten die Ergebnisse dieses Assays einen Einblick in die Verbesserung regenerativer Therapien in der Klinik geben.

Introduction

Stammzellen sind aufgrund ihres Potenzials für den Einsatz in der regenerativen Medizinvon großem Interesse 1,2. Viele Tiere, insbesondere solche, die langlebig sind, behalten Stammzellen in ihrem erwachsenen Gewebe. Diese residenten Stammzellen dienen der Aufrechterhaltung der Gewebehomöostase und werden zur Reparatur nach körperlichen Verletzungen oder Krankheitenverwendet 3,4. Die meisten Stammzellen bei erwachsenen Tieren sind ruhig, ein relativ ruhender Zustand, der durch Zellzyklusstillstand und Inaktivierung der Wachstumssignalisierunggekennzeichnet ist 5. Als Reaktion auf extrinsische Hinweise verlassen Stammzellen die Ruhe, treten in den Zellzyklus ein und beginnen, Tochternachkommen zu erzeugen, die für ihren Gewebetyp spezifisch sind. Um beispielsweise eine effektive Immunantwort aufzubauen, induzieren Antigen-präsentierende Zellen ruhende naive T-Zellen, in den Zellzyklus einzutreten und sich klonalauszudehnen 6. Als Reaktion auf Schäden an der Skelettmuskulatur treten Muskelsatellitenstammzellen in den Zellzyklus ein und erzeugen Tochtermyoblasten, um beschädigte Myofibrillen zu ersetzen 5,7. Während es klar ist, dass ruhende Stammzellen auf extrinsische Signale reagieren, bleibt in vielen Fällen die Art des extrinsischen Hinweises unklar, ebenso wie der Mechanismus der Cue-induzierten Stammzellaktivierung. Ein besseres Verständnis dafür, wie ruhende Stammzellen auf extrinsische Hinweise reagieren und in den Zellzyklus eintreten, wird bei der Entwicklung besserer Stammzelltherapien in der Klinik helfen und die wissenschaftlichen Kenntnisse erweitern.

Seit Jahrzehnten werden Modellorganismen verwendet, um die Gene und Zellsignalwege aufzudecken, die die Stammzellproliferation während der Entwicklung und im Erwachsenenalter regulieren. Bei Drosophila teilen sich neuronale Stammzellen (NSCs), bekannt als Neuroblasten (NBs), während der gesamten Entwicklung, um alle Neuronen und Gliazellen zu erzeugen, die sich letztendlich integrieren und den neuronalen Schaltkreis bilden, der für die Gehirnfunktion erforderlich ist 8,9. Wie andere Stammzellen teilen sich NBs asymmetrisch, um sich selbst zu erneuern, und in einigen Fällen symmetrisch, um den Stammzellpool zu erweitern. Die NB werden während der Embryogenese spezifiziert und die meisten treten gegen Ende in die Ruhephase ein, was mit einem Rückgang der mütterlichen Nährstoffspeicher einhergeht (Abbildung 1). Nachdem die Embryogenese abgeschlossen ist, schlüpfen die Larven und beginnen mit der Fütterung. Als Reaktion auf die Tierfütterung reaktivieren sich die NBs aus der Ruhephase und nehmen die Zellteilungen 10,11,12,13,14,15,16 wieder auf. Da das Drosophila-ZNS relativ einfach ist und NBs zu definierten Zeiten in die Ruhephase ein- und austreten, erweist sich die Verwendung von Drosophila zur Untersuchung der Regulation von Ruhe, Ein- und Ausgang als ideal.

Figure 1
Abbildung 1: Relative Proliferation von CB-NBs (zentrale Gehirnneuroblasten, rot) und MB-NBs (Pilzkörper-Neuroblasten, blau) über die Entwicklungszeit. Am Ende der Embryogenese stellen die meisten NBs (rote Linie) die Proliferation ein und treten in die Ruhephase ein. Die Ruhephase dauert an, bis frisch geschlüpfte Larven ihre erste vollständige Mahlzeit zu sich nehmen. Die Zeitpunkte des Fokus für diese Methodik sind in roten Kreisen angegeben (1, Ruhezustand und 2, Reaktivierung). MB NBs (blau) sind eine Teilmenge der zentralen Gehirn-NBs, die sich während der gesamten Entwicklung kontinuierlich teilen (4 pro Gehirnhälfte). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Als Reaktion auf die Tierfütterung werden PI3-Kinase- und TOR-Wachstumssignalwege in NBs und in ihrer Glia- und Trachealnische10,11,15,16 aktiv. Wenn Nährstoffe aus der Nahrung entzogen werden oder wenn der PI3-Kinasespiegel reduziert wird, können NBs nicht reaktiviert werden und das Wachstum von Glia und Luftröhre wird ebenfalls reduziert10,11,15,16. Das aktuelle Modell postuliert, dass die NB-Reaktivierung durch den Fettkörper an das Larvenwachstum gekoppelt ist, was ein systemisches Signal als Reaktion auf die Tierfütterungfreisetzt 12,17,18. Dieses Signal, das schwer fassbar bleibt, fördert wahrscheinlich die Expression und Freisetzung von Drosophila insulin-like peptide (Dilps) im Gehirn, was zur nachgeschalteten Aktivierung der PI3-Kinase in NBs und ihrer Glia- und Trachealnische führt. Um die Art der systemischen Cue(s) besser zu verstehen, haben wir eine Methode entwickelt, um ruhende NBs in kultivierten Gehirnexplantationen zu reaktivieren. Mit dieser Methode kann die Reaktivierung von NBs in Abwesenheit von systemischen Hinweisen für das gesamte Tier untersucht werden. Exogene Faktoren können den Kulturmedien wieder zugeführt und die NB-Reaktivierung basierend auf der Aufnahme des Thymidinanalogons EdU untersucht werden. Mit dieser Methode stellten wir fest, dass exogenes Insulin ausreicht, um ruhende NBs in Gehirnexplantaten zu reaktivieren. Zukünftige Arbeiten werden darauf abzielen, zusätzliche Faktoren zu identifizieren, die, wenn sie wieder hinzugefügt werden, entweder positiv oder negativ die NB-Ruhe in Gehirnexplantationen regulieren.

Protocol

1. Sammlung von Drosophila-Larven HINWEIS: Bereiten Sie die Hefeplatte, die Traubenpaste und die Fly-Wohnung vor, bevor Sie beginnen: Hefepaste: In einem kleinen Behälter 5 g aktive Trockenhefe mit 10 ml Wasser mischen, um eine Paste zu bilden, die die Konsistenz von Erdnussbutter hat. Decken Sie die Hefepaste mit Plastikfolie ab und befestigen Sie sie mit einem Gummiband fest am Behälter.HINWEIS: Frische Hefepaste dehnt sich in ihrem Behälter aus und…

Representative Results

Frisch geschlüpfte OregonR-Wildtyp-Gehirne wurden seziert und 24 Stunden lang in Schneiders Medien (SSM) mit Insulin kultiviert. Gewebe wurden gemäß dem Protokoll fixiert und gefärbt. Primäre Antikörper, die gegen Deadpan (Dpn) zum Nachweis von NBs und Scribble zur Markierung von Zellmembranen erzeugt wurden, wurden verwendet. Das Thymidinanalogon 5-Ethynyl-2′-Desoxyuridin (Edu) wurde hinzugefügt, um den Eintritt in die S-Phase und die NB-Reaktivierung nachzuweisen. Wir fanden großformatige Edu positive und Dpn…

Discussion

Die hier beschriebene Methode zur Kultur von Hirnexplantationen kann in den meisten Laborumgebungen durchgeführt werden. Die benötigten Werkzeuge sowie die Vorgehensweise und Datenerfassung sind einfach und unkompliziert. Mit dieser Methode kann man eine Vielzahl von Hypothesen testen, einschließlich derjenigen, die sich auf die Zellsignalkaskaden und extrinsischen Faktoren beziehen, die die Reaktivierung und Proliferation von NB regulieren. Hier fanden wir unter Verwendung von Wildtyp-OregonR-Tieren heraus, dass exog…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir erkennen das LSAMP Bridges to Doctorate Programm zur Finanzierung (CNK) sowie NIH / NIGMS (R01-GM120421 und R35-GM141886) an. Wir danken Dr. Conor Sipe für Abbildung 1. Wir danken auch allen Siegrist Lab-Mitgliedern für ihre anhaltende Unterstützung und Mentorschaft. Wir danken insbesondere Chhavi Sood und Gary Teeters für ihre sorgfältige Lektüre des Manuskripts und für ihre Kommentare.

Materials

10 µL Pipette tips Denville Sci P2102
1000 µL Pipette tips Denville Sci P2103-N
1000 µL Pipettor Gilson P1000
16% paraformaldehyde (10 x 10 mL) Electron Microscopy Sciences 2912.60.0000 Used for Fixation of Larval Brains
20 µL Pipette Gilson P20
200 µL Pipette tips Gilson P200
200 µL Pipette tips Denville Sci 1158U56
24-well multiwell culture plates Fisher Scientific 50-197-4477
35 mm Petri dishes Fisher Scientific 08-757-100A Grape Plate Ingredients
4 °C refrigerator Fisher Scientific Provides an ideal temperature for >24 h incubations in antibody solution
63x Objective Lecia
Active dry yeast Most supermarkets
Agarose Fisher Scientific 214010 Grape Plate Ingredients
Click-iT EdU Cell Proliferation Kit for Imaging, Alexa Fluor 647 dye Thermo Fisher Scientific C10340 to label proliferating cells
Confocal Microscope Leica SP8
Coverslips 22 mm x 22 mm x 1 mm , 10 pack of 4 oz Fisher Scientific 12-544-10 Two Coverslips are super glued to the ends of the microscope slide. This creates a space that allows for the brains to float in antifade while being imaged.
Coverslips, 22 mm x 50 mm x 1 mm Fisher Scientific 12-545E The coverslip is placed on two square coverslips on the microscope slide ensuring that the brain in the antifade does not move while imaging.
Dissecting microscope Zeiss Stemi 2000
Ethanol 200 proof (100%), Decon Labs, 1 gallon bottle Fisher Scientific 2701 Used to wash off the larvae before the 24 hr hold in culture medium
Fetal Bovine Serum (10%) Sigma F4135-100ML Supplement for cell culture media.
Fine forceps for dissection Fine Science Tools 11295-20 Forcepts used in disections. They work best when sharpened.
Fly Bottles for Crossing Genessee Scientific 32-130 This bottle is used as a container that lets the flies lay eggs on the grape plate.
Glass Dissection Dish (3 well) These are no longer available
Glutathione Sigma G6013 Provides oxidative protection during cell culture.
Goat Serum Sigma G9023- 10ML Blocking Agent
Grape Plates Made in house Made in house Grape juice/agarose plates for collecting freshly hatched eggs
Image J Imagej.net/fiji/downloads Free Download:  https://fiji.sc Imaging platform that is used to count cells and Edu reactivation
Incubator Thermo Fisher Scientific Ensures that the temperature, humidity, and light exposure is exactly the same throughout experiment.
Insulin Sigma I0516 Independant variable of the experiment
Laminar flow hood For aliquoting culture media
L-Glutamine Sigma G7513 Provides support during cell culture
Nunc 72-well Microwell Mini Trays Fisher Scientific 12-565-154 Immunostaining steps are performed in this tray
Parafilm Fisher Scientific S37440 Film used to seal plates in order to prevent evaporation
Pen-Strep Sigma P4458-100ml Antibiodics used to prevent bacterial contamination of cells during culture.
Phosphate Buffer, pH7.4 Made in house Made in house Solvent used to wash the brains after fixing and staining steps
Pick Fine Science Tools 10140-01 Used to pick larvae off of the grape plate
Propionic acid Fisher Scientific A-258 Grape Plate Ingredients
Rabbit 405 Abcam ab175653 Antibodies used for immunostaining
Rat 555 Abcam ab150166 Antibodies used for immunostaining
Rb Scribble A Gift from Chris Doe Antibodies used for immunostaining
Rt Deadpan Abcam ab195173 Antibodies used for immunostaining
Schneiders Culture Medium Life Tech 21720024 Contains nutrients that help the cells grow and proliferate
SlowFade Diamond Antifade (5 x 2 mL) Life Tech S36963 Reagent that provides protection against fading fluorophores
Sterile Water Autoclave Milli-Q water made in house Needed for Solutions
Sucrose Fisher S2-12 Grape Plate Ingredients
Superfrost Microscope Slides Fisher Scientific 12-544-7
Superglue Most supermarkets
Tegosept Genesee Scientific 20-259 Grape Plate Ingredients
Triton-X 100 Sigma T9284-100ML PBT
Welch's 100% grape grape juice Most supermarkets Grape Plate Ingredients

Referências

  1. Suman, S., Domingues, A., Ratajczak, J., Ratajczak, M. Z. Potential clinical applications of stem cells in regenerative medicine. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1201, 1-22 (2019).
  2. Tabar, V., Studer, L. Pluripotent stem cells in regenerative medicine: challenges and recent progress. Nature Reviews Genetics. 15, 82-92 (2014).
  3. Daley, G. Q. Stem cells and the evolving notion of cellular identity. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 370, 20140376 (2015).
  4. Rodrigues, M., Kosaric, N., Bonham, C. A., Gurtner, G. C. Wound healing: A cellular perspective. Physiological Reviews. 99, 665-706 (2019).
  5. van Velthoven, C. T. J., Rando, T. A. Stem cell quiescence: Dynamism, restraint, and cellular idling. Cell Stem Cell. 24, 213-225 (2019).
  6. Chapman, N. M., Boothby, M. R., Chi, H. Metabolic coordination of T cell quiescence and activation. Nature Reviews Immunology. 20, 55-70 (2020).
  7. Wosczyna, M. N., Rando, T. A. A muscle stem cell support group: Coordinated cellular responses in muscle regeneration. Developmental Cell. 46, 135-143 (2018).
  8. Homem, C. C., Knoblich, J. A. Drosophila neuroblasts: a model for stem cell biology. Development. 139, 4297-4310 (2012).
  9. Kang, K. H., Reichert, H. Control of neural stem cell self-renewal and differentiation in Drosophila. Cell and Tissue Research. 359, 33-45 (2015).
  10. Chell, J. M., Brand, A. H. Nutrition-responsive glia control exit of neural stem cells from quiescence. Cell. 143, 1161-1173 (2010).
  11. Sousa-Nunes, R., Yee, L. L., Gould, A. P. Fat cells reactivate quiescent neuroblasts via TOR and glial insulin relays in Drosophila. Nature. 471, 508-512 (2011).
  12. Britton, J. S., Edgar, B. A. Environmental control of the cell cycle in Drosophila: nutrition activates mitotic and endoreplicative cells by distinct mechanisms. Development. 125, 2149-2158 (1998).
  13. Lin, S., et al. Extremes of lineage plasticity in the Drosophila brain. Current biology : CB. 23, 1908-1913 (2013).
  14. Sipe, C. W., Siegrist, S. E. Eyeless uncouples mushroom body neuroblast proliferation from dietary amino acids in Drosophila. Elife. 6, 26343 (2017).
  15. Speder, P., Brand, A. H. Systemic and local cues drive neural stem cell niche remodelling during neurogenesis in Drosophila. Elife. 7, 30413 (2018).
  16. Yuan, X., Sipe, C. W., Suzawa, M., Bland, M. L., Siegrist, S. E. Dilp-2-mediated PI3-kinase activation coordinates reactivation of quiescent neuroblasts with growth of their glial stem cell niche. PLoS Biology. 18, 3000721 (2020).
  17. Colombani, J., et al. A nutrient sensor mechanism controls Drosophila growth. Cell. 114, 739-749 (2003).
  18. Geminard, C., Rulifson, E. J., Leopold, P. Remote control of insulin secretion by fat cells in Drosophila. Cell Metabolism. 10, 199-207 (2009).
  19. Siller, K. H., Serr, M., Steward, R., Hays, T. S., Doe, C. Q. Live imaging of Drosophila brain neuroblasts reveals a role for Lis1/dynactin in spindle assembly and mitotic checkpoint control. Molecular Biology of the Cell. 16, 5127-5140 (2005).
  20. Prithviraj, R., Trunova, S., Giniger, E. Ex vivo culturing of whole, developing Drosophila brains. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e4270 (2012).
  21. Bostock, M. P., et al. An immobilization technique for long-term time-lapse imaging of explanted drosophila tissues. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 590094 (2020).
  22. Datta, S. Activation of neuroblast proliferation in explant culture of the Drosophila larval CNS. Brain Research. 818, 77-83 (1999).
check_url/pt/63189?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Naomi Keliinui, C., Doyle, S. E., Siegrist, S. E. Neural Stem Cell Reactivation in Cultured Drosophila Brain Explants. J. Vis. Exp. (183), e63189, doi:10.3791/63189 (2022).

View Video