Summary

Optiske pincet til at studere RNA-Protein interaktioner i oversættelse forordning

Published: February 12, 2022
doi:

Summary

Denne protokol præsenterer en komplet eksperimentel arbejdsgang til undersøgelse af RNA-proteininteraktioner ved hjælp af optiske pincet. Flere mulige eksperimentelle opsætninger er skitseret, herunder kombinationen af optiske pincet med konfokal mikroskopi.

Abstract

RNA vedtager forskellige strukturelle folder, som er afgørende for dets funktioner og dermed kan påvirke forskellige processer i cellen. Derudover kan strukturen og funktionen af et RNA moduleres af forskellige transvirkende faktorer, såsom proteiner, metabolitter eller andre RNA’er. Frameshifting RNA molekyler, for eksempel, er regulatoriske RNA’er placeret i kodning regioner, som direkte oversætte ribosomer i en alternativ åben læseramme, og dermed fungere som gen switche. De kan også vedtage forskellige folder efter binding til proteiner eller andre transfaktorer. For at dissekere RNA-bindende proteiners rolle i oversættelsen, og hvordan de modulerer RNA-struktur og stabilitet, er det afgørende at studere samspillet og de mekaniske træk ved disse RNA-proteinkomplekser samtidigt. Dette arbejde illustrerer, hvordan man anvender enkelt-molekyle-fluorescens-koblet optisk pincet til at udforske det kropslige og termodynamiske landskab af RNA-protein komplekser ved en høj opløsning. Som et eksempel er samspillet mellem sars-CoV-2 programmeret ribosomale frameshifting element med trans-virkende faktor kort isoform af zink-finger antivirale protein uddybes. Derudover blev fluorescensmærkede ribosomer overvåget ved hjælp af den konfokale enhed, hvilket i sidste ende ville gøre det muligt at studere oversættelsesforlængelse. Fluorescens koblet OT assay kan anvendes bredt til at udforske forskellige RNA-protein komplekser eller trans-virkende faktorer, der regulerer oversættelse og kunne lette undersøgelser af RNA-baserede genregulering.

Introduction

Overførsel af genetisk information fra DNA til proteiner gennem mRNAs er en kompleks biokemisk proces, som er præcist reguleret på alle niveauer gennem makromolekylære interaktioner inde i celler. For translationel regulering giver RNA-proteininteraktioner en afgørende rolle for hurtigt at reagere på forskellige stimuli og signaler1,2. Nogle RNA-proteininteraktioner påvirker mRNA-stabiliteten og ændrer dermed det tidspunkt, hvor et RNA er translationelt aktivt. Andre RNA-protein interaktioner er forbundet med reoding mekanismer såsom stop-codon gennemlæsning, omgåelse, eller programmeret ribosomal frameshifting (PRF)3,4,5,6,7. For nylig har en række RNA-bindende proteiner (RBPs) vist sig at interagere med stimulerende mRNA-elementer og oversættelsesmaskineriet for at diktere, hvornår og hvor meget omkodning der vil forekomme i cellen7,8,9,10,11. For at dissekere RNA-bindende proteiners rolle i oversættelsen, og hvordan de modulerer RNA-struktur og stabilitet, er det afgørende at studere interaktionsprincipperne og de mekaniske egenskaber af disse RNA-proteinkomplekser i detaljer.

Årtiers arbejde har lagt grunden til at studere multi-trins og multi-komponent proces oversættelse, som er afhængig af indviklet kommunikation mellem RNA og protein komponenter i oversættelsen maskiner til at opnå hastighed og nøjagtighed12,13,14. Et afgørende næste skridt i forståelsen af komplekse lovgivningsmæssige begivenheder er at bestemme de kræfter, tidshorisonter og strukturelle determinanter under oversættelse med høj præcision12,15,16,17. Undersøgelsen af RNA-kropsbygningsdynamikken og især hvordan transvirkende hjælpefaktorer virker på RNA-strukturen under oversættelsen, er blevet yderligere belyst af fremkomsten af enkeltmolekyleværktøjer, herunder optiske pincet eller nultilstandsbølgeguider16,17,18,19,20,21,22,23,24 25,26.

Optisk pincet (OT) repræsenterer en meget præcis enkeltmolekyle teknik, som er blevet anvendt til at studere mange former for RNA-afhængige dynamiske processer, herunder transskription, og oversættelse26,27,28,29,30,31,32. Brugen af optiske pincet har gjort det muligt sondering af molekylære interaktioner, nukleinsyre strukturer, og termodynamiske egenskaber, kinetika, og energiske af disse processer i detaljer16,17,22,33,34,35,36,37,38,39 . Optisk pincet assay er baseret på fastklemning af mikroskopiske objekter med en fokuseret laserstråle. I et typisk OT-eksperiment bindes interessemolekylet mellem to gennemsigtige (normalt polystyren) perler (figur 1A)27. Disse perler fanges derefter af optiske fælder, der opfører sig som fjedre. Således kan den kraft, der påføres molekylet, beregnes baseret på perlens forskydning fra midten af den fokuserede laserstråle (trap center). For nylig er optiske pincet blevet kombineret med konfokal mikroskopi (Figur 1B), hvilket muliggør fluorescens eller Förster resonans energioverførsel (FRET) målinger40,41,42. Dette åbner et helt nyt felt af mulige eksperimenter, der muliggør samtidig måling og dermed præcis korrelation mellem kraftspektroskopi og fluorescensdata.

Her demonstrerer vi eksperimenter ved hjælp af de optiske pincet kombineret med konfokal mikroskopi til at studere protein-RNA interaktioner, der regulerer translationel frameshifting. Mellem målet og kondensatoren muliggør en flowcelle med fem kanaler kontinuerlig prøveudbringning med laminarflow. Gennem de mikrofluidiske kanaler kan forskellige komponenter injiceres direkte, hvilket reducerer hands-on-tiden samt tillader meget lidt prøveforbrug i hele eksperimentet.

For det første foreslås en grundlæggende retningslinje for at hjælpe med udformningen af OT-eksperimenter, og fordele samt faldgruber ved forskellige opsætninger diskuteres. Dernæst beskrives forberedelsen af prøver og eksperimentelle arbejdsgange, og der leveres en protokol til dataanalysen. For at repræsentere et eksempel skitserer vi resultaterne fra RNA-strækforsøg for at studere SARS-CoV-2 frameshifting RNA-elementet (figur 2A) med den transvirkende faktor den korte isoform af zinkfinger antiviralt protein (ZAP), som ændrer oversættelsen af det virale RNA fra en alternativ læseramme43. Derudover påvises det, at fluorescensmærkede ribosomer kan anvendes i denne OT-konfokale analyse, hvilket ville være nyttigt at overvåge oversættelsesmaskinernes processivitet og hastighed. Den metode, der præsenteres her, kan bruges til hurtigt at teste effekten af forskellige buffere, ligands eller andre cellulære komponenter for at studere forskellige aspekter af oversættelse. Endelig diskuteres almindelige eksperimentelle faldgruber, og hvordan man foretager fejlfinding af dem. Nedenfor er nogle afgørende punkter i eksperimentelt design skitseret.

Konstruktion design
I princippet er der to fælles tilgange til at skabe en OT-kompatibel RNA-konstruktion. Den første tilgang anvender et langt RNA-molekyle, der er hybridiseret med komplementære DNA-håndtag, hvilket giver en konstruktion bestående af to RNA / DNA hybrid regioner flankerer en enkeltstrenget RNA-sekvens i midten (Figur 2B). Denne tilgang anvendes i de fleste OT RNA eksperimenter33,44,45.

Den anden tilgang udnytter dsDNA håndtag med korte (ca. 20 nt) udhæng15,17. Disse udhæng hybridiseres derefter med RNA-molekylet. Selvom brugen af dsDNA-håndtag er mere kompliceret i design, overvinder det nogle af begrænsningerne i DNA/RNA-hybridsystemet. I princippet kan selv meget lange håndtag (>10kb) implementeres, hvilket er mere bekvemt for konfokale målinger. Derudover kan RNA-molekylet nedtones til DNA-håndtag for at øge tetherstabiliteten.

Strategi for slutmærkning
Konstruktionen skal bindes til perler via en stærk molekylær interaktion. Mens der er tilgange til rådighed for kovalent limning af håndtag til perler46, stærke, men ikke-kovalente interaktioner såsom streptavidin-biotin og digoxigenin-antistof er almindeligt anvendt i OT eksperimenter15,33,35,45. I den beskrevne protokol er konstruktionen mærket med henholdsvis biotin eller digoxigenin, og perlerne er belagt med henholdsvis streptavidin eller antistoffer mod digoxigenin (figur 1A). Denne fremgangsmåde vil være egnet til at anvende kræfter op til ca. 60 pN (pr. tether)47. Desuden gør brugen af forskellige 5′ og 3′-mærkningsstrategier det muligt at bestemme retningen af tether dannet mellem perlerne17.

Proteinmærkning til fluorescensmålinger
For confocal billeddannelse, der er flere almindeligt anvendte tilgange til fluorescens mærkning. For eksempel kan fluorophorer være kovalent fastgjort til aminosyrerester, der findes indbygget i proteiner eller introduceres af stedrettet mutagenese gennem en reaktiv organisk gruppe. Thiol eller amine-reaktive farvestoffer kan bruges til mærkning af henholdsvis cystein- og lysinrester. Der er flere reversible beskyttelsesmetoder til at øge specificiteten af mærkning48,49, men indfødte proteiner vil typisk blive mærket ved flere rester. Selv om fluorophorens lille størrelse kan give en fordel, kan ikke-specifik mærkning forstyrre proteinaktiviteten, og signalintensiteten kan derfor variere49. Afhængigt af mærkningseffektivitetssignalintensiteten kan der også være forskel på forskellige eksperimenter. Derfor bør der udføres en aktivitetskontrol forud for eksperimentet.

Hvis proteinet af interesse indeholder en N- eller C-terminal tag, såsom en His-tag eller STREP-tag, specifikke mærkning af disse tags repræsenterer en anden populær tilgang. Desuden reducerer tag-målrettet mærkning risikoen for, at fluorophoren forstyrrer proteinaktiviteten, og kan forbedre opløseligheden49. Men tag-specifikke mærkning normalt giver mono-fluorophore mærket proteiner, som kan være udfordrende at opdage. En anden måde at specifik mærkning kan opnås ved at anvende antistoffer.

Opsætning af mikrofluidics
Kombinationen af OT med et mikrofluidics system giver mulighed for en hurtig overgang mellem forskellige eksperimentelle forhold. Desuden udnytter de nuværende systemer at opretholde laminarstrømmen inde i strømningscellen, hvilket udelukker blanding af væsker fra andre kanaler i vinkelret retning i forhold til strømningsretningen. Derfor er laminar flow særligt fordelagtigt for det eksperimentelle design. I øjeblikket er flowceller med op til 5 kanaler almindeligt anvendt (figur 3).

Protocol

1. Prøveforberedelse Klon sekvensen af interesse i vektoren, der indeholder Lambda DNA-fragmenter, der tjener som håndtag sekvenser (Figur 2)43,50. Først generere en DNA-skabelon til efterfølgende in vitro transskription via PCR (Figur 2B; reaktion 1). På dette PCR-trin tilsættes T7-promotoren i 5′ slutningen af forstand-DNA-molekylet32,33,43,50.<sup cl…

Representative Results

I dette afsnit fokuseres der hovedsageligt på målinger af RNA-protein/ligandinteraktioner foretaget af fluorescens optiske pincet. For en beskrivelse af generelle RNA optiske pincet eksperimenter og tilsvarende repræsentative resultater, se32. For mere detaljeret diskussion af RNA / DNA-protein interaktioner, også se1,2,26,59,60.</p…

Discussion

Her demonstrerer vi brugen af fluorescens-koblede optiske pincet til at studere interaktioner og dynamisk adfærd af RNA-molekyler med forskellige ligands. Nedenfor diskuteres kritiske trin og begrænsninger af den nuværende teknik.

Kritiske trin i protokollen
Som for mange andre metoder, kvaliteten af prøven er afgørende for at opnå pålidelige data. For at opnå de højest mulige kvalitetsprøver er det derfor værd at bruge tid på at optimere proceduren for prøvefo…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker Anuja Kibe og Jun. Prof. Redmond Smyth for kritisk gennemgang af manuskriptet. Vi takker Tatyana Koch for teknisk ekspertbistand. Vi takker Kristyna Pekarkova for hjælpen til at optage eksperimentelle videoer. Arbejdet i vores laboratorium er støttet af Helmholtz Association og finansiering fra Det Europæiske Forskningsråd (ERC) Grant Nr. 948636 (til NC).

Materials

Bacterial Strains
E. coli HB101 lab collection N/A cloning of the vectors
Chemicals and enzymes
Sodium chloride Sigma-Aldrich 31424 Buffers
Biotin-16-dUTP Roche 11093070910 Biotinylation
BSA Sigma-Aldrich A4737 Buffers
Catalase Lumicks N/A Oxygen scavanger system
Dithiothreitol (DTT) Melford Labs D11000 Buffers
DNAse I from bovine pancreas Sigma-Aldrich D4527 in vitro transcription
dNTPs Th.Geyer 11786181 PCR
EDTA Sigma-Aldrich E9884 Buffers
Formamide Sigma-Aldrich 11814320001 Buffers
Glucose Sigma-Aldrich G8270-1KG Oxygen scavanger system
Glucose-oxidase Lumicks N/A Oxygen scavanger system
HEPES Carl Roth HN78.3 Buffers
Magnesium chloride Carl Roth 2189.1 Buffers
Phusion DNA polymerase NEB M0530L Gibson assembly, cloning
Potassium chloride Merck 529552-1KG Buffers
PrimeSTAR GXL DNA Polymerase Takara Bio Clontech R050A PCR
Pyrophosphotase, thermostabile, inorganic NEB M0296L in vitro transcription
RNase Inhibitor Molox 1000379515 Buffers
rNTPS life technologies R0481 in vitro transcription
Sodium thiosulophate Sigma-Aldrich S6672-500G Bleach deactivation
Sytox Green Lumicks N/A confocal measurements
T4 DNA Polymerase NEB M0203S Biotinylation
T5 exonuclease NEB M0363S Gibson assembly, cloning
T7 RNA polymerase Produced in-house N/A in vitro transcription
Taq DNA polymerase NEB M0267S PCR
Taq ligase Biozym L6060L Gibson assembly, cloning
TWEEN 20 BioXtra Sigma-Aldrich P7949 Buffers
Kits
Monolith Protein Labeling Kit RED-NHS 2nd Generation (Amine Reactive) Nanotemper MO-L011 Used for ribosome labeling
Purefrex 2.0 GeneFrontier PF201-0.25-EX Ribosomes used for the labeling
Oligonucleotides
5' handle T7 forward Microsynth custom order 5’ – CTTAATACGACTCACTATAGGTC
CTTTCTGTGGACGCC – 3’, used to generate OT in vitro transcription template in PCR 1
3’ handle reverse Microsynth custom order 5' -  GTCAAAGTGCGCCCCGTTATCC – 3', used to generate OT in vitro transcription template in PCR 1
5' handle forward Microsynth custom order 5' – TCCTTTCTGTGGACGCCGC – 3' , used to generate 5' handle in PCR 2
5’ handle reverse Microsynth custom order 5’ – CATAAATACCTCTTTACTAATATA
TATACCTTCGTAAGCTAGCGT – 3’, used to generate 5' handle in PCR 2
3’ handle forward Microsynth custom order 5' – ATCCTGCAACCTGCTCTTCGCC
AG – 3', used to generate 3' handle in PCR 3
3’ handle reverse 5’labeled with digoxigenin Microsynth custom order 5' -[Dig]-GTCAAAGTGCGCCCCGTTATCC – 3', used to generate 3' handle in PCR 3
DNA vectors
pMZ_OT produced in-house N/A further description in "Structural studies of Cardiovirus 2A protein reveal the molecular basis for RNA recognition and translational control"
Chris H. Hill, Sawsan Napthine, Lukas Pekarek, Anuja Kibe, Andrew E. Firth, Stephen C. Graham, Neva Caliskan, Ian Brierley
bioRxiv 2020.08.11.245035; doi: https://doi.org/10.1101/2020.08.11.245035
Software and Algorithms
Atom https://atom.io/packages/ide-python N/A
Bluelake Lumicks N/A
Graphpad https://www.graphpad.com/ N/A
InkScape 0.92.3 https://inkscape.org/ N/A
Matlab https://www.mathworks.com/products/matlab.html N/A
POTATO https://github.com/lpekarek/POTATO.git N/A
RNAstructure https://rna.urmc.rochester.edu/RNAstructure.html N/A
Spyder https://www.spyder-ide.org/ N/A
Outro
Streptavidin Coated Polystyrene Particles, 1.5-1.9 µm, 5 ml, 1.0% w/v Spherotech SVP-15-5
Anti-digoxigenin Coated Polystyrene Particles, 2.0-2.4 µm, 2 ml, 0.1% w/v Spherotech DIGP-20-2
Syringes VWR TERUMO SS+03L1
Devices
C-trap Lumicks N/A  optical tweezers coupled with confocal microscopy

Referências

  1. Balcerak, A., Trebinska-Stryjewska, A., Konopinski, R., Wakula, M., Grzybowska, E. A. RNA-protein interactions: disorder, moonlighting and junk contribute to eukaryotic complexity. Open Biology. 9 (6), 190096 (2019).
  2. Armaos, A., Zacco, E., Sanchez de Groot, N., Tartaglia, G. G. RNA-protein interactions: Central players in coordination of regulatory networks. BioEssays. 43 (2), 2000118 (2021).
  3. Firth, A. E., Brierley, I. Non-canonical translation in RNA viruses. Journal of General Virology. 93, 1385-1409 (2012).
  4. Caliskan, N., Peske, F., Rodnina, M. V. Changed in translation: mRNA recoding by −1 programmed ribosomal frameshifting. Trends in Biochemical Sciences. 40 (5), 265-274 (2015).
  5. Jaafar, Z. A., Kieft, J. S. Viral RNA structure-based strategies to manipulate translation. Nature Reviews Microbiology. 17 (2), 110-123 (2019).
  6. Eswarappa, S. M., et al. Programmed translational readthrough generates antiangiogenic VEGF-Ax. Cell. 157 (7), 1605-1618 (2014).
  7. Rodnina, M. V., et al. Translational recoding: canonical translation mechanisms reinterpreted. Nucleic Acids Research. 48 (3), 1056-1067 (2020).
  8. Li, Y., et al. Transactivation of programmed ribosomal frameshifting by a viral protein. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (21), 2172 (2014).
  9. Napthine, S., et al. Protein-directed ribosomal frameshifting temporally regulates gene expression. Nature Communications. 8 (1), 15582 (2017).
  10. Patel, A., et al. Molecular characterization of the RNA-protein complex directing -2/-1 programmed ribosomal frameshifting during arterivirus replicase expression. Journal of Biological Chemistry. 295 (52), 17904-17921 (2020).
  11. Napthine, S., Bell, S., Hill, C. H., Brierley, I., Firth, A. E. Characterization of the stimulators of protein-directed ribosomal frameshifting in Theiler’s murine encephalomyelitis virus. Nucleic Acids Research. 47 (15), 8207-8223 (2019).
  12. Marshall, R. A., Aitken, C. E., Dorywalska, M., Puglisi, J. D. Translation at the Single-Molecule Level. Annual Review of Biochemistry. 77 (1), 177-203 (2008).
  13. Rodnina, M. V. The ribosome in action: Tuning of translational efficiency and protein folding. Protein science : A publication of the Protein Society. 25 (8), 1390-1406 (2016).
  14. Rodnina, M. V., Fischer, N., Maracci, C., Stark, H. Ribosome dynamics during decoding. Philosophical Transactions of Royal Society of London B Biological Sciences. 372 (1716), (2017).
  15. Yan, S., Wen, J. D., Bustamante, C., Tinoco, I. Ribosome excursions during mRNA translocation mediate broad branching of frameshift pathways. Cell. 160 (5), 870-881 (2015).
  16. Liu, T., et al. Direct measurement of the mechanical work during translocation by the ribosome. eLife. 3, 03406 (2014).
  17. Desai, V. P., et al. Co-temporal force and fluorescence measurements reveal a ribosomal gear shift mechanism of translation regulation by structured mRNAs. Molecular Cell. 75 (5), 1007-1019 (2019).
  18. Choi, J., O’Loughlin, S., Atkins, J. F., Puglisi, J. D. The energy landscape of -1 ribosomal frameshifting. Science Advances. 6 (1), (2020).
  19. Prabhakar, A., Puglisi, E. V., Puglisi, J. D. Single-molecule fluorescence applied to translation. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 11 (1), 032714 (2019).
  20. Bao, C., et al. mRNA stem-loops can pause the ribosome by hindering A-site tRNA binding. Elife. 9, 55799 (2020).
  21. Chen, J., Tsai, A., O’Leary, S. E., Petrov, A., Puglisi, J. D. Unraveling the dynamics of ribosome translocation. Current Opinion in Structural Biology. 22 (6), 804-814 (2012).
  22. Qu, X., et al. The ribosome uses two active mechanisms to unwind messenger RNA during translation. Nature. 475 (7354), 118-121 (2011).
  23. Zheng, Q., et al. Ultra-stable organic fluorophores for single-molecule research. Chemical Society Reviews. 43 (4), 1044-1056 (2014).
  24. Blanchard, S. C. Single-molecule observations of ribosome function. Current Opinion in Structural Biology. 19 (1), 103-109 (2009).
  25. Juette, M. F., et al. The bright future of single-molecule fluorescence imaging. Current Opinion in Chemical Biology. 20, 103-111 (2014).
  26. McCauley, M. J., Williams, M. C. Mechanisms of DNA binding determined in optical tweezers experiments. Biopolymers. 85 (2), 154-168 (2007).
  27. Ashkin, A., Dziedzic, J. M., Bjorkholm, J. E., Chu, S. Observation of a single-beam gradient force optical trap for dielectric particles. Optics Letters. 11 (5), 288-290 (1986).
  28. Bustamante, C., Smith, S. B., Liphardt, J., Smith, D. Single-molecule studies of DNA mechanics. Current Opinion in Structural Biology. 10 (3), 279-285 (2000).
  29. Choudhary, D., Mossa, A., Jadhav, M., Cecconi, C. Bio-molecular applications of recent developments in optical tweezers. Biomolecules. 9 (1), 23 (2019).
  30. Moffitt, J. R., Chemla, Y. R., Smith, S. B., Bustamante, C. Recent advances in optical tweezers. Annual Reviews of Biochemistry. 77, 205-228 (2008).
  31. Li, P. T. X., Vieregg, J., Tinoco, I. How RNA Unfolds and Refolds. Annual Review of Biochemistry. 77 (1), 77-100 (2008).
  32. Stephenson, W., Wan, G., Tenenbaum, S. A., Li, P. T. Nanomanipulation of single RNA molecules by optical tweezers. Journal of Visualized Experiments. (90), e51542 (2014).
  33. Halma, M. T. J., Ritchie, D. B., Cappellano, T. R., Neupane, K., Woodside, M. T. Complex dynamics under tension in a high-efficiency frameshift stimulatory structure. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (39), 19500 (2019).
  34. Hansen, T. M., Reihani, S. N. S., Oddershede, L. B., Sørensen, M. A. Correlation between mechanical strength of messenger RNA pseudoknots and ribosomal frameshifting. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (14), 5830-5835 (2007).
  35. Zhong, Z., et al. Mechanical unfolding kinetics of the SRV-1 gag-pro mRNA pseudoknot: possible implications for -1 ribosomal frameshifting stimulation. Science Reports. 6, 39549 (2016).
  36. McCauley, M. J., Rouzina, I., Li, J., Núñez, M. E., Williams, M. C. Significant differences in RNA structure destabilization by HIV-1 GagDp6 and NCp7 proteins. Viruses. 12 (5), 484 (2020).
  37. de Messieres, M., et al. Single-molecule measurements of the CCR5 mRNA unfolding pathways. Biophysics Journal. 106 (1), 244-252 (2014).
  38. Yang, L., et al. Single-molecule mechanical folding and unfolding of RNA hairpins: Effects of single A-U to A·C pair substitutions and single proton binding and implications for mRNA structure-induced -1 ribosomal frameshifting. Journal of American Chemical Society. 140 (26), 8172-8184 (2018).
  39. McCauley, M. J., et al. Targeted binding of nucleocapsid protein transforms the folding landscape of HIV-1 TAR RNA. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (44), 13555-13560 (2015).
  40. Whitley, K. D., Comstock, M. J., Chemla, Y. R. High-resolution "Fleezers": Dual-trap optical tweezers combined with single-molecule fluorescence detection. Methods in Molecular Biology. 1486, 183-256 (2017).
  41. Yerramilli, V. S., Kim, K. H. Labeling RNAs in live cells using malachite green aptamer scaffolds as fluorescent probes. ACS Synthetic Biology. 7 (3), 758-766 (2018).
  42. Gross, P., Farge, G., Peterman, E. J., Wuite, G. J. Combining optical tweezers, single-molecule fluorescence microscopy, and microfluidics for studies of DNA-protein interactions. Methods in Enzymology. 475, 427-453 (2010).
  43. Zimmer, M. M., et al. The short isoform of the host antiviral protein ZAP acts as an inhibitor of SARS-CoV-2 programmed ribosomal frameshifting. Nature Communications. 12 (1), 7193 (2021).
  44. Neupane, K., Yu, H., Foster, D. A. N., Wang, F., Woodside, M. T. Single-molecule force spectroscopy of the add adenine riboswitch relates folding to regulatory mechanism. Nucleic acids research. 39 (17), 7677-7687 (2011).
  45. Ritchie, D. B., Soong, J., Sikkema, W. K., Woodside, M. T. Anti-frameshifting ligand reduces the conformational plasticity of the SARS virus pseudoknot. Journal of the American Chemical Society. 136 (6), 2196-2199 (2014).
  46. Janissen, R., et al. Invincible DNA tethers: covalent DNA anchoring for enhanced temporal and force stability in magnetic tweezers experiments. Nucleic Acids Research. 42 (18), 137 (2014).
  47. Smith, S. B., Cui, Y., Bustamante, C. Overstretching B-DNA: The elastic response of individual double-stranded and single-stranded DNA molecules. Science. 271 (5250), 795 (1996).
  48. Puljung, M. C., Zagotta, W. N. Labeling of specific cysteines in proteins using reversible metal protection. Biophysical Journal. 100 (10), 2513-2521 (2011).
  49. Toseland, C. P. Fluorescent labeling and modification of proteins. Journal of Chemical Biology. 6 (3), 85-95 (2013).
  50. Hill, C. H., et al. Structural and molecular basis for Cardiovirus 2A protein as a viral gene expression switch. Nature Communications. 12 (1), 7166 (2021).
  51. Butterworth, S. On the theory of filter amplifiers. Experimental Wireless and the Wireless Engineer. 7, 536-541 (1930).
  52. Wang, M. D., Yin, H., Landick, R., Gelles, J., Block, S. M. Stretching DNA with optical tweezers. Biophysics Journal. 72 (3), 1335-1346 (1997).
  53. Mukhortava, A., et al. Structural heterogeneity of attC integron recombination sites revealed by optical tweezers. Nucleic Acids Research. 47 (4), 1861-1870 (2019).
  54. Buck, S., Pekarek, L., Caliskan, N. POTATO: An automated pipeline for batch analysis of optical tweezers data. bioRxiv. , (2021).
  55. Zhang, Y., Jiao, J., Rebane, A. A. Hidden Markov modeling with detailed balance and its application to single protein folding. Biophysical Journal. 111 (10), 2110-2124 (2016).
  56. Sgouralis, I., Pressé, S. An introduction to infinite HMMs for single-molecule data analysis. Biophysics Journal. 112 (10), 2021-2029 (2017).
  57. Müllner, F. E., Syed, S., Selvin, P. R., Sigworth, F. J. Improved hidden Markov models for molecular motors, part 1: basic theory. Biophysical Journal. 99 (11), 3684-3695 (2010).
  58. Elms, P. J., Chodera, J. D., Bustamante, C. J., Marqusee, S. Limitations of constant-force-feedback experiments. Biophysical Journal. 103 (7), 1490-1499 (2012).
  59. Re, A., Joshi, T., Kulberkyte, E., Morris, Q., Workman, C. T. RNA-protein interactions: an overview. Methods Molecular Biology. 1097, 491-521 (2014).
  60. Jankowsky, E., Harris, M. E. Specificity and nonspecificity in RNA-protein interactions. Nature reviews. Molecular Cell Biology. 16 (9), 533-544 (2015).
  61. Lim, F., Peabody, D. S. RNA recognition site of PP7 coat protein. Nucleic Acids Research. 30 (19), 4138-4144 (2002).
  62. Sunbul, M., Jäschke, A. SRB-2: a promiscuous rainbow aptamer for live-cell RNA imaging. Nucleic Acids Research. 46 (18), 110 (2018).
  63. Sanchez de Groot, N., et al. RNA structure drives interaction with proteins. Nature Communications. 10 (1), 3246 (2019).
  64. Zeffman, A., Hassard, S., Varani, G., Lever, A. The major HIV-1 packaging signal is an extended bulged stem loop whose structure is altered on interaction with the Gag polyprotein. Journal of Molecular Biology. 297 (4), 877-893 (2000).
  65. Mangeol, P., et al. Probing ribosomal protein-RNA interactions with an external force. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (45), 18272 (2011).
  66. Luo, X., et al. Molecular mechanism of RNA recognition by Zinc-Finger antiviral protein. Cell Reports. 30 (1), 46-52 (2020).
  67. Qu, X., Lancaster, L., Noller, H. F., Bustamante, C., Tinoco, I. Ribosomal protein S1 unwinds double-stranded RNA in multiple steps. Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 109 (36), 14458-14463 (2012).
  68. Chandra, V., Hannan, Z., Xu, H., Mandal, M. Single-molecule analysis reveals multi-state folding of a guanine riboswitch. Nature Chemical Biology. 13 (2), 194-201 (2017).
  69. Savinov, A., Perez, C. F., Block, S. M. Single-molecule studies of riboswitch folding. Biochimica et Biophysica Acta. 1839 (10), 1030-1045 (2014).
  70. Kelly, J. A., et al. Structural and functional conservation of the programmed ribosomal frameshift signal of SARS coronavirus 2 (SARS-CoV-2). Journal of Biological Chemistry. 295 (31), 10741-10748 (2020).
  71. Neupane, K., et al. Structural dynamics of single SARS-CoV-2 pseudoknot molecules reveal topologically distinct conformers. Nature Communications. 12 (1), 4749 (2021).
  72. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  73. Zheng, Q., Jockusch, S., Zhou, Z., Blanchard, S. C. The contribution of reactive oxygen species to the photobleaching of organic fluorophores. Photochemistry and Photobiology. 90 (2), 448-454 (2014).
  74. Deerinck, T. J. The application of fluorescent quantum dots to confocal, multiphoton, and electron microscopic imaging. Toxicologic Pathology. 36 (1), 112-116 (2008).
  75. Rill, N., Mukhortava, A., Lorenz, S., Tessmer, I. Alkyltransferase-like protein clusters scan DNA rapidly over long distances and recruit NER to alkyl-DNA lesions. Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 117 (17), 9318-9328 (2020).
  76. Swoboda, M., et al. Enzymatic oxygen scavenging for photostability without pH drop in single-molecule experiments. ACS Nano. 6 (7), 6364-6369 (2012).
  77. Aitken, C. E., Marshall, R. A., Puglisi, J. D. An oxygen scavenging system for improvement of dye stability in single-molecule fluorescence experiments. Biophysical Journal. 94 (5), 1826-1835 (2008).
  78. Wen, J. -. D., et al. Force unfolding kinetics of RNA using optical tweezers. I. Effects of experimental variables on measured results. Biophysical journal. 92 (9), 2996-3009 (2007).
check_url/pt/62589?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Pekarek, L., Buck, S., Caliskan, N. Optical Tweezers to Study RNA-Protein Interactions in Translation Regulation. J. Vis. Exp. (180), e62589, doi:10.3791/62589 (2022).

View Video