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Pesquisa do Câncer

Un modello sferoide tridimensionale per studiare l'interazione tumore-stromale nel carcinoma epatocellulare

Published: September 30, 2021
doi:
10.3791/62868
, , , , ,
1Department of Biochemistry, Faculty of Pharmacy,Minia University, 2National Institute for Health Research Birmingham Liver Biomedical Research Unit and Centre for Liver and Gastrointestinal Research, Institute of Immunology and Immunotherapy,University of Birmingham, 3Newcastle Fibrosis Research Group, Biosciences Institute, Faculty of Medical Sciences,Newcastle University, 4Newcastle University Translational and Clinical Research Institute, Faculty of Medical Sciences,Newcastle University, 5The Liver Unit, Department of Medicine, Freeman Hospital,Newcastle-upon-Tyne Hospitals NHS Foundation Trust

Summary

Mancano modelli completi in vitro che ricapitolino fedelmente la malattia umana pertinente. Il presente studio presenta la creazione e la coltura tridimensionale (3D) di sferoidi tumorali, uno strumento affidabile in vitro per studiare l’interazione tumore-stromale nel carcinoma epatocellulare umano.

Abstract

L’aggressività e la mancanza di trattamenti ben tollerati e ampiamente efficaci per il carcinoma epatocellulare avanzato (HCC), la forma predominante di cancro al fegato, razionalizzano il suo rango come la seconda causa più comune di morte correlata al cancro. I modelli preclinici devono essere adattati per ricapitolare le condizioni umane per selezionare i migliori candidati terapeutici per lo sviluppo clinico e aiutare la consegna della medicina personalizzata. I modelli sferoidi cellulari tridimensionali (3D) mostrano promesse come alternativa emergente in vitro alle colture monostrato bidimensionali (2D). Qui, descriviamo un modello sferoide tumorale 3D che sfrutta la capacità delle singole cellule di aggregarsi quando mantenuto in goccioline sospese ed è più rappresentativo di un ambiente in vivo rispetto ai monostrati standard. Inoltre, gli sferoidi 3D possono essere prodotti combinando cellule omotipiche o eterotipiche, più riflettenti dell’eterogeneità cellulare in vivo, consentendo potenzialmente lo studio delle interazioni ambientali che possono influenzare la progressione e le risposte al trattamento. L’attuale ricerca ha ottimizzato la densità cellulare per formare sferoidi tumorali omotipici ed eterotipici 3D immobilizzando le sospensioni cellulari sui coperchi delle piastre di Petri standard da 10 cm3 . L’analisi longitudinale è stata eseguita per generare curve di crescita per gli sferoidi tumorali / fibroblasti omotipici rispetto a quelli eterotipici. Infine, è stato studiato l’impatto proliferativo dei fibroblasti (cellule COS7) e dei miofibroblasti epatici (LX2) sugli sferoidi del tumore omotipico (Hep3B). Una densità di semina di 3.000 cellule (in mezzi da 20 μL) ha prodotto con successo sferoidi eterotipici Huh7 / COS7, che hanno mostrato un costante aumento delle dimensioni fino al giorno di coltura 8, seguito da ritardo della crescita. Questa scoperta è stata corroborata utilizzando sferoidi omotipici Hep3B coltivati in LX2 (linea cellulare stellata epatica umana) mezzo condizionato (CM). LX2 CM ha innescato la proliferazione degli sferoidi Hep3B rispetto agli sferoidi tumorali di controllo. In conclusione, questo protocollo ha dimostrato che gli sferoidi tumorali 3D possono essere utilizzati come strumento semplice, economico e prescreening in vitro per studiare le interazioni tumore-stromale in modo più completo.

Introduction

L’incidenza globale e la mortalità per cancro al fegato hanno continuato ad aumentare, nonostante i progressi nei trattamenti per le malattie del fegato e la maggior parte degli altri tipi di cancro. Nel 2018, il cancro al fegato ha superato il cancro del colon-retto e dello stomaco per diventare la seconda causa più comune di morte correlata al cancro a livello globale1. Nel 2020, ci sono state più di 9.00.000 nuove diagnosi, pari al 4,7% dei casi totali di cancro in tutto il mondo1. Ciò è particolarmente deludente, dato che i fattori di rischio significativi per lo sviluppo dell’HCC, la forma più comune di cancro al fegato, sono ben caratterizzati2. La cirrosi è il fattore di rischio più comune per lo sviluppo di HCC, con l’80% dei casi che si sviluppano sullo sfondo della cirrosi accertata2. Le malattie croniche del fegato, che progrediscono verso la cirrosi, e di conseguenza l’HCC, includono il virus dell’epatite B (HBV), il virus dell’epatite C (HCV), la malattia epatica alcol-correlata (ARLD), le malattie del fegato grasso non alcoliche (NAFLD) – quest’ultimo attribuito all’obesità e al diabete mellito di tipo 2 (T2DM)2,3. Gli attuali protocolli di gestione per l’HCC sono dipendenti dallo stadio e limitati per quelli con cancro avanzato, che il più delle volte hanno un esito scarso4. Ci sono stati progressi significativi nell’uso di inibitori delle chinasi e, più recentemente, trattamenti immuno-oncologici, anche se realisticamente, avvantaggiano solo una minoranza di pazienti con tumori epatici avanzati5. Inoltre, vi è la preoccupazione che gli HCC che si verificano nei pazienti con NAFLD – la causa sottostante in più rapida crescita, che rappresenta oltre il 50% dei casi di HCC di nuova diagnosi nei paesi occidentali, possano essere più resistenti alla terapia con inibitori del checkpoint di morte programmata 1 (PD1)6.

C’è stato un massiccio investimento in studi clinici per i pazienti con HCC, compresi miglioramenti significativi negli studi clinici e nei loro endpoint7. Dopo un decennio di fallimenti, questi investimenti hanno iniziato a cambiare le opportunità per i pazienti. Tuttavia, la realtà è che la percentuale complessiva di responder rimane relativamente scarsa, con pazienti reclutati negli studi che spesso rappresentano male quelli curati nelle cliniche. Il pericolo è che i progressi siano costosi e vadano a beneficio di pochi piuttosto che di molti. Man mano che emergono più terapie candidate per uso singolo o combinazione, è essenziale disporre di modelli preclinici più predittivi delle risposte in vivo. È probabile che si tratti di modelli che incorporano ulteriori fattori che contribuiscono alla variabilità osservata nelle risposte dei pazienti che riflettono meglio l’eterogeneità dell’HCC umano e la complessità patologica8. I sistemi che ricreano le condizioni fisiopatologiche in vivo dell’HCC sono necessari per aiutare a comprendere la biologia dell’evoluzione, della crescita e della progressione del tumore. I modelli sperimentali esistenti di malattie epatiche croniche e HCC di solito rientrano in tre categorie principali: modelli in vivo basati su animali (recensiti in9), colture de vitro10 ed ex vivo11,12 modelli. Gli approcci basati sugli animali sono ampiamente utilizzati per studiare le malattie croniche del fegato, tra cui l’HCC; tuttavia, la variabilità genetica, gli elevati costi di gestione e i diversi sistemi immunitari tra le specie sono tra i principali limiti per l’applicazione di tali modelli9. Mentre alcuni modelli ex vivo forniscono uno strumento eccellente per concentrarsi sui tessuti umani rispetto ad altri modelli di linee cellulari in vitro, la disponibilità di tessuti e il limitato corso di tempo sperimentale ostacolano il loro utilizzo su larga scala.

D’altra parte, i modelli di linee cellulari in vitro rimangono una buona opzione per gli scienziati che lavorano con risorse limitate, con una minore necessità di avere una fornitura costante di tessuti umani freschi10. Questi modelli forniscono anche uno strumento che può essere utilizzato come primo schermo per aiutare con la convalida del target della selezione dei farmaci prima di procedere a modelli in vivo più complessi. La recente modifica delle tradizionali colture monostrato 2D in colture 3D ha migliorato l’efficacia di questi modelli de vitro13,14.

I modelli 3D in vitro possono ricapitolare le caratteristiche critiche osservate in condizioni normali e patologiche umane. In condizioni fisiologiche, la trasduzione del segnale viene avviata attraverso la diafonia cellulare e l’interazione con altre molecole del tessuto connettivo, vale a dire le proteine della matrice extracellulare (ECM), formando una rete di interazione 3D15,16. Il tumore si evolve in una forma sferica 3D durante la trasformazione maligna, per la quale l’ossigeno e le sostanze nutritive sono prontamente abbondanti nell’interfase non tumorale / tumorale. Allo stesso tempo, le condizioni ipossiche predominano nel nucleo del tumore. Questa eterogeneità nella disponibilità di nutrienti si traduce nell’attivazione di segnali spazialmente distinti e vie metaboliche che regolano la tumorigenesi. Queste condizioni sono scarsamente ricapitolate nelle colture monostrato 2D convenzionali14, in cui le cellule crescono su plastica di coltura rigida in modo fisiologicamente irrilevante. Le cellule tumorali comunicano anche con altre cellule non parenchimali, la fonte primaria di ECM, crescita e segnalazione di invasione all’interno del microambiente tumorale. A differenza delle colture 2D, i modelli 3D in vitro possono fornire una piattaforma più adatta per studiare questa interazione tumore-stromale17.

I modelli 3D sono ampiamente utilizzati nel campo dell’HCC e variano nel modo in cui si forma il micro-tessuto18,19,20,21,22,23. La maggior parte di questi modelli utilizzava le piastre di legame ultra-basse18,19,20,21,22 o trans-wells23 nel processo di formazione di sferoidi. Il protocollo descritto introduce la tecnica delle goccioline sospese come modello sferoide tumorale 3D in vitro alternativo, privo di plastica ed economico. Ciò può facilitare la valutazione dei ruoli paracrini e autocrini dei fibroblasti sulla proliferazione delle cellule tumorali in formato 3D.

Protocol

1. Preparazione cellulare Eseguire tutti gli esperimenti in condizioni sterili in armadio di sicurezza microbiologica a flusso laminare di Classe II (vedi Tabella dei materiali). Accendere il cofano e consentire la stabilizzazione del flusso d’aria. Spruzzare accuratamente la superficie interna della cappa con il 70% di etanolo per eliminare ogni possibile contaminazione da parte degli utenti precedenti. Preparare il 5% di una soluzione disinfettante in un becher di vetro da 500 ml. Scartare qualsiasi surnatante cellulare o detriti cellulari all’interno della soluzione. Pulire accuratamente tutte le micropipette e le scatole di punta con il 70% di etanolo. Preparare terreni di coltura cellulare freschi integrando il mezzo ad alto contenuto di glucosio dell’Eagle’s medium (DMEM) modificato di Dulbecco con il 10% di siero bovino fetale disattivato dal calore (FBS), l’1% di penicillina / streptomicina (100 unità / mL di penicillina e 100 μg / mL di streptomicina) e 2 mM di L-glutammina. Per la linea cellulare stellata epatica LX2, ridurre la concentrazione del supplemento FBS al 2%. Terreni di coltura caldi prima di iniziare l’esperimento. Prendi le linee cellulari tumorali HCC Huh7 e Hep3B e le linee cellulari dei fibroblasti COS7 e LX2 dal loro rack di stoccaggio in azoto liquido. Scongelare rapidamente le cellule crioconservate. Cellule diluite scongelate con 2 ml di terreno di coltura fresco. Centrifugare le celle a 200 x g per 4 min a temperatura ambiente. Scartare il surnatante e risospesciare il pellet cellulare in 1 mL di terreno di coltura caldo fresco. Cellule di seme in pallone di coltura cellulare T75. Incubare le cellule in un incubatore di colture cellulari in CO2 al 5% a 37 °C in condizioni umidificate al 95% fino a quando le cellule raggiungono il 60%-70% di confluenza. 2. Raccolta di celle Aspirare i terreni di coltura e lavare le cellule tre volte con soluzione salina tampone fosfato (PBS). Aggiungere 2 ml di tripsina 1x preriscaldata per staccare le cellule aderenti dal fondo dei palloni T75. Incubare a 37 °C in un incubatore per 4 min. Inattivare la tripsina aggiungendo 4 ml di terreno di coltura completo. Raccogliere la sospensione cellulare e le celle centrifughe a 200 x g per 4 minuti a temperatura ambiente. Scartare il surnatante e risospese le cellule in 4 ml di terreno di coltura fresco. 3. Conteggio delle celle Ruotare delicatamente la sospensione cellulare per garantire una distribuzione omogenea delle cellule nel tubo della centrifuga. Utilizzando una pipetta da 10 μL, mescolare 10 μL di sospensione cellulare con 10 μL di tripano blu. Pipettare delicatamente la miscela su e giù quattro volte per garantire la completa colorazione della superficie cellulare esterna con il colorante. Contare il numero di cellule usando un emocitometro. In primo luogo, posizionare un coverslip sopra l’area di conteggio dell’emocitometro prima di caricare la sospensione cellulare colorata. Posizionare la punta della pipetta contenente la sospensione cellulare nella scanalatura a V dell’emocitometro. Espellere delicatamente il contenuto della punta nella diapositiva di conteggio. Lasciare riposare il liquame per un paio di minuti prima di fissarlo sul palco del microscopio per il conteggio delle cellule.NOTA: per evitare il doppio conteggio, contare solo le celle sui due lati del quadrato grande. Conta nelle celle che si sovrappongono alla regola in alto o a destra ed evita quelle che si sovrappongono alla regola in basso o a sinistra. Calcola il numero totale di celle.NOTA: Numero di cella per ml = 4. Raccolta di fibroblasti condizionati (CM) Aspirare i terreni di coltura e lavare le celle LX2 tre volte con PBS. Aggiungere 2 ml di tripsina 1x preriscaldata per staccare le cellule aderenti dal fondo dei palloni T75. Incubare il matraccio a 37 °C in un incubatore per 4 min. Inattivare la tripsina aggiungendo 4 ml di terreno di coltura completo. Raccogliere la sospensione cellulare e le celle centrifughe a 200 x g per 4 minuti a temperatura ambiente. Contare le celle come da passaggio 3. Seme 1 x 106 celle LX2 in piatti da 10 cm3 per 48 h a 37 °C. Raccogliere il fibroblasto CM dopo 48 h. Centrifugare a 200 x g per 4 minuti a temperatura ambiente per pellettizzare eventuali celle galleggianti. Filtrare sterile il CM utilizzando un filtro da 0,22 μm fissato sul fondo di siringhe da 20 mL. Prelevare il surnatante CM. Aliquota il CM in tubi da 2 ml e conservare a -80 °C per ulteriori applicazioni.NOTA: La soluzione può essere conservata per 6 mesi a -80 °C. 5. Convalida delle densità cellulari per sferoidi perfetti Aspirare i terreni di coltura e lavare le linee cellulari HCC tre volte con PBS. Aggiungere 2 ml di tripsina 1x preriscaldata per staccare le cellule aderenti dal fondo dei palloni T75. Incubare a 37 °C in un incubatore per 4 min. Inattivare la tripsina aggiungendo 4 ml di terreno di coltura completo. Raccogliere la sospensione cellulare e le celle centrifughe a 200 x g per 4 minuti a temperatura ambiente. Contare le celle come da passaggio 3. Pipettare diverse densità dalle linee cellulari tumorali (12000, 6000, 3000, 1500, 1000, 750, 500, 250 e 125 cellule) in 20 μL di media sulla superficie interna di un coperchio di 10 cm3 di una capsula di Petri. Aggiungere 10 ml di PBS sterile sul fondo del piatto per fornire condizioni umide per il processo di formazione di sferoidi. Invertire il coperchio della parabola da 10 cm3 per consentire al supporto, compresa la sospensione cellulare, di appendere su un ambiente umido. Lasciare le goccioline appese per 3 giorni. Scatta immagini degli sferoidi con ingrandimento 50x usando un microscopio invertito 3 giorni dopo aver appeso le goccioline originali. 6. Tumore eterotipico/sferoidi stromali Sospendere 1500 cellule HCC Huh7 con 1500 cellule di fibroblasti di mammiferi COS7 (rapporto 1:1) in goccioline appese per formare sfere. Aggiungere 10 ml di PBS sterile sul fondo del piatto per fornire condizioni umide per gli sferoidi. Invertire il coperchio della parabola da 10 cm3 per consentire al supporto, compresa la sospensione cellulare, di appendere su un ambiente umido. Lasciare le goccioline appese per 3 giorni. Scatta immagini degli sferoidi usando un microscopio invertito dal giorno 3 fino al giorno 10 della cultura. Metti il piatto da 10 cm3 sul palco del microscopio. Regolare l’ingrandimento del microscopio a 50x per tutti gli sferoidi. Aprire il software del microscopio sul computer collegato e regolare la messa a fuoco per avere un’immagine chiara di ogni sferoide. Utilizzare lo strumento di acquisizione sul software del microscopio per salvare le immagini acquisite. 7. Sferoidi omotipici Hep3B in LX2 CM Sospendere 3000 celle HCC Hep3B nelle goccioline appese per formare sfere. Aggiungere 10 ml di PBS sterile sul fondo del piatto per fornire condizioni umide per gli sferoidi. Invertire il coperchio della parabola da 10 cm3 per consentire al supporto, compresa la sospensione cellulare, di appendere su un ambiente umido. Lasciare le goccioline appese per 3 giorni. Trasferire sferoidi Hep3B in 20 μL di CM fresco da cellule LX2 in goccioline pendenti.NOTA: Utilizzare punte per pipette sterili autoclavate non filtrate da 200 μL nel processo di trasferimento di sferoidi per evitare interruzioni o lesioni agli sferoidi formati. Questo anche per eliminare eventuali cellule residue che rimangono non attaccate al singolo sferoide principale. Utilizzare una pipetta autoclavata da 20 μL per il processo di trasferimento. Regolare il volume della pipetta a 2 μL. Collegare la punta della pipetta alla pipetta. Invertire il coperchio del piatto da 10 cm3 su cui si sono formati gli sferoidi. Fissare il coperchio sul palco di un microscopio ottico. Regolare la messa a fuoco fine del microscopio per rendere visibile ogni sferoide. Svuotare con cura l’aria dalla micropipetta premendo il pulsante dello stantuffo. Inserire la punta della pipetta nella goccia, incluso lo sferoide, da trasferire. Avvicinati molto allo sferoide senza toccarlo con la punta. Rilasciare delicatamente la pressione sul pulsante dello stantuffo per consentire l’aspirazione dello sferoide nella punta della micropipetta in un mezzo da 2 μL. Trasferire lo sferoide in una nuova goccia appesa a un nuovo piatto da 10 cm3 , con nuovi supporti / supporti condizionati / trattamento.NOTA: Assicurarsi che tutti gli sferoidi siano trasferiti correttamente al nuovo piatto da 10 cm3 utilizzando il microscopio ottico. Scatta immagini degli sferoidi con ingrandimento 50x usando un microscopio invertito dal giorno del trasferimento (giorno 3) fino al giorno 7 della coltura in LX2 CM. 8. Calcolo del volume sferoidale Assegna un identificatore numerico univoco per ogni sferoide in modo che le immagini degli sferoidi corrispondenti possano essere acquisite quotidianamente. Analizza le immagini degli sferoidi in crescita utilizzando un pacchetto software di analisi delle immagini. Aprire ogni immagine sferoide all’interno del pacchetto software. Utilizzando lo strumento di selezione a mano libera e delineare ogni sferoide. Dal pulsante a discesa Analisi selezionare Imposta misurazione, quindi Area. Premere OK. Disegna manualmente un cerchio attorno a ciascun sferoide. Una volta cerchiata la sfera, premere Ctrl + M per consentire al programma di calcolare l’area sferoide in Pixel. Convertire l’area dello sferoide in un volume.NOTA: volume di spheroidmm3 = 0,09403 × Calcolare la variazione del volume sferoide rispetto al suo volume il primo giorno di acquisizione dell’immagine.NOTA: Questo per normalizzare il volume sferoide al volume iniziale e migliorare la precisione data la variazione naturale della dimensione iniziale.

Representative Results

Le cellule coltivate in un formato 3D multistrato riflettono in modo più accurato la complessità del microambiente tumorale rispetto alle colture 2D convenzionali24,25. In precedenza, molti studi hanno integrato i terreni di coltura degli sferoidi con diversi mitogeni e fattori di crescita26 per avviare la formazione di sferoidi. In questo studio, tuttavia, l’aggiunta di fibroblasti, o il loro CM, fornisce mitogeni e fattori di crescita essenziali per accelerare la crescita degli sferoidi. La Figura 1 illustra i dati di uno studio pilota in cui le cellule HCC umane Huh7 sono state seminate in una densità di semina discendente a partire da 12.000 fino a 125 cellule in 20 μL di mezzi freschi per 3 giorni. Una densità di semina di 12.000 cellule ha prodotto sferoidi con una forma asimmetrica, che non è stata corretta anche dopo aver dimezzato la densità di semina cellulare. Tuttavia, gli sferoidi creati da 3000 celle apparivano più arrotondati (Figura 1, riga superiore). Un’ulteriore riduzione della concentrazione cellulare non è riuscita a formare singole sfere (125, 250, 500 sfere a densità cellulare) né ha avuto un aspetto regolare di tipo sferico (1000 e 1500 sferoidi a densità cellulare). Vale la pena ricordare che molte piccole sfere si sono formate ad una densità di 500 cellule tumorali; tuttavia, solo un piccolo sferoide è stato catturato con ingrandimento 50x (Figura 1, riga superiore). Lo stesso protocollo ottimizzato è stato applicato alla linea cellulare dei fibroblasti renali primati COS7 (Figura 1, riga centrale). La sospensione di 125, 250 e 500 fibroblasti COS7 in goccioline pendenti da 20 μL ha portato a uno sferoide arrotondato con più sferoidi più piccoli, mentre densità cellulari più elevate (1000, 1500 e 3000) formavano singoli sferoidi semi-arrotondati. Simile agli sferoidi tumorali Huh7, sospensioni cellulari più elevate (6.000 e 12.000 cellule / sfera) hanno provocato la formazione di aggregati cellulari irregolari, e quindi concentrazioni cellulari più elevate sono state scartate (Figura 1, riga centrale). Basse densità di sospensioni cellulari eterotipiche Huh7/COS7 (125, 250 e 500 cellule/sfera) hanno generato un singolo sferoide con più sferoidi fluttuanti o semi-attaccati (Figura 1, riga inferiore). Gli sferoidi eterotipici a 1000 e 1500 cellule erano semi-arrotondati, mentre una densità di semina di 3000 cellule (1500 per tipo di cellula) dava uno sferoide 3D arrotondato. Come notato in precedenza, densità cellulari più elevate hanno portato alla formazione di aggregati piuttosto che di sferoidi ben definiti (Figura 1, riga inferiore). In conclusione, 3000 sferoidi a densità cellulare sono stati arrotondati, simili ai tumori HCC umani, e sono stati adattati per ulteriori esperimenti. Coltivare le sospensioni cellulari come goccioline appese per 3 giorni è stato sufficiente per promuovere la formazione di sferoidi. Dopo aver ottimizzato la migliore concentrazione cellulare e il punto temporale per la formazione di sferoidi nel contesto attuale, l’impatto proliferativo delle linee cellulari tumorali e fibroblasti co-colturali è stato valutato longitudinalmente. Le figure 2 e 3 mostrano sferoidi eterotipici Huh7/COS7 (3000 numeri totali di cellule per sferoide) monitorati dal giorno 3 al giorno 10. Gli sferoidi omotipici Huh7 e COS7 (1500 cellule ciascuno) fungevano da controlli. A partire dal giorno 4, gli sferoidi eterotipici sono cresciuti in una forma rotonda ideale rispetto agli sferoidi omotipici (Figura 2). Il volume iniziale dello sferoide eterotipico era più grande di quello di ogni sferoide omotipico. La crescita degli sferoidi è stata calcolata come la variazione del loro volume rispetto al volume iniziale al giorno della formazione degli sferoidi per evitare la normale variazione del volume sferoide (giorno 3, Figura 3). Gli sferoidi eterotipici hanno inizialmente mostrato una rapida fase di crescita a partire dal giorno 4 fino al giorno 7, seguita da una fase più lenta di crescita al giorno 8 (Figure 2, riga superiore e Figura 3). Il volume sferoide è diminuito nei giorni 9 e 10, probabilmente riflettendo l’esaurimento dei nutrienti o un nucleo ipossico e la morte cellulare. Al contrario, gli sferoidi omotipici Huh7 e COS7 sono cresciuti a un ritmo molto più lento (Figura 2, righe centrali e inferiori; Figura 3). Gli sferoidi omotipici hanno mostrato una curva di crescita relativamente statica fino al quinto giorno di coltura (due giorni dopo la formazione degli sferoidi). A partire dal giorno 6, gli sferoidi omotipici hanno iniziato a mostrare un graduale aumento della loro curva di crescita, anche se ad un tasso significativamente inferiore a quello degli sferoidi eterotipici (Figura 3). In conclusione, gli sferoidi eterotipici tumorali / fibroblasti crescono ad un tasso più elevato rispetto agli sferoidi omotipici suggerendo che il contatto diretto delle cellule tumorali e dei fibroblasti aumenta le dimensioni degli sferoidi tumorali. Infine, per convalidare i risultati di cui sopra e per studiare l’impatto paracrino delle cellule mesenchimali sulla proliferazione degli sferoidi HCC in un contesto correlato al fegato, gli sferoidi omotipici Hep3B HCC di 3 giorni sono stati coltivati in mezzi freschi regolari o CM da cellule stellate epatiche LX2 (Figura 4 e Figura 5) per altri 4 giorni. A prima vista, 3000 cellule Hep3B hanno formato sferoidi perfettamente arrotondati dopo 3 giorni (Figura 4). Gli sferoidi Hep3B hanno mostrato una proliferazione continua nei media freschi dal giorno 3 al giorno 7 (Figura 4, riga superiore). Il tasso di crescita è stato migliorato quando gli sferoidi Hep3B sono stati mantenuti in LX2 CM (Figura 4, riga inferiore). Questa conversione media-dipendente nella crescita sferoide Hep3B ha mostrato una significatività statistica dal giorno 4 fino alla fine dell’esperimento (Figura 5), suggerendo una proliferazione guidata dai fibroblasti degli sferoidi tumorali. In conclusione, questo studio ha modificato con successo le colture sferoidi 3D esistenti per sfruttare la diafonia tra cellule tumorali HCC e diverse linee cellulari di fibroblasti e studiare il significato proliferativo di questa interazione cellulare diretta e indiretta (Figura 6). È necessaria un’ulteriore caratterizzazione degli sferoidi formati per migliorare il modo in cui le cellule tumorali interagiscono con il microambiente circostante. Figura 1: Ottimizzazione della densità cellulare ottimale per la formazione di sferoidi. Le colonne rappresentano diverse densità di semina delle celle e le righe rappresentano gli sferoidi formati da celle Huh7 (riga superiore), celle COS7 (riga centrale) e celle eterotipiche Huh7/COS7 (riga inferiore). Le immagini rappresentano sferoidi formati dopo aver sospeso 125, 250, 500, 1000, 1500, 3000, 6000 e 12000 celle (da sinistra a destra) in supporti da 20 μL per 3 giorni. Lo studio pilota ha incluso due sferoidi per condizione e le immagini sono state scattate con ingrandimento 50x, barra di scala = 200 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 2: Crescita sferoide eterotipica rispetto a quella omotipica. Le colonne rappresentano il giorno in cui sono state scattate le immagini sferoidi e le righe mostrano immagini rappresentative per gli sferoidi formati da celle Huh7 (riga superiore), celle COS7 (riga centrale) e celle Huh7 / COS7 (riga inferiore). Le immagini rappresentano gli sferoidi formatisi dopo aver sospeso 3000 cellule da ogni condizione (omotipico Huh7, COS7 o gli sferoidi eterotipici Huh7/COS7) di diversi punti temporali da sinistra a destra. L’esperimento ha incluso 10 sferoidi per condizione e le immagini sono state scattate con ingrandimento 50x, barra di scala = 200 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 3: Analisi longitudinale della crescita sferoide eterotipica rispetto a quella omotipica. Il grafico mostra la curva di crescita degli sferoidi eterotipici Huh7/COS7 rispetto agli sferoidi omotipici Huh7 e COS7. I dati sono presentati come ± medi s.e.m; n = 10 sferoidi indipendenti. ** p < 0,01; p < 0,001. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 4: Crescita degli sferoidi omotipici Hep3B in LX2 CM. Le colonne rappresentano il giorno in cui sono state acquisite le immagini sferoidi e le righe mostrano immagini rappresentative di sferoidi Hep3B coltivati in terreni di coltura DMEM freschi (riga superiore) o LX2 CM (riga inferiore). L’esperimento ha incluso sette sferoidi per condizione (nuovi media o LX2 CM) e le immagini sono state scattate con ingrandimento 50x, barra di scala = 200 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 5: Analisi longitudinale della crescita omotipica dello sferoide Hep3B. Il grafico mostra la curva di crescita degli sferoidi Hep3B nei terreni di coltura DMEM freschi o LX2 CM. I dati sono presentati come ± medi s.e.m; n = 7 sferoidi indipendenti. p < 0,001. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 6: Rappresentazione schematica del processo di formazione sferoide. La sospensione cellulare è pipettata sul coperchio interno della capsula di Petri da 10 cm3 . Il coperchio viene invertito e mantenuto per 3 giorni per consentire la formazione di sferoidi omotipici o eterotipici. Le immagini sferoidi sono scattate con un ingrandimento di 50x. La figura viene creata utilizzando uno strumento di illustrazione scientifica basato sul Web (vedere Tabella dei materiali). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussion

Il contesto in cui crescono le linee cellulari sperimentali influenza il loro profilo di espressione genica, l’analisi del percorso e i criteri funzionali. Ad esempio, nelle cellule del cancro al seno, la coordinazione tra diverse vie oncogeniche viene mantenuta solo se le cellule tumorali vengono coltivate in conformazione 3D27. I geni deregolati nel melanoma 3D e negli sferoidi del cancro al seno, ma non nelle cellule monostrato, sono più rilevanti per il tumore umano de vivo28,29. Ad esempio, i livelli di integrina β1 nelle cellule epiteliali mammarie e nelle controparti tumorali erano inferiori ai livelli coltivati in formato 2D29. Inoltre, i fibroblasti nelle strutture 3D tendono a migrare distintamente in termini di morfologia e velocità rispetto a quelli coltivati su plastica30. Inoltre, la rigidità meccanica del substrato di crescita attiva percorsi specifici che favoriscono la trasformazione maligna delle cellule epiteliali normali attraverso la deregolazione della chinasi extracellulare regolata dal segnale (ERK)/Rho nelle cellule epiteliali31. Questi fattori favoriscono la transizione dalla cultura 2D convenzionale ai modelli sferoidi 3D, poiché le colture 3D sono più in linea con la malattia umana.

L’attuale studio ha utilizzato strumenti e forniture di laboratorio convenzionali per produrre un modello sferoide tumorale 3D. Gli sferoidi formati hanno risposto ai segnali di proliferazione provenienti dai fibroblasti, come dimostrato dalla loro crescita significativamente aumentata. Questo modello appartiene alla categoria degli sferoidi tumorali multicellulari. Esistono altre tre categorie di sferoidi tumorali 3D, tra cui tumorosfere32, sfere tumorali derivate da tessuti33,34 e sferoidi multicellulari organotipici35. Negli sferoidi tumorali multicellulari, le cellule tumorali sono sospese in condizioni di bassa adesione per consentire loro di aggregarsi insieme per formare sfere senza toccare il fondo del vaso di coltura36. Sono stati impiegati diversi approcci per fornire questa tecnica indipendente dall’ancoraggio, che vanno dai sistemi rotanti, alle tecniche di sovrapposizione liquida e alle piastre a forma di U di attacco ultra-basso non rivestite37. Nell’HCC, la maggior parte delle colture sferoidi in vitro utilizzano le piastre a 24 o 96 pozzetti ad attacco ultra-basso per formare sferoidi arrotondati18,19,20,21,22. Questa tecnica, tuttavia, non è conveniente e non esclude alcun contatto accidentale cellula-plastica. Altri sistemi utilizzano trans-pozzetti23 o fette di fegato12 per produrre micro-tessuti epatici. L’uso di tessuti umani nel lavoro traslazionale è il gold standard, ma non sempre disponibile o accessibile da molti gruppi di ricerca. L’approccio attuale ha beneficiato della teoria delle goccioline appese. La sospensione cellulare viene aggiunta in modo che gli sferoidi tumorali si formino in un’interfaccia liquido-aria accessibile per formare singole sfere arrotondate38. I vantaggi dell’utilizzo di questa tecnica sono la mancanza di qualsiasi contatto cellula-plastica e la facilità di studiare la diafonia autocrina e paracrina tra cellule tumorali e fibroblastiche. Questo modello è stato ulteriormente convalidato in un altro studio che ha decifrato l’importanza del TREM2 non parenchimale nella protezione del fegato dallo sviluppo di HCC39. Questo lavoro ha dimostrato che il volume degli sferoidi Hep3B e PLC/PRF5 era più elevato nel controllo LX2 CM rispetto a TREM2-overexpressing LX2 CM in modo Wnt-dipendente39.

Nel presente studio, i fibroblasti sono stati mescolati con cellule tumorali prima della formazione di sferoidi per studiare l’impatto proliferativo di questa co-coltura. Altri hanno aggiunto fibroblasti, cellule endoteliali e cellule immunitarie con sospensione di cellule tumorali dopo aver formato uno sferoide tumorale per studiare la migrazione delle cellule stromali nel tumore40,41. L’attuale modello sferoide eterotipico ha mostrato un modello di crescita simile ai modelli precedentemente riportati e al tumore originale in vivo; gli sferoidi mostrano una crescita esponenziale seguita da una fase di crescita ritardata, molto probabilmente a causa dell’esaurimento dei nutrienti e dell’allargamento del nucleo necrotico42. Invece di aggiungere fattori di crescita e mitogeni per aiutare la formazione di sferoidi, questo studio ha utilizzato un approccio più fisiologico avendo questi fattori di crescita dal contatto diretto con i fibroblasti o il loro secretoma nel fibroblasto CM. È essenziale ricordare che le cellule LX2 possono essere ulteriormente attivate trattando con TGFβ1 o PDGF43. Le cellule LX2 sono state trattate con 10 ng/mL TGFβ1 per 48 ore prima di rimuovere il supporto per diverse impostazioni sperimentali. Le cellule LX2 sono state lavate tre volte con PBS (per escludere qualsiasi effetto diretto TGFβ1), e quindi è stato aggiunto un supporto fresco per altre 24 ore prima di raccogliere il CM. Il CM raccolto da LX2 stimolato da TGFβ1 ha indotto la crescita degli sferoidi Hep3B ad un tasso superiore rispetto al CM da controllo LX2 (dati non mostrati). Questo sistema flessibile può prestarsi a co-colture di diverse cellule tumorali più / meno fibroblasti, nonché linee derivate dal paziente. Può anche offrire un test di screening a medio rendimento per farmaci che potrebbero essere rapidamente adottati e inseriti in una pipeline di scoperta di farmaci traslazionale per informare il dosaggio per studi in vivo.

Una limitazione del presente studio è l’uso delle linee cellulari immortalizzate nella formazione sferoide piuttosto che delle cellule tumorali HCC appena isolate e dei fibroblasti associati al cancro. Un’altra limitazione è il confronto della crescita dello sferoide omotipico Hep3B tra CM da LX2 e in mezzi freschi piuttosto che CM da altre linee cellulari non fibroblastiche. Quest’ultima limitazione potrebbe essere affrontata con la modificazione genetica di un gene di interesse nei fibroblasti seguita dall’applicazione del CM da wild type rispetto a fibroblasti geneticamente modificati a sferoidi omotipici.

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

MYWZ è finanziato dal Segretario di Stato per le imprese, l’energia e la strategia industriale e dal Premio Newton 2020 come parte dell’aiuto pubblico allo sviluppo del Regno Unito “ODA” e del fondo Newton. SS è supportato dalla borsa di studio Cancer Research UK Advanced Clinician Scientist C53575 / A29959. SS, FO e HR ricevono finanziamenti come parte di HUNTER, finanziato attraverso una partnership tra Cancer Research UK, Fondazione AIRC e Fundacion Cientifica de la Asociacion Espanola Contra el Cancer.

Materials

1x Trypsin Sigma Aldrich 59429C
2 mL tubes Eppendorf
Biorender Biorender.com Online
Class II laminar flow BioMAT2 hood Medair Technologies
Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM) Biosera M-D1107
Excel sofware Microsoft office 365
Graphpad prism sofware GraphPad software
Heat deactivated fetal bovine serum (FBS) life tech 105000064
Image J software Fiji
L-glutamine Sigma Aldrich G7513-100ml
Penicillin/streptomycin (100 unit/ml penicillin and 100 μg/ml streptomycin) Sigma Aldrich P0781-100ml
Petri dish 90 mm, triple vented Greiner 633175
Trypan blue Sigma Aldrich T8154
Virkon™ Broad Spectrum Disinfectant, 5kg Bucket Rely+On™ SCI-129999
Ziess inverted microscope Ziess
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Zaki, M. Y. W., Shetty, S., Wilkinson, A. L., Patten, D. A., Oakley, F., Reeves, H. A Three-Dimensional Spheroid Model to Investigate the Tumor-Stromal Interaction in Hepatocellular Carcinoma. J. Vis. Exp. (175), e62868, doi:10.3791/62868 (2021).
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