Summary

Gene Knock-in door CRISPR/Cas9 en celsortering in macrofaag- en T-cellijnen

Published: November 13, 2021
doi:

Summary

Dit protocol maakt gebruik van fluorescerende reporters en celsortering om knock-in experimenten in macrofaag- en T-cellijnen te vereenvoudigen. Twee plasmiden worden gebruikt voor deze vereenvoudigde knock-in experimenten, namelijk een CRISPR/Cas9- en DsRed2-tot expressie brengend plasmide en een homoloog recombinatiedonorplasmide dat EBFP2 tot expressie brengt, dat permanent is geïntegreerd op de Rosa26-locus in immuuncellen.

Abstract

Functionele genomics studies van het immuunsysteem vereisen genetische manipulaties die zowel deletie van doelgenen als toevoeging van elementen aan eiwitten van belang omvatten. Identificatie van genfuncties in cellijnmodellen is belangrijk voor genontdekking en verkenning van celintrinsieke mechanismen. Genetische manipulaties van immuuncellen zoals T-cellen en macrofaagcellijnen met behulp van CRISPR / Cas9-gemedieerde knock-in zijn echter moeilijk vanwege de lage transfectie-efficiëntie van deze cellen, vooral in een rustige toestand. Om genen in immuuncellen te modificeren, worden medicijnresistentieselectie en virale vectoren meestal gebruikt om te verrijken voor cellen die het CRIPSR / Cas9-systeem tot expressie brengen, wat onvermijdelijk resulteert in ongewenste interventie van de cellen. In een eerdere studie ontwierpen we dubbele fluorescerende reporters gekoppeld aan CRISPR / Cas9 die tijdelijk tot expressie kwamen na elektroporatie. Deze technische oplossing leidt tot snelle gendeletie in immuuncellen; gen knock-in in immuuncellen zoals T-cellen en macrofagen zonder het gebruik van medicijnresistentieselectie of virale vectoren is echter nog uitdagender. In dit artikel laten we zien dat door celsortering te gebruiken om de selectie te ondersteunen van cellen die tijdelijk CRISPR / Cas9-constructies tot expressie brengen die gericht zijn op de Rosa26-locus in combinatie met een donorplasmide, gen-knock-in kan worden bereikt in zowel T-cellen als macrofagen zonder verrijking van medicijnresistentie. Als voorbeeld laten we zien hoe menselijke ACE2, een receptor van SARS-Cov-2, die verantwoordelijk is voor de huidige Covid-19-pandemie, tot expressie kan worden brengen in RAW264.7-macrofagen door knock-in-experimenten uit te voeren. Dergelijke gen knock-in cellen kunnen op grote schaal worden gebruikt voor mechanistische studies.

Introduction

Immuuncellen zijn van cruciaal belang voor de verdediging tegen ziekteverwekkers. Zowel aangeboren als adaptieve immuniteit zijn vereist voor de klaring van infectanten en het behoud van weefselhomeostase1,2. Cellijnmodellen zijn essentiële hulpmiddelen voor het begrijpen van de moleculaire fundamenten van het immuunsysteem van zoogdieren; ze worden gebruikt in in vitro functionele assays, zoals die welke menselijke T-celactivatie modelleren, en bij het bepalen van de functie van genetische factoren bij het activeren of dempen van immuunresponsen3,4. Het is belangrijk op te merken dat het immuunsysteem van zoogdieren enorm heterogeen is en, even belangrijk, een groot aantal moleculen de differentiatie, migratie en functie van een bepaald celtyperegelen 5,6.

Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)/Cas9 genome editing tools maken genetische manipulatie van specifieke celtypen mogelijk, wat functionele annotatie van genen op een precieze maniervergemakkelijkt 7,8. Verschillende gepubliceerde protocollen hebben de levering van CRISPR / Cas9 beschreven in de vorm van Cas9-gids RNA-complexen die bekend staan als ribonucleoproteïnen (RSP’s) in HEK293-cellen, Jurkat-cellijnen, primaire T-cellen9,10,macrofagen11,12,13,stamcellen14en anderen15,16. In deze protocollen wordt gentagging meestal bereikt door een fluorescerende tag te fuseren met endogene eiwitten17,18. Er zijn echter weinig pogingen gedaan om dubbele fluorescerende reporters te gebruiken, die compatibel zijn met het sorteren van eencellige cellen, om knock-in experimenten19,20, met name in immuuncellen te vergemakkelijken.

Diepgaande mechanistische analyses gericht op het begrijpen van de functies van een nieuwe genetische factor in immuuncellen vereisen over het algemeen celtype specifieke deletie van een gen, genetische reddingsexperimenten en idealiter identificatie van de interactoren. Hoewel methoden voor optimalisatie van genetische deletie van genen in immuuncellen zijn gepubliceerd9,15,21,zijn er veel minder methoden gemeld voor het introduceren van knock-in allelen met veelzijdige functies om de immuunrespons te begrijpen. Daarom willen we in dit protocol in detail een efficiënt en zeer reproduceerbaar protocol beschrijven om een eiwit van belang (POI) tot expressie te brengen op de veiligehaven locus Rosa26 in zowel menselijke als muriene immuuncellijnen. We hebben een tweekleurig reportersysteem ontworpen om te verrijken voor cellen die zijn getransfecteerd met plasmiden die CRISPR / Cas9 (DsRed2) tot expressie brengen en een recombinant DNA-sjabloon (EBFP2), die kan worden geïsoleerd door celsortering. Volgens dit protocol verkregen we meerdere knock-in lijnen van de menselijke T-cellijn Jurkat en murine macrofaag RAW264.7 voor functionele analyses van slecht bestudeerde eiwitten.

Als voorbeeld laten we in dit protocol zien hoe je knock-in RAW264.7 macrofagen kunt verkrijgen die stabiel menselijke ACE2 (een receptor van SARS-Cov-2) tot expressie brengen22. Omdat aangeboren immuuncellen betrokken zijn bij de pathogenese van Covid-1923,24 en menselijk ACE2 wordt beschouwd als een belangrijke receptor die nodig is voor virale binnenkomst in cellen vóór replicatie, kunnen macrofagen met knock-in van humaan ACE2 dienen als een nuttig hulpmiddel voor mechanistische studies van virale vermenigvuldiging in macrofagen. Tegelijkertijd presenteren we ook een voorbeeld van knock-in van een gen op de menselijke ROSA26-locus om het RASGRP1-eiwit tot expressie te brengen, dat aan zijn amino-eindpunt was gefuseerd met een affiniteit Twin-Strep-tag (OST). T-cellen zijn belangrijke doelcellen in immuuntherapieën en een toenemend aantal studies heeft zich gericht op manipulatie van hun reactievermogen op kanker25,26. Aangezien Rasgrp1 bekend staat als een belangrijk signaalmolecuul stroomafwaarts van de T-celreceptor en de interactoren niet goed worden opgehelderd27, biedt het OST-RASGRP1 knock-in model de basis voor het identificeren van interactoren die de reactie van T-cellen op tumoren en infecties reguleren. Samen kunnen deze tools worden gebruikt voor Covid-19-studies en de ontdekking van nieuwe moleculen die interageren met Rasgrp1.

Protocol

1. Ontwerp en plasmideconstructie van sgRNA’s gericht op Rosa26 Locus Ontwerpgids RNA’s rond de gewenste invoegplaats Ervoor zorgen dat de inbrengplaats voor muis Rosa26 (hierna aangeduid als mRosa26)knock-in experimenten zich in het eerste intron van mRosa26bevindt; deze site is gebruikt in eerdere studies28,29. Voor knock-in experimenten in menselijke cellen, zorg ervoor d…

Representative Results

Volgens het hierboven beschreven protocol om knock-in experimenten uit te voeren op de mRosa26-locus met behulp van murine RAW264.7 macrofagen, hebben we een targetingvector ontworpen om menselijke ACE2 tot expressie te brengen, een receptor voor het SARS-Cov-2-virus (Figuur 2A). Met behulp van een vergelijkbaar ontwerp genereerden we menselijke Jurkat T-cellen met knock-in van het OST-gelabelde RASGRP1-fusie-eiwit(Figuur 2C). Na transfectie van drie pl…

Discussion

In onze experimenten hebben we aangetoond hoe we knock-in-bewerkingen in immuuncellen kunnen uitvoeren, van constructontwerp tot knock-in celscreening en validatie met behulp van menselijke Jurkat T-cellen en murine RAW264.7 macrofagen als voorbeelden. Zowel T-cel- als macrofaagcellijnen zijn bestand tegen transfectie36,37; het probleem van de lage efficiëntie van CRISPR / Cas9-levering kan echter worden opgelost met behulp van fluorescerende verslaggevers in co…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We bedanken de flowcytometrie kernfaciliteit van Xinxiang Medical University. De ontwikkeling van dergelijke technologie is ondersteund door NSFC-subsidies 81601360 aan LZ, 81471595 en 32070898 aan YL. Het werk wordt ook ondersteund door de Foundation of Henan Educational Committee No. 21IRTSTHN030.

Materials

Amersham Imager 600 Ge Healthcare imaging of chemiluminescence
Ampicillin, sodium salt MP Biomedicals 194526
Anti-rabbit IgG, HRP-linked Antibody Cell Signaling Technology 7074 at 1/5000 dilution
Anti-RasGRP1 antibody, clone 10.1 Merck MABS146 1.0 μg/mL of working concentration
AscI New England BioLabs R0558S
β-Actin (D6A8) Rabbit mAb Cell Signaling Technology 8457 at 1/1000 dilution
BamHI-HF New England BioLabs R3136S
BbsI-HF New England BioLabs R3539S
Cellometer Mini Automated Cell Counter Nexcelom Bioscience
E.coli DH5α Competent Cells Takara 9057
DMSO (Dimethyl Sulfoxide) MP Biomedicals 196055
DNeasy Blood & Tissue Kits Qiagen 69506 cell culture reagent
DPBS (10X), no calcium, no magnesium ThermoFisher Scientific 14200075
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) with high glucose HyClone SH30022.01
EcoRI-HF New England BioLabs R3101S
FACSAria™ Fusion BD Biosciences equipped with biosafety cabinet
FACS Canto flow cytometer BD Biosciences
Falcon 5 ml polystyrene round bottom test tube BD Biosciences 352003
Fetal bovine serum (FBS) ThermoFisher Scientific 10099141
FlowJo version 10.7 BD Biosciences
GAPDH (D16H11) XP Rabbit mAb Cell Signaling Technology 5174 at 1/1000 dilution
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Secondary Antibody, HRP ThermoFisher Scientific 31430 at 1/5000 dilution
Immobilon ECL Ultra Western HRP Substrate Millipore WBKLS0500
Immobilon-PSQ PVDF Membrane Millipore ISEQ00010
Jurkat ATCC TIB-152 https://www.atcc.org/
Kanamycin sulfate MP Biomedicals 194531
LB agar powder ThermoFisher Scientific 22700041
Multi-channel Pipette (30-300 μL) Eppendorf, or similar
Neon Transfection System ThermoFisher Scientific MPK5000
Neon Transfection System, 10 μL kit ThermoFisher Scientific MPK1096
Nunc 15 mL Conical Sterile Centrifuge Tubes ThermoFisher Scientific 339651
OneTaq® Hot Start Quick-Load® 2X Master Mix New England BioLabs (M0489) for high GC% template
PageRuler Prestained Protein Ladder, 10 to 180 kDa ThermoFisher Scientific 26616
Pipette tip 0.1-20µl Eppendorf, or similar 0030 075.005
Pipette tip 2-200µl Eppendorf, or similar 0030 075.021
Pipette tip 50-1000µl Eppendorf, or similar 0030 075.064
Plasmid Maxi Kit Qiagen 12163
pX458-DsRed2 Addgene 112219
QIAquick PCR Purification Kit Qiagen 28104 purify plasmid from restriction digestion
Q5 Hot Start High-Fidelity 2X Master Mix New England BioLabs M0494S
RAW264.7 ATCC TIB-71 https://www.atcc.org/
Recombinant Anti-ACE2 antibody [EPR4435(2)] Abcam ab108252 at 1/1000 dilution
RPMI 1640 Medium HyClone SH30027.01
Strep-Tactin Sepharose beads IBA Lifesciences 2-1201-010
Penicillin-Streptomycin ThermoFisher Scientific 15140122
SYTOX™ Red Dead Cell Stain, for 633 or 635 nm excitation ThermoFisher Scientific S34859
T4 DNA ligase New England BioLabs M0202S
T4 Polynucleotide Kinase New England BioLabs M0201S
Trypan Blue Solution, 0.4% ThermoFisher Scientific 15250061
Trypsin-EDTA solution (0.25%), with phenol red ThermoFisher Scientific 25200056
ZOE Fluorescent Cell Imager Bio-Rad
1.5 mL microtubes, PCR-clean Eppendorf, or similar 0030 125.215
24-well Clear TC-treated Multiple Well Plates Corning 3524
96-well Clear Flat Bottom Polystyrene TC-treated Microplates Corning 3599
96-well Clear Round Bottom TC-treated Microplate Corning 3799

Referências

  1. Cronkite, D. A., Strutt, T. M. The Regulation of Inflammation by Innate and Adaptive Lymphocytes. Journal of Immunology Research. 2018, 1467538 (2018).
  2. Iwasaki, A., Medzhitov, R. Control of adaptive immunity by the innate immune system. Nature Immunology. 16 (4), 343-353 (2015).
  3. Chicaybam, L., et al. An Efficient Electroporation Protocol for the Genetic Modification of Mammalian Cells. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 4, 99 (2016).
  4. Manguso, R. T., et al. In vivo CRISPR screening identifies Ptpn2 as a cancer immunotherapy target. Nature. 547 (7664), 413-418 (2017).
  5. Siggs, O. M. Dissecting mammalian immunity through mutation. Immunology and Cell Biology. 92 (5), 392-399 (2014).
  6. Satija, R., Shalek, A. K. Heterogeneity in immune responses: from populations to single cells. Trends in Immunology. 35 (5), 219-229 (2014).
  7. Shui, B., Hernandez Matias, L., Guo, Y., Peng, Y. The Rise of CRISPR/Cas for Genome Editing in Stem Cells. Stem Cells International. 2016, 8140168 (2016).
  8. Komor, A. C., Badran, A. H., Liu, D. R. CRISPR-Based Technologies for the Manipulation of Eukaryotic Genomes. Cell. 168 (1-2), 20-36 (2017).
  9. Seki, A., Rutz, S. Optimized RNP transfection for highly efficient CRISPR/Cas9-mediated gene knockout in primary T cells. Journal of Experimental Medicine. 215 (3), 985-997 (2018).
  10. Oh, S. A., Seki, A., Rutz, S. Ribonucleoprotein Transfection for CRISPR/Cas9-Mediated Gene Knockout in Primary T Cells. Current Protocols in Immunology. 124 (1), 69 (2019).
  11. Lee, Y. W., et al. In Vivo Editing of Macrophages through Systemic Delivery of CRISPR-Cas9-Ribonucleoprotein-Nanoparticle Nanoassemblies. Advances in Therapy (Weinh). 2 (10), (2019).
  12. Freund, E. C., et al. Efficient gene knockout in primary human and murine myeloid cells by non-viral delivery of CRISPR-Cas9. Journal of Experimental Medicine. 217 (7), (2020).
  13. Huang, R., et al. The three members of the Vav family proteins form complexes that concur to foam cell formation and atherosclerosis. Journal of Lipid Research. 60 (12), 2006-2019 (2019).
  14. Scharenberg, S. G., et al. Engineering monocyte/macrophage-specific glucocerebrosidase expression in human hematopoietic stem cells using genome editing. Nature Communications. 11 (1), 3327 (2020).
  15. Jacobi, A. M., et al. Simplified CRISPR tools for efficient genome editing and streamlined protocols for their delivery into mammalian cells and mouse zygotes. Methods. 121-122, 16-28 (2017).
  16. Liang, X., Potter, J., Kumar, S., Ravinder, N., Chesnut, J. D. Enhanced CRISPR/Cas9-mediated precise genome editing by improved design and delivery of gRNA, Cas9 nuclease, and donor DNA. Journal of Biotechnology. 241, 136-146 (2017).
  17. Haupt, A., Grancharova, T., Arakaki, J., Fuqua, M. A., Roberts, B., Gunawardane, R. N. Endogenous Protein Tagging in Human Induced Pluripotent Stem Cells Using CRISPR/Cas9. Journal of Visualized Experiments. (138), (2018).
  18. Li, S., Xue, H., Long, B., Sun, L., Truong, T., Liu, Y. Efficient generation of hiPSC neural lineage specific knockin reporters using the CRISPR/Cas9 and Cas9 double nickase system. Journal of Visualized Experiments. (99), e52539 (2015).
  19. Schumann, K., et al. Generation of knock-in primary human T cells using Cas9 ribonucleoproteins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (33), 10437-10442 (2015).
  20. Hamilton, J. R., et al. Targeted delivery of CRISPR-Cas9 and transgenes enables complex immune cell engineering. Cell Reports. 35 (9), 109207 (2021).
  21. Luo, J., et al. Speed genome editing by transient CRISPR/Cas9 targeting and large DNA fragment deletion. Journal of Biotechnology. 281, 11-20 (2018).
  22. Bourgonje, A. R., et al. Angiotensin-converting enzyme 2 (ACE2), SARS-CoV-2 and the pathophysiology of coronavirus disease. Journal of Pathology. 251 (3), 228-248 (2020).
  23. Schultze, J. L., Aschenbrenner, A. C. COVID-19 and the human innate immune system. Cell. 184 (7), 1671-1692 (2021).
  24. Taefehshokr, N., Taefehshokr, S., Hemmat, N., Heit, B. Covid-19: Perspectives on Innate Immune Evasion. Frontiers in Immunology. 11 (2549), (2020).
  25. Waldman, A. D., Fritz, J. M., Lenardo, M. J. A guide to cancer immunotherapy: from T cell basic science to clinical practice. Nature Reviews: Immunology. 20 (11), 651-668 (2020).
  26. Chandran, S. S., Klebanoff, C. A. T cell receptor-based cancer immunotherapy: Emerging efficacy and pathways of resistance. Immunological Reviews. 290 (1), 127-147 (2019).
  27. Dower, N. A., et al. RasGRP is essential for mouse thymocyte differentiation and TCR signaling. Nature Immunology. 1 (4), 317-321 (2000).
  28. Soriano, P. Generalized lacZ expression with the ROSA26 Cre reporter strain. Nature Genetics. 21 (1), 70-71 (1999).
  29. Chu, V. T., et al. Efficient generation of Rosa26 knock-in mice using CRISPR/Cas9 in C57BL/6 zygotes. BMC Biotechnology. 16, 4 (2016).
  30. Irion, S., Luche, H., Gadue, P., Fehling, H. J., Kennedy, M., Keller, G. Identification and targeting of the ROSA26 locus in human embryonic stem cells. Nature Biotechnology. 25 (12), 1477-1482 (2007).
  31. Concordet, J. -. P., Haeussler, M. CRISPOR: intuitive guide selection for CRISPR/Cas9 genome editing experiments and screens. Nucleic Acids Research. 46, 242-245 (2018).
  32. Haeussler, M., et al. Evaluation of off-target and on-target scoring algorithms and integration into the guide RNA selection tool CRISPOR. Genome Biology. 17 (1), 148 (2016).
  33. Jang, D. E., et al. Multiple sgRNAs with overlapping sequences enhance CRISPR/Cas9-mediated knock-in efficiency. Experimental and Molecular Medicine. 50 (4), 1-9 (2018).
  34. Miura, H., Quadros, R. M., Gurumurthy, C. B., Ohtsuka, M. Easi-CRISPR for creating knock-in and conditional knockout mouse models using long ssDNA donors. Nature Protocols. 13 (1), 195-215 (2018).
  35. Paix, A., Rasoloson, D., Folkmann, A., Seydoux, G. Rapid Tagging of Human Proteins with Fluorescent Reporters by Genome Engineering using Double-Stranded DNA Donors. Current Protocols in Molecular Biology. 129 (1), 102 (2019).
  36. Ebert, O., et al. Lymphocyte apoptosis: induction by gene transfer techniques. Gene Therapy. 4 (4), 296-302 (1997).
  37. Zhang, X., Edwards, J. P., Mosser, D. M. The expression of exogenous genes in macrophages: obstacles and opportunities. Methods in Molecular Biology. 531, 123-143 (2009).
  38. Chu, V. T., et al. Efficient CRISPR-mediated mutagenesis in primary immune cells using CrispRGold and a C57BL/6 Cas9 transgenic mouse line. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (44), 12514-12519 (2016).
  39. Banan, M. Recent advances in CRISPR/Cas9-mediated knock-ins in mammalian cells. Journal of Biotechnology. 308, 1-9 (2020).
  40. Roberts, B., et al. Systematic gene tagging using CRISPR/Cas9 in human stem cells to illuminate cell organization. Molecular Biology of the Cell. 28 (21), 2854-2874 (2017).
  41. Bukhari, H., Müller, T. Endogenous Fluorescence Tagging by CRISPR. Trends in Cell Biology. 29 (11), 912-928 (2019).
  42. Koch, B., Nijmeijer, B., Kueblbeck, M., Cai, Y., Walther, N., Ellenberg, J. Generation and validation of homozygous fluorescent knock-in cells using CRISPR-Cas9 genome editing. Nature Protocols. 13 (6), 1465-1487 (2018).
  43. Abraham, R. T., Weiss, A. Jurkat T cells and development of the T-cell receptor signalling paradigm. Nature Reviews Immunology. 4 (4), 301-308 (2004).
  44. Freen-van Heeren, J. J. -., Popović, B., Guislain, A., Wolkers, M. C. Human T cells employ conserved AU-rich elements to fine-tune IFN-γ production. European Journal of Immunology. 50 (7), 949-958 (2020).
  45. Roncagalli, R., et al. The scaffolding function of the RLTPR protein explains its essential role for CD28 co-stimulation in mouse and human T cells. Journal of Experimental Medicine. 213 (11), 2437-2457 (2016).
  46. He, L., et al. ARHGAP45 controls naïve T- and B-cell entry into lymph nodes and T-cell progenitor thymus seeding. EMBO Reports. 22 (4), 52196 (2021).
  47. Sadelain, M., Papapetrou, E. P., Bushman, F. D. Safe harbours for the integration of new DNA in the human genome. Nature Reviews: Cancer. 12 (1), 51-58 (2011).
  48. Papapetrou, E. P., Gene Schambach, A. Insertion Into Genomic Safe Harbors for Human Gene Therapy. Molecular Therapy. 24 (4), 678-684 (2016).
  49. Wang, X., et al. A transgene-encoded cell surface polypeptide for selection, in vivo tracking, and ablation of engineered cells. Blood. 118 (5), 1255-1263 (2011).
  50. Eyquem, J., et al. Targeting a CAR to the TRAC locus with CRISPR/Cas9 enhances tumour rejection. Nature. 543 (7643), 113-117 (2017).
check_url/pt/62328?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Zhang, L., Huang, R., Lu, L., Fu, R., Guo, G., Gu, Y., Liu, Z., He, L., Malissen, M., Liang, Y. Gene Knock-in by CRISPR/Cas9 and Cell Sorting in Macrophage and T Cell Lines. J. Vis. Exp. (177), e62328, doi:10.3791/62328 (2021).

View Video