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Medicina

Auto-transplante ortotópico de rim em um modelo suíno usando preservação de órgãos 24 horas e telemetria contínua

Published: August 21, 2020
doi:
10.3791/61591
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1Department of Surgery and Transplantation, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 2Institute for Laboratory Animal Science, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 3Department of General-, Visceral-, and Transplantation Surgery,University Hospital Muenster, 4Department of Surgery,Maastricht University Medical Centre (MUMC), 5Institute of Pathology, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 6Department of Surgery, Campus Charité Mitte | Campus Virchow-Klinikum,Charité-Universitätsmedizin

Summary

Grandes modelos animais desempenham um papel essencial na pesquisa de transplante pré-clínico. Devido às suas semelhanças com a configuração clínica, o modelo suíno de autoco transplante ortotópico de rim descrito neste artigo fornece um excelente cenário in vivo para o teste de técnicas de preservação de órgãos e intervenções terapêuticas.

Abstract

Na atual era do transplante de órgãos com escassez crítica de órgãos, várias estratégias são empregadas para ampliar o pool de alusões disponíveis para transplante de rim (KT). Embora, o uso de aerógrafos de doadores de critérios estendidos (ECD) poderia aliviar parcialmente a escassez de doadores de órgãos, os órgãos da ECD têm um risco potencialmente maior para desfechos inferiores e complicações pós-operatórias. Técnicas dinâmicas de preservação de órgãos, modulação da isquemia-reperfusão e lesão de preservação, e terapias de adução estão no centro do interesse científico em um esforço para melhorar a utilização de alusões e os resultados dos pacientes em KT.

Experimentos pré-clínicos em animais estão desempenhando um papel essencial na pesquisa translacional, especialmente no dispositivo médico e no desenvolvimento de medicamentos. A maior vantagem do modelo de autoco transplante ortotópico porcina sobre estudos ex vivo ou pequenos animais está nas semelhanças cirúrgica-anatômicas e fisiológicas com o cenário clínico. Isso permite a investigação de novos métodos e técnicas terapêuticas e garante uma tradução clínica facilitada dos achados. Este protocolo fornece uma descrição abrangente e orientada a problemas do modelo de auto-transplante ortotópico ortotópico de rim porcino, utilizando um tempo de preservação de 24 horas e monitoramento da telemetria. A combinação de técnicas cirúrgicas sofisticadas com métodos altamente padronizados e de última geração de anestesia, habitação animal, acompanhamento perioperatório e monitoramento garantem a reprodutibilidade e o sucesso desse modelo.

Introduction

Desde o primeiro transplante renal humano bem sucedido entre gêmeos idênticos em 1954, realizado pelo grupo pioneiro do cirurgião ganhador do Prêmio Nobel Joseph Murray1, o transplante de rim (KT) evoluiu como o pilar do tratamento para pacientes com doença renal em estágio terminal (ESRD)2. A KT apresenta resultados clínicos de longo prazo superiores e qualidade de vida em comparação com a diálise2. As taxas de sobrevivência de curto e longo prazo após a KT melhoraram continuamente, devido aos avanços nas técnicas cirúrgicas, preservação de órgãos, terapia imunossupressor e cuidados críticos, portanto, a KT tornou-se amplamente disponível em escala global2,3,4.

Devido à escassez crítica de órgãos, há uma lacuna crescente entre a oferta e a demanda de alusão3,5,6. Em 2018, aproximadamente 12.031 pacientes aguardavam KT na Alemanha, no entanto, apenas menos de 20% (2.291 pacientes) poderiam receber um rim doador devido à extrema escassez de órgãos para transplante7. Infelizmente, não apenas o número absoluto de doadores de órgãos, mas também a qualidade geral dos aoenxertos oferecidos para transplante diminuíram nas últimas décadas8,9. Observou-se tendência crescente no número de alusões renais pré-danificadas ou “marginais” que tiveram de ser aceitas para transplante10. O uso de aerxertos da ECD pode reduzir o tempo de espera e a morbidade e mortalidade da lista de espera, no entanto, está associada a uma incidência crescente de complicações relacionadas ao enxerto, como a não função do enxerto primário (PNF) e/ou função de enxerto retardada (DGF)8,9,10. Novas pesquisas são essenciais para otimizar a utilização do aerógrafo, expandir o pool de doadores e proteger e recondicionar aoenxertos marginais que, em últimaanálise,podem melhorar os resultados dos pacientes3,6.

Devido à natureza intensiva e complexa de recursos de grandes modelos de transplante animal, um grande número de estudos são realizados utilizando animais pequenos ou em ambientes ex vivo11,12,13,14,15. Embora esses modelos possam fornecer dados científicos importantes, a tradução desses achados para o cenário clínico é muitas vezes limitada. O modelo suíno de autoco transplante de rim ortotópico é um modelo bem estabelecido e reprodutível que permite testar novas abordagens inovadoras de tratamento em um ambiente in vivo clinicamente relevante, com períodos de seguimento potencialmente mais longos e possibilidades abundantes de coleta de amostras repetitivas16,17. Além da vantagem do tamanho comparável, que permite a tradução relativamente direta para o cenário clínico (particularmente para o desenvolvimento de dispositivos médicos e a dosagem de medicamentos), as similaridades cirúrgica-anatômicas e fisiológicas em termos de resposta de isquemia-reperfusão (IRI) e danos renais, apoiam o uso deste modelo em pesquisa translacional17,18,19. Este modelo também oferece uma excelente oportunidade de treinamento para preparar jovens cirurgiões transplantados para os desafios técnicos do transplante de órgãos clínicos20.

Há também múltiplas diferenças em relação ao cenário humano e várias modificações técnicas do modelo podem ser encontradas na literatura16,17,19,20,21. Este artigo descreve de forma abrangente detalhes técnicos, armadilhas e recomendações que podem ajudar a estabelecer o modelo de auto-transplante ortotópico ortotópico de rim suíno. O método descrito de telemetria e videomonitoramento, bem como nossa instalação de habitação especificamente projetada, permite uma avaliação de proximidade e observação clínica dos animais. O uso de um cateter urinário percutâneo e jaquetas suínas designadas fornecem a possibilidade de uma avaliação detalhada da função renal sem o uso de gaiolas metabólicas. Essas modificações técnicas são descritas como soluções potenciais para atender aos desafios modernos do princípio 3R (Substituição, Redução e Refinamento) e melhorar os experimentos em animais utilizando grandes modelos animais22.

Protocol

O presente estudo foi desenhado de acordo com os princípios das diretrizes ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments)23. Os experimentos foram realizados de acordo com as diretrizes institucionais e a lei federal alemã relativa à proteção dos animais. A proposta ética completa foi aprovada pelas autoridades responsáveis (Comitê Governamental de Cuidados e Uso de Animais, LANUV NRW – “Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen”, Recklinghausen, Alemanha, Protocolo ID: 81-02.04.2018.A051). Todos os animais do presente estudo receberam cuidados humanos de acordo com os princípios do “Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório” (8ª edição, Publicação NIH, 2011, EUA) e da Diretiva 2010/63/UE sobre a proteção de animais utilizados para fins científicos (Official Journal of the European Union, 2010). As fêmeas alemãs foram obtidas de um criadouro de barreiras otimizado higiênicamente (Heinrichs GbR, Heinsberg, Nordrhein-Westfalen). A Figura 1 retrata o resumo do protocolo experimental descrito. 1. Animais e habitação Use porcos alemães (ou comparáveis) para este protocolo. Entregar os animais ao centro de pesquisa 14 dias antes da primeira cirurgia (implantação de telemetria) para aclimatação e aloja-los em um ambiente de barreira controlado por temperatura e umidade com um ciclo claro e escuro de 12h (Figura 2). Monte dois receptores de telemetria no teto da sala que permite que os dados registrados sejam transferidos diretamente para um PC localizado na sala de observação. Certifique-se de que os animais sejam observados visualmente durante as visitas regulares dos veterinários e pelo cuidador de animais responsável (a cada 8h e sob demanda).NOTA: Além disso, neste experimento foi utilizada uma filmagem de câmera em tempo real com imagens térmicas integradas conectadas à rede local. Os detalhes da instalação habitacional utilizada neste estudo são retratados na Figura 2. 2. Técnicas básicas e procedimentos comuns Acelere os animais durante a noite antes da cirurgia. Premedicar por uma injeção intramuscular inicial de azaperona (4 mg/kg) e atropina (0,1 mg/kg), seguido de uma injeção de cetamina (15 mg/kg) 10 minutos depois. Após a premedidicação, pese o animal e transfira-o diretamente do conjunto habitacional para a sala de preparação da anestesia central da OR. Cannulate uma das veias grandes da orelha usando um cateter venoso periférico de 18 G. Monitore o animal por um ECG padrão e oximetria de pulso. Inicie a anestesia com propofol (3 mg/kg). Exponha a corda vocal com um laringoscópio e insira um tubo endotraqueal de 7,5 mm. A braçadeira está bloqueada com ar de acordo com as recomendações do fabricante. Insira uma sonda de drenagem oro-gástrica para remover o fluido e o ar do estômago. Insira um cateter urinário através da uretra. Posteriormente, corte a pele na área da incisão cirúrgica. Aplique pomada ocular para evitar a secagem da córnea durante a cirurgia. Após intubação orotraqueal, mantenha a anestesia com isoflurano (expiratório final 1,45-2,0 Vol.%) e fentanil (3 -7,5 μg/kg/h). Certifique-se de controle ativo de temperatura intraoperatória do animal por meio de uma almofada de aquecimento e usando ar aquecido. Insira uma sonda retal para monitorar a temperatura corporal (temperatura-alvo de 36,5 °C – 37,5 °C). Administrou profilaxia antibiótico usando cefuroxime (35 mg/kg i.v.). Infundir a solução Ringer a 4 mL/kg/h e aumentar para 8 mL/kg/h após a incisão da pele. Administre uma dose profilática de pantoprazole (40 mg i.v.) sobre o acesso à veia do ouvido. Realizar todos os procedimentos cirúrgicos em condições estéreis de acordo com os princípios gerais de assepsia cirúrgica e antissépsia. Desinfete o campo cirúrgico com solução povidone-iodo e cubra com cortinas cirúrgicas. 3. Implantação de telemetria Prepare o animal para a cirurgia seguindo as etapas descritas na seção 2 do protocolo e confirme a anestesia adequada por uma diminuição da frequência cardíaca e falta de movimento consciente do animal. Coletar amostras de sangue e urina para determinar os valores individuais do laboratório de base. Marque os locais de incisão usando um marcador permanente. Para implantar o sensor arterial do transponder de telemetria, realize uma incisão de 3-4 cm na virilha. Exponha e disseca a artéria de forma 360°. Usando um grampo overholt puxe através de laços de dois vasos abaixo da artéria e fixá-los com grampos de mosquito. Depois de fazer uma arteriotomia usando #11 bisturi da lâmina, insira o sensor arterial. Feche a arteriotomia usando sutura de polipropileno 5-0 com suturas de nó único e fixe o sensor arterial usando uma dessas suturas. Faça uma incisão de 3-4 cm de tamanho no flanco esquerdo do animal e crie uma bolsa subcutânea para o transponder por dissecção contundente. Túnel do transponder de telemetria para o flanco e fixá-lo na fáscia muscular (3-0 polipropileno, nó único). Túnel os eletrodos ECG vermelho e branco para o lado direito e esquerdo do tórax. Faça duas incisões de 1 cm e fixe os eletrodos no tecido muscular para garantir um bom sinal de ECG com suturas de nó único (3-0 poliglactina). Inicie o registro dos dados de telemetria e verifique os vários sinais (por exemplo, temperatura corporal registrada pelo próprio corpo do transponder, pressão arterial e sinais de ECG). Feche as incisões na virilha, no flanco esquerdo e nas duas pequenas incisões torácicas usando suturas musculares e subcutâneas (3-0 poliglactina) e feche a pele usando uma sutura monofilament não absorível (por exemplo, 2-0 Prolene). Use um curativo de filme spray para selar os locais de incisão. Neste momento, prepare o animal para usar uma jaqueta suína designada que o animal usa para o resto do período de estudo. Substitua as jaquetas por uma jaqueta limpa após cada intervenção cirúrgica.NOTA: Para registrar dados estáveis da linha de base, os transponders de telemetria são implantados 14 dias antes da cirurgia de índice (nefrectomia esquerda, por favor, veja também a Discussão). 4. Nefrictomia e recuperação de enxerto renal Prepare o animal para a cirurgia de recuperação do enxerto após os procedimentos descritos na seção 2. Após a indução da anestesia, cannulize a veia jugular externa. Após a desinfecção estéril do campo cirúrgico, uma incisão de 4 cm é feita no lado direito na ranhura jugular. Dissecar tecido subcutâneo e músculo para expor a veia jugular externa. Exponha e disseca a veia de forma 360°. Usando um grampo overholt puxe através de laços de dois vasos abaixo da veia e fixá-los com grampos de mosquito. Túnel o cateter jugular para a parte de trás do animal. Para isso, posicione o porco do lado esquerdo. Use o método Seldinger para inserir o cateter jugular. Feche a abertura na veia e fixe o cateter usando sutura de polipropileno 5-0. Feche a incisão em duas camadas (por exemplo, 3-0 poliglactina para o músculo e polipropileno subcutâneo e 2-0 para a pele). Fixar o cateter na pele com múltiplas suturas (2-0 polipropileno). Teste o cateter venoso jugular para aspiração e injeção gratuitas. Posteriormente, troque a linha intravenosa da cânula da veia auditiva para a linha venosa central. Após desinfecção cirúrgica e draping, realize uma laparotomia mediana para abrir o abdômen (25-30 cm). Use um retítil abdominal padrão para expor o campo cirúrgico. Use toalhas abdominais molhadas e quentes para cobrir o cólon e o intestino delgado. Peça ao segundo assistente para segurar o intestino na direção do hemi-abdômen direito expondo o rim e suas estruturas vasculares. Abra a camada peritoneal e disseca o rim esquerdo e o ureter de qualquer tecido aderente usando o cauteria monopolar, fórceps bipolares e tesouras finas. Ligate e divida o ureter esquerdo (3-0 poliglactin) deixando um segmento de pelo menos 10 a 12 cm de comprimento. Completar a dissecação da veia renal esquerda e artéria até sua origem a partir de veia cava e aorta inferiores, respectivamente.NOTA: Evite ferimentos e abertura dos vasos linfáticos de grande porte nesta região anatômica. Também esteja ciente de uma lesão potencial na veia azygo-lombar que se junta à veia renal perto de sua origem da veia cava. Disseque e ligate a veia azygo-lombar entre duas ligaduras (3-0 poliglactina). Prepare-se para a dissecção da mesa traseira usando uma tigela de gelo e uma tampa estéril. Para recuperar o rim do enxerto, fixar a artéria renal e a veia renal perto da aorta e da veia cava com grampos vasculares. Remova o enxerto renal cortando os vasos com uma tesoura perto dos grampos e entregue o rim para a equipe da mesa de trás. Feche o toco da artéria renal usando uma sutura de polipropileno 5-0. Feche a veia renal usando uma sutura contínua de duas camadas com polipropileno 5-0. Remova os grampos vasculares. Depois de verificar a área para sangramento ou vazamento linfático, feche o abdômen em 4 camadas.NOTA: Peritoneum: 3-0 poliglactina executando sutura; fascia: 0 poliglactina correndo sutura; camada subcutânea: 3-0 poliglactina executando sutura; pele: grampeadores de pele após cirurgia de recuperação de rins, para facilitar a reabertura do abdômen no dia seguinte e 2-0 suturas de nó único de polipropileno após o procedimento de transplante para fechamento definitivo. Após a aplicação do curativo estéril da ferida, devolva o animal ao conjunto habitacional e permita a recuperação após a extubação endotraqueal. Para analgesia pós-operatória, use buprenorfina (0,05 – 0,1 mg/kg) intramuscularmente a cada 8h até o auto-transplante. 5. Back-table e preservação de órgãos Após a recuperação do enxerto, cannulize imediatamente a artéria renal usando um cateter periférico padrão de 14 G (laranja) e fixe-o usando um torniquete preparado a partir de 3-0 poliglactina. Enxágüe o rim com solução de preservação de órgãos frios. Depois de lavar com 500 mL de solução de preservação de órgãos, remova a cânula arterial, enrole o enxerto renal em sacos de órgãos estéreis e armazene em solução de preservação de órgãos com um tempo isquêmico frio (CIT) de 24 h a 4 °C usando um circuito de resfriamento controlado por computador.NOTA: Recomenda-se uma breve descarga pós-preservação usando 500 mL de solução salina normal de 4 °C. 6. Nefrictomia contralateral e auto-transplante ortotópico de rim Durante a operação do receptor, adapte a pré-medicação e anestesia inicial ao metabolismo renal restrito e evite o uso de cetamina. A indução é realizada com propofol (3-5 mg/kg i.v.), midazolam (0,25 mg/kg i.v.) e atropina (0,1 mg/kg i.m.). Posteriormente, a preparação pré-operatória é idêntica aos procedimentos descritos na seção 2. Manter anestesia com isoflurane (expiratório final 1,45-2,0 Vol.%) e fentanil (3 – 7,5 μg/kg/h) e propofol (2 – 4 mg/kg/h). Verifique e monitore continuamente o ECG, a oximetria de pulso, a temperatura retal e a função do transponder de telemetria.NOTA: Anestesia rigorosa e controle da pressão arterial é de importância crucial durante o procedimento de implantação. Em casos raros em que o sinal de pressão arterial registrado sobre o transponder de telemetria não é satisfatório devido à posição supina do animal, coloque um cateter arterial adicional na artéria femoral direita usando punção percutânea e a técnica Seldinger. Após a draping estéril, reabra a laparotomia mediana e exponha o campo cirúrgico usando o retílico abdominal. O cólon e o intestino delgado são colocados no lado esquerdo do abdômen para expor o rim direito intacto. Semelhante ao procedimento do doador, dissecar o rim contra-lateral e seus vasos do tecido circundante. Dissecar a veia renal direita e a artéria renal na direção do hilum renal para garantir o comprimento suficiente do vaso para a anastomose. 5 minutos antes da fixação vascular, injete natrium-heparina por via intravenosa (100 I.U./ kg). Fixar a artéria renal direita e a veia renal direita usando grampos vasculares. O rim direito foi removido. As naves são verificadas quanto à integridade antes de iniciar os anastomoses. Coloque o rim de enxerto preservado no abdômen e inicie as anastomoses venosas e arteriais. A partir deste ponto, mantenha a pressão arterial média acima de 80-90 mm Hg para garantir uma boa perfusão precoce do enxerto renal após a reperfusão. Alcançá-lo parcialmente por um manejo adequado do volume e parcialmente pela administração da norepinefrina (0,1 – 1,0 μg/kg/min como infusão contínua utilizando a pressão arterial média e a frequência cardíaca para monitorar a eficiência). Realizar anastomose de ponta a ponta da veia renal: Depois de colocar dois pontos de canto usando 5-0 polipropileno, suturar a parede traseira de forma contínua. Amarre o ponto de canto cranial e amarre-o com a rosca usada para a parede traseira. Depois de terminar a parede traseira, use o ponto de canto cranial para suturar a parede dianteira em uma direção cranio-caudal. Lave a veia com solução salina aheparinizada (100 I.U./mL). Amarre o ponto de canto caudal.NOTA: Em caso de incompatibilidade de tamanho entre os lados do doador e do receptor, um pequeno fator de crescimento pode ser usado para garantir uma anastomose ampla e suficiente. Há muitas variações possíveis dos ramos da veia renal suína. No caso de anatomia venosa complexa, é necessária uma abordagem de anastomose modificada (ver Figura 3). Realize a anastomose de ponta a ponta da artéria renal: Use um ponto de canto craniano de polipropileno 6-0 para realizar a anastomose arterial. Colocar um outro ponto de canto caudal, que é posteriormente removido, é opcional. Suturar a parede traseira de forma contínua usando a técnica de paraquedas. Depois de chegar no canto caudal remova o segundo ponto de canto (se aplicável). Suturar a parede da frente com a outra extremidade da sutura de polipropileno 6-0 duplamente armada. Lave a artéria com uma solução salina heparinizada (100 I.U./mL). Amarre os dois fios no canto caudal. Registo o tempo necessário para realizar ambos os anastomoses com um alvo tempo de isquemia quente de <40 min. Repergele o rim abrindo o grampo vascular venoso e, posteriormente, o grampo arterial. Verifique se há sangramento significativo. Se não for observado nenhum sangramento significativo das anastomosas, desembrulhe o enxerto renal e despeje solução salina normal quente no abdômen cobrindo o enxerto reperfusível. Reposicione o enxerto, se necessário, para garantir a reperfusão homogênea e evitar congestionamentos. Administre o papaverine topicamente ao lado externo da artéria renal e a anastomose arterial (5 mL não diluída). Após a reperfusão, infundir 250 mL de solução de glicose de 20% para induzir a dieresis osmóticas seguida pela administração de uma única dose de 80 mg de furosemida.NOTA: Após isso, pode-se observar a produção inicial de urina. Para garantir a drenagem urinária, passe um cateter de urina pediátrico 12 francês através da parede abdominal do flanco direito do animal, retroperitonealmente. Fixar o cateter no ureter usando ligaduras (2-0 poliglactina) e bloquear o cateter com soro fisiológico de 2 mL. Outras suturas são usadas para adaptar e fixar o ureter ao peritônio da parede abdominal (2-0 polipropileno). O cateter também é fixado na pele com pelo menos duas suturas de nó único (2-0 polipropileno). Feche a camada peritoneal sobre o rim para evitar a luxação do enxerto renal e a torção das anastomosas vasculares (3-0 poliglactina). Feche o abdômen de forma semelhante de 4 camadas, como descrito anteriormente para a recuperação do enxerto. Após o fechamento abdominal, mantenha a normotermia na mesa or.NOTA: A pressão arterial média deve ser mantida acima de 80 mm Hg até que o animal esteja acordado e esteja em uma posição propensa. Após o fechamento abdominal, use ultrassom doppler colorido para garantir a perfusão arterial e venosa adequada do enxerto renal(Figura 4). Monitore o animal de perto até que ele esteja totalmente acordado e possa andar e beber espontaneamente. Os animais recebem 1 L de solução Ringer durante a fase de recuperação. Posteriormente, devolva o animal para sua caixa no conjunto habitacional. 7. Acompanhamento, amostra e coleta de dados Forneça aos animais ad libitum assim que eles puderem beber espontaneamente. Fornecer alimentos sólidos desde o pós-operatório 1. Para analgesia pós-operatória, administre buprenorfina (0,05 – 0,1 mg/kg) intramuscularmente a cada 8h por 72 h, dê pantozol (40mg i.v.) uma vez por dia para 72 h. Fornecer tratamento antibiótico (cefuroxime 35 mg/kg i.v. 2x diariamente) e profilaxia de trombose (500 mg de ácido acetilsalicílico do pós-operatório 1) durante todo o período de observação até o final do experimento.NOTA: Se ocorrerem complicações de sangramento, a aspirina é interrompida. Registre dados contínuos de telemetria durante todo o período de observação. Certifique-se de que os animais são visitados pelo menos a cada 8h pelo veterinário e/ou por um técnico veterinário experiente e sua condição clínica é avaliada usando uma folha de pontuação que é usada como base para encerrar prematuramente o experimento, se necessário pela condição clínica do animal.NOTA: Estes chamados critérios de ponto final humanos são definidos como descrito anteriormente24. Realize a coleta diária de amostras utilizando a linha venosa central e o cateter urinário percutâneo. Troque sacos urinários (2.000 mL) 2x diariamente. Seguindo a coleta de amostras ou a administração de fluidos ou medicamentos, bloqueie o cateter venoso central com solução salina heparinizada (100 I.U./mL) entre cada uso para evitar a oclusão e cobri-lo com uma nova tampa estéril. Seguindo o período de observação correspondente de 5 a 7 dias, sacrifique os animais em anestesia profunda após a reescootomia, coleta amostral e explantação do enxerto renal. O sacrifício é realizado usando uma única injeção de pentobarbital (50 – 60 mg/kg i.v.).NOTA: Em conformidade com o princípio 3R, os demais órgãos e tecidos dos animais sacrificados podem ser utilizados para diversas pesquisas ex vivo e fins educacionais em institutos internos.

Representative Results

Nosso grupo possui vários anos de experiência com modelos de transplante de órgãos sólidos em animais de pequeno e grande porte e utilizou o modelo de autoco transplante ortotópico ortotópico de suínos, obtendo resultados reprodutíveis em diversos cenários experimentais16,25,26,27. Dependendo da configuração experimental, recomendamos a realização de 3 a 5 auto-transplantes como experimentos preliminares que garantem uma curva de aprendizado suficiente de toda a equipe experimental. No cenário atual foram necessários 5 transplantes para formar um cirurgião, com 8 anos de experiência cirúrgica experimental anterior e 5 anos de experiência cirúrgica clínica no campo da cirurgia de transplante, na realização desses experimentos. Isso pode diferir dependendo da exposição prévia do cirurgião a essas técnicas. Nos quadros deste protocolo, são demonstrados os resultados de um conjunto de 5 experimentos de auto-transplante ortotópico ortográfico de rim suíno. A implantação transponder foi bem sucedida em cada animal com sinais suficientes de telemetria durante todo o período de observação (exceto um animal com disfunção parcial do transponder). O intervalo de faca para a implantação do transponder foi de 85 min ± 5 min (Tabela 1). Após a recuperação do enxerto, todos os animais se recuperaram bem na casa. O intervalo de faca para a cirurgia de recuperação foi de 135 minutos ± 32 min (incluindo aproximadamente 30-45 min para a inserção, túnel e fixação do cateter jugular). O rim esquerdo foi armazenado em um banho de água fria com um alvo tempo de isquemia fria de 24 h (24h ± 30 min). No dia seguinte, após indução da anestesia e rerelaparotomia, o rim contralateral (direita) foi removido seguido pelo auto-transplante ortotópico do enxerto renal esquerdo armazenado a frio, conforme descrito anteriormente. O intervalo de faca para a cirurgia de auto-transplante foi de 168 min ± 27 min (incluindo a explantação do rim direito). O tempo de isquemia quente foi de 34 minutos ± 7 min. Cada enxerto renal implantado teve uma produção mínima, mas direta de urina após a reperfusão. Após o fechamento abdominal, a ultrassonografia do doppler colorido mostrou perfusão arterial e venosa satisfatória do rim em todos os casos(Figura 4). Todos os animais recuperados da anestesia e nenhuma complicação significativa foram observadas ao longo do período de observação. Foram coletadas amostras diárias de sangue e urina. Todos os suínos estavam em boas condições clínicas durante o seguimento e foram sacrificados após 5 dias. Os valores de creatinina e potássio de soro atingiram o pico em POD3-4. O pH de sangue permaneceu dentro das faixas normais(Figura 5). A saída de urina recuperou-se para valores normais nos primeiros quatro dias pós-operatórios. A contagem de glóbulos brancos foi ligeiramente aumentada no final do período de seguimento(Figura 5). A temperatura corporal, medida pelo monitoramento contínuo da telemetria, apresentou leves flutuações ao longo do pós-operatório. Figura 1: Estude fluxograma e protocolo. Abreviaturas utilizadas: DIA PÓS-OPERATÓRIO DO POD; Eletrocardiografia do ECG. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 2: Instalação de habitação animal com monitoramento em tempo real e contínuo de telemetria de até 6 animais. (A) Projeto esquemático de nossa instalação adequado para o monitoramento de habitação e telemetria de até 6 animais. O tamanho das caixas de detenção únicas foi determinado com base nas diretrizes da Diretiva da UE 2010/63 e do APêndice ETS 123 A. Os painéis A-E mostram imagens representativas da organização de nossas instalações. (B) Sala de animais para a moradia de 6 animais. (C) Sala de observação com PC utilizado para o registro contínuo de dados de telemetria. (D) Vídeo em tempo real e imagens térmicas dos animais. (E) Realização individual garantindo contato acústico e olfativo dos animais com seus companheiros para evitar o isolamento social. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 3: Transplante automático ortotópico do rim e variações anatômicas e possibilidades de reconstrução. (A,B) As etapas do modelo de autoco transplante ortotópico de rim em caso de anatomia vascular “padrão”. (C) Variação 1: enquanto uma veia maior vem com o rim doador, há duas veias no lado receptor. Gestão: a veia menor é fechada por uma ligadura e a anastomose é realizada de ponta a ponta entre as veias renais. (D) Variação 2: enquanto uma veia maior vem com o rim doador, não há um recipiente receptor adequado no lado contralateral (por exemplo, incompatibilidade de tamanho). Manejo: anastomose lateral da veia renal até a veia inferior da veia. (E) Variação 3: duas veias de tamanho semelhante em ambos os lados. Gestão: reconstrução por dois anastomoses venosos. (F) Variação 4: enquanto duas veias de tamanho semelhante vêm com o rim doador, não há um recipiente receptor adequado no lado contralateral. Manejo: anastomose lateral da veia renal à veia inferior da veia cava no caso de duas veias renais. (G) Variação 5: um rim doador vem com uma veia mostrando uma bifurcação precoce, enquanto há uma veia grande no lado contralateral. Gestão: anastomose de ponta a ponta do curto canal comum da veia renal doadora com uma veia grande no lado receptor. (H) Variação 6: enquanto o rim doador vem com uma única veia renal com uma bifurcação precoce, não há um recipiente receptor adequado no lado contralateral. Gestão: anastomose lateral do curto canal comum da veia renal do doador para a veia vena inferior cava. Esta figura retrata um punhado das variações mais frequentes e não é estatisticamente abrangente em termos de todas as variações possíveis nos suínos alemães. Abreviaturas utilizadas: enxerto de rim KG; Rim direito RK; IVC-inferior vena cava; AO-aorta Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 4: Cores representativas Imagens de ultrassom Doppler, logo após o auto-transplante ortotópico do rim e fechamento abdominal. (A) O ultrassom doppler colorido é realizado diretamente após a implantação do fechamento renal e abdominal, para garantir boa perfusão arterial e venosa do enxerto renal e para triagem para potencial apropriação vascular iatrogênica. O ultrassom também foi utilizado diariamente e sob demanda, com base no desempenho clínico do animal para triagem de diversos problemas. (B-E) Imagens representativas de ultrassom de um enxerto renal após a implantação. A imagem do enxerto renal com e sem cor Doppler(B,C)mostra uma excelente perfusão arterial (D) e venosa(E). Esta figura mostra imagens representativas do mesmo animal. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 5: Achados laboratoriais representativos e dados de telemetria do modelo de auto-transplante ortotópico de rim com tempo de isquemia fria de 24h. (A) Valores de potássio sérico(B) Valores de creatinina de soro(C) pH (D) Contagem de glóbulos brancos (WBC) (E) Saída de urina. (F) Temperatura corporal média registrada por monitoramento telemétrico durante todo o período de observação em quatro transplantes renais consecutivos (nenhum dado apresentado a partir do5º animal devido à disfunção parcial do transponder). Abreviaturas utilizadas: DIA PÓS-OPERATÓRIO POD. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 6: Exemplos de possíveis complicações e armadilhas perioperatórias. ( A-C ) Congestãopós-operatóriado enxerto renal transplantado no POD3 após transplante automático ortotópico. (D) O motivo do congestionamento foi identificado como torção de cateter devido a uma sutura sobresquesstura sobre o nível da pele. Após o reajuste da sutura, o congestionamento resolveu quase completamente em 24 h. (E) Aqui é mostrado um outro enxerto renal no POD2 após o auto-transplante ortotópico do rim. Astérix (*) mostra uma coleta de fluidos ao redor do poste do enxerto (coleta sangrenta vs. linfoctola). Por causa de nossa técnica com o fechamento do peritônio sobre o rim essas coleções são geralmente auto-limitantes devido aos efeitos vantajosos da compressão local. Os animais devem ser monitorados de perto em termos de achado local, sinais de sangramento ou infecção. (F) A ultrassonografia do doppler de cor qualificada realizada diariamente (e sob demanda) no conjunto habitacional tem, além de sua utilização acadêmica (por exemplo, documentação, registro de índices de resistência arterial), papel diagnóstico crucial no reconhecimento de possíveis complicações na fase subclínica inicial. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Tarefa/passo experimentais Dias Tempo (min) Cirurgião Veterinário Técnico veterinário Técnico de laboratório Doutorando Total Nr Cuidados preopreativos D-29 a D-15 N.a. 1 1 1 3 Cirurgia de implantação de telemetria D-15 85±5 1 1 1 1 1 5 Cuidados pós-operatórios após implantação de telemetria D-15 a D-1 N.a. 1 1 1 3 Cirurgia de recuperação de enxerto D-1 135±32 1 2 1 2 2 8 Cirurgia de auto-transplante de rim D 0 168 ±27 1 2 1 2 2 8 Cuidados pós-operatórios após o auto-transplante renal D 0 a D5 N.a. 2 1 2 5 Sacrifício D 5 N.a. 2 1 1 4 Mesa 1. Descrição dos recursos humanos necessários e cronogramas para a realização de várias etapas experimentais do modelo de autoco transplante renal suíno.

Discussion

O modelo suíno da KT permite a investigação de novas abordagens terapêuticas e dispositivos médicos em um cenário animal de grande porte clinicamente relevante15,17,21. As semelhanças anatômicas, fisiofisiológicas e cirúrgicas-técnicas entre o cenário suíno e humano podem facilitar a interpretação clínica dos dados e a rápida tradução dos achados e técnicas em testes clínicos15,16,17,18,19,21.

O modelo de auto-transplante ortotópico de rim não só cumpre o princípio 3R reduzindo o número de animais necessários em comparação com o ao-transplante, por exemplo, nenhum animal doador separado é necessário, mas também fornece uma oportunidade única para investigar os efeitos do IRI e da lesão de preservação sem os efeitos confusos da resposta imunológica e dos medicamentos imunossupressores17,21.

Pequenas modificações no protocolo permitem modelar um amplo espectro de situações clínicas. Para imitar a KT usando doação após a morte circulatória (DCD) rins, estruturas vasculares são fixadas por 30 a 60 minutos in situ antes da recuperação renal, enquanto vezes de isquemia fria prolongada (24 horas e mais) podem ser aplicadas ao modelo de extensa lesão de preservação16,17,28,29.

Embora, o modelo KT suíno seja cirurgicamente menos desafiador do que os modelos de transplante de órgãos sólidos em animais de pequeno porte (por exemplo, ratos e camundongos)26, existem múltiplos aspectos técnicos e armadilhas que devem ser mantidos em mente para melhorar os resultados e evitar complicações específicas17.

Não evitar os vasos linfáticos em grande parte ao redor da veia cava inferior e da aorta durante a recuperação ou implantação do enxerto devido a erros técnicos ou variações anatômicas, pode levar a uma fístula linfática de alta produção e coleta de fluido abdominal pós-operatório, infecção e falha potencialmente técnica. Os vasos linfáticos devem ser completamente evitados durante a cirurgia ou fechados com suturas de polipropileno 5-0 ou 6-0. É sábio também evitar o uso de bipolaridade ou qualquer outro dispositivo de coagulação em caso de vazamentos linfáticos. Geralmente leva ao agravamento da situação. Em caso de vazamento linfático de baixa produção, nossa equipe tem uma boa experiência com a aplicação de patches de colágeno à base de fibrina (por exemplo, Tachosil)30, no entanto, seu alto custo limita sua aplicação nesta configuração.

No presente protocolo demonstramos uma abordagem transperitoneal para recuperação de rins e autoco transplante. Esta é uma grande diferença técnica em relação à situação clínica, onde os enxertos renais geralmente são implantados na fossa ilínica usando uma abordagem extraperitoneal. Embora, a maioria dos grupos use uma abordagem transperitoneal e ortotópica no modelo suíno, o transplante heterotópico para a fossa ilínica também é possível em suínos31. No entanto, devido ao diâmetro relativamente baixo da artéria ilíaca externa em suínos de 30-40 kg e sua tendência ao vasospasmo torna às vezes difícil realizar a anastomose de ponta a ponta da artéria renal para a artéria ilíaca externa31. Quanto ao fato de recuperarmos o rim esquerdo através de uma abordagem transperitoneal para realizar um auto-transplante subsequente, é mais viável realizar a implantação reabrindo a mesma incisão e usando uma abordagem ortotópica straigtforward, especialmente que por protocolo também é necessário remover o rim direito nativo para garantir que o animal se recupere com apenas um kindey pré-danificado. A descrição abrangente de todas as possíveis variações técnicas do modelo está além do escopo deste protocolo e foi resumida por outros em artigos de revisãoabrangentes 31.

A luxação do enxerto renal transplantado e a consequente torção das anastomoses vasculares é uma das principais fontes de falha no modelo KT suíno, levando rapidamente à oclusão vascular e à falha completa do experimento, devido a uma complicação cirúrgica. Para evitar isso, após o auto-transplante, fechamos a camada peritoneal sobre o rim com uma sutura em execução usando poliglactina 3-0. Além disso, o ultrassom doppler colorido é realizado diretamente após a implantação do fechamento renal e abdominal, para garantir boa perfusão arterial e venosa do enxerto renal. O ultrassom também é utilizado diariamente e sob demanda, com base no desempenho clínico do animal, para triagem de perfusão renal, problemas pós-renais (por exemplo, obstrução ou torção do cateter urinário) e coleta de fluidos devido à fístula linfática, sangramento ou infecção(Figura 4 e Figura 6).

Como 24 horas de isquemia fria muitas vezes leva a prejuízo funcional e função de enxerto retardada, os animais podem exigir terapia médica sob demanda se for considerado necessário pelo veterinário. Isso pode incluir terapia de infusão usando 5% de glicose e/ou solução ringer administrada através da linha venosa central, injeções de bósbios de furosemida (no caso de oligúria/anuria dependendo do estado clínico e resultados laboratoriais, injeções de 60-80 mgs de bolus até 200 mg/dia), e a administração oral de Sulfoato de Poliestireno de Sódio (Resonium A) em caso de hipercalemia grave32. Para evitar viés experimental, o veterinário responsável pelo cuidado veterinário pós-transplante dos animais deve ficar cego para o tratamento aplicado e agrupamento.

Embora, a anatomia da artéria renal seja bastante simples em porcos alemães com geralmente uma artéria para reconstruir, há um amplo espectro de variações anatômicas dos ramos da veia renal que requerem certa criatividade cirúrgica durante a reconstrução venosa. Frequentemente dois (ou mais) ramos da veia renal se juntam em diferentes níveis entre o hilum renal e a veia cava inferior. As variações mais observadas e as possíveis opções de reconstrução17 são mostradas na Figura 3.

Após a primeira intervenção cirúrgica (dia -15, implantação de telemetria), todos os animais recebem uma jaqueta suína que vestem durante todo o período dos experimentos. Isso fornece excelente proteção contra lesões acidentais e luxação dos cateteres implantados e fornece espaço para o armazenamento dos sacos de coleta de urina. O uso dessas jaquetas também é uma solução viável para eliminar a necessidade de gaiolas metabólicas para a avaliação do despejo de creatinina como método de refinamento de acordo com o Princípio 3R.

Nossa instalação habitacional integra o uso de telemetria e monitoramento peri-operatório baseado em vídeo. Embora esses métodos não possam substituir as visitas regulares do veterinário e técnicos, eles facilitam intervenções rápidas e melhoram a avaliação da gravidade para refinar ainda mais nossas configurações experimentais para o futuro. Há um amplo espectro de indicações para o uso de um dispositivo de telemetria implantável em grandes modelos animais33. Embora, o acompanhamento próximo dos paramters clínicos após cirurgias de grande porte, como ECG, pressão arterial, a temperatura é considerada padrão no cenário clínico humano de uma unidade cirúrgica de terapia intensiva e intermediária, no monitoramento de cirurgia experimental é em sua maioria interrompido quando o animal está acordando da anestesia33,34,35. Portanto, a telemetria fornece uma forma viável para o monitoramento contínuo desses animais. Acreditamos que todos esses dados contribuem para a detecção precoce de possíveis complicações pós-operatórias com precisão e temporais (por exemplo, choque hemorrágico ou sepse detectada pelo aumento da temperatura, hipotonia e taquicardia). Isso pode facilitar a intervenção oportuna (por exemplo, introdução de antibiótico terapêutico, substituição de fluidos, interrupção da anticoagulação ou sacrifício do animal para evitar o sofrimento). Além desses aspectos de monitoramento “em tempo real”, nosso grupo está atualmente focando na avaliação de gravidade e refinamento de experimentos em animais36,37,38. A análise retrospectiva de uma grande quantidade de dados coletados de telemetria nesses experimentos pode nos permitir estratificar melhor a gravidade desse tipo de intervenções cirúrgicas e otimizar o cuidado perioperatório (por exemplo, analgesia) em animais de laboratório.

Em termos de telemetria implantável, recomenda-se um período de pelo menos 12 dias após a implantação do sistema de medição para garantir dados de medição estáveis e ideais (com base na comunicação pessoal). Depois de discutir essa questão com vários fabricantes que fornecem soluções de telemetria para animais de grande porte, bem como com outros grupos de pesquisa que utilizam esses sistemas em diversos ambientes experimentais, decidimos integrar um período de 14 dias entre implantação de telemetria e transplante renal. Durante os dias anteriores, os desvios ainda podem ocorrer devido ao movimento do animal, pois os processos de cicatrização e cura ainda estão incompletados.

Apesar de suas vantagens, o modelo acima descrito tem certas limitações. A complexidade e os recursos necessários e a infraestrutura são as limitações mais importantes do modelo. O protocolo experimental demorado, técnicas complexas e intenso acompanhamento peri-operatório exigem a disponibilidade de uma moradia significativa e capacidade de OR e exigem o envolvimento de uma equipe maior, incluindo bolsistas de doutorado, cirurgiões, veterinários e técnicos (Tabela 1). Portanto, com base em nossas observações empíricas, geralmente é inviável realizar mais de dois procedimentos por dia. Outra desvantagem do modelo suíno em relação aos modelos animais de pequeno porte é a possibilidade limitada de investigações mecanicistas e molecular-biológicas. No presente protocolo foram relatados apenas 5 dias de acompanhamento. Isso foi adequado para demonstrar as características experimentais mais importantes do modelo, no entanto, esse acompanhamento relativamente curto pode não ser suficiente para responder a determinadas questões específicas de pesquisa (por exemplo, recuperação de função a longo prazo versus dano agudo). Portanto, pode ser necessária uma extensão do acompanhamento relacionada ao projeto. Este manuscrito descreve nossas atuais “melhores práticas” no cenário experimental do auto-transplante ortotópico de rim ortotópico porcina. Embora certas etapas sejam obrigatórias para estabelecer com sucesso esse modelo, aspectos menores (por exemplo, o uso intraoperatório de um cateter de bexiga, a colocação do cateter arterial na artéria femoral versus carótida) são facultativos e podem ser evitados/alterados a critério dos pesquisadores. A descrição e a justificativa de cada aspecto metódico estariam além do escopo do presente protocolo e foram discutidas em outros lugares31. Por fim, também é difícil replicar a exata situação clínica da ECD KT no modelo suíno onde doadores idosos, aoenxertos com lesão renal aguda e doadores com múltiplasrbaderias e doenças crônicas como hipertensão, diabetes mellitus ou arteriosclerose representam uma parte importante do grupo de doadores marginais8,9.

Apesar das limitações acima mencionadas, bem como dos desafios técnicos e logísticos, este modelo animal de grande porte bem estabelecido e reprodutível da KT fornece uma oportunidade única para investigar novas terapias e técnicas para melhorar a preservação de órgãos e resultados clínicos e representa uma excelente plataforma para cirurgiões mais jovens para dominar técnicas de transplante de órgãos em um grande modelo animal.

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores gostariam de expressar sua gratidão a Pascal Paschenda, Mareike Schulz, Britta Bungardt, Anna Kümmecke por sua habilidosa assistência técnica.

Os autores declaram financiamento em parte do programa START da Faculdade de Medicina da Universidade RWTH Aachen (#23/19 a Z.C.), da Fundação B.Braun, Melsungen, Alemanha (BBST-S-17-00240 a Z.C.), a Fundação Alemã de Pesquisa (Deutsche Forschungsgemeinschaft – DFG; PARA-2591, PARA 542/5-1, PARA 542/6-1; 2016 para R.T. e SFB/TRR57, SFB/TRR219, BO3755/3-1, BO3755/6-1 para P.B.) e o Ministério da Educação e Pesquisa alemão (BMBF: STOP-FSGS-01GM1901A a P.B.), sem o envolvimento dos financiadores na concepção de estudo, coleta de dados, análise de dados, elaboração de manuscritos ou decisão de publicação.

Materials

Anesthesia materials, drugs and medications
Aspirin 500mg i.v., powder for solution for injection  Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 4324188 antiplatelet agents
Atropine sulfate solution for injection, 100mg Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany  1821288 parasympatholytic agent, premedication
Bepanthen ointment for eyes and nose Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 1578675 eye ointment
BD Discardit II syringes, 2ml, 5ml, 10ml,20ml Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 300928, 309050,309110, 300296  syringes
BD Micolance 3 (20G yellow) Cannula Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 305888 venous catheter
BD Venflon Pro Safety (20G pink) Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 4491101 venous catheter
Buprenorphine (Buprenovet) Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 794-996 analgesia
Cefuroxime 750mg, powder for preparing  injection solution FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany J01DC02 antibiotics
Covidien Hi-Contour, Endotracheal Tube 7,5 with Cuffed Murphy Eye Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany COV-107-75E endotracheal Tube
FENTANYL 0,5 mg Rotexmedica solution for injection  Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany 4993593 opioide analgetic agent
Furosemide-ratiopharm 250 mg/25 ml solution for injection Ratiopharm GmbH, Ulm, Germany 1479542 loop diuretics
Glucose 5% solution for infusion (500ml, 250ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  3705273,03705422 infusion fluid
Glucose 20% solution for infusion B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  4164483 osmotic diuresis
Heparin-Sodium 5000 I.E./ml B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  15782698 anticoagulant
Isoflurane-Piramal (Isoflurane) Piramal Critical Care Deutschland GmbH, Hallbergmoos, Germany 9714675 volatile anaesthetic agent
Ketamine (Ketamine hydrochloride) 10% Medistar Arzneimittelvertrieb GmbH, Ascheberg, Germany 0004230 general anaestetic agent
MIDAZOLAM 15mg/3ml Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany 828093 hybnotica, sedative agent
NaCl 0,9% solution for infusion (500ml,1000ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  864671.8779 infusion fluid
Norepinephrine (Arterenol) Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, Frankfurt, Germany 16180 increase in blood pressure 
Organ preservation solution (e.g. HTK) Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany  should be decided based on preference and experimental design organ preservation
Pantoprazole 40mg/solution for injection Laboratorios Normon,Madrid, Spain 11068 proton pump inhibitor
Paveron N 25mg/ml solution for injection (Papaverine Hydrochloride) LINDEN Arzneimittel-Vertrieb-GmbH, Heuchelheim, Germany 2748990 spasmolytic agent for vasodilatation
Pentobarbital (Narcoren) Boehringer Ingelheim vetmedica GmbH, Ingelheim, Germany 1,204,924,565 used for euthanasia
Propofol 1% (10mg/ml) MCT Fresenius FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany 654210 general anaesthetic agent
Ringer solution B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  1471411 infusion fluid
Sterofundin ISO solution for infusion (1000ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  1078961 Infusion fluid
Stresnil (Azaperone) 40mg/ml Elanco 797-548 sedative
Urine catheter ruffle 12CH  Wirutec Rüsch
Medical Vertriebs GmbH, Sulzbach, Germany		 RÜSCH-180605-12 transurethral urinecatheter
Surgical materials
Appose ULC Skin Stapler Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany 8886803712 skin stapler
Cavafix Certo 375  B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  4153758 central venous catheter
EMKA Easytel +L-EPTA Transponder emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France L-EEEETA 100 telemetry transponder
EMKA Reciever and Data Analyzer System emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France Reviever  telemetry receiver
Feather Disposable Scapel (11)(21) Feather, Japan 8902305.395 scapel
Prolene 2-0, blue monofil VISI-BLACK, FS needle Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7038H skin
Prolene 3-0,blue monofil,FS1 needle Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7694H skin
Prolene 5-0 (simply angulated, C1 needle) blue monofil VISI-BLACK Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7227H vascular
Prolene 5-0 (double armed, C1 needle) 60cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany KBB5661H vascular
Prolene 6-0 (double armed, C1 needle) 60cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7228H vascular
Sempermed derma PF Surgical Gloves Seril Gr. 7, 7.5, 8  Semperit investment Asia Pte Ltd, Singapore 4200782,4200871,4200894 surgical gloves
Sentinex® PRO Surgical Gowns Spunlace XL 150cm Lohmann & Rauscher GmbH & Co. KG, Neuwied, Germany 19302 surgical gown
Tachosil Takeda Pharma Vertrieb GmbH & Co. KG, Berlin, Germany MAXI 9,5 x 4,8 cm haemostasis
Telasorp Belly wipes (green 45x45cm) PAUL HARTMANN AG,Heidenheim, Germany 4542437 abdominal towel
Pediatric urine catheter Uromed Kurt Drews KG, Oststeinbeck, Germany PZN 03280856 used for the uretero-cutaneus stoma
VICRYL- 0 MH Plus Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V324 fascial closure
VICRYL – 3-0, SH1 Plus needle, 75cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany W9114 subcutaneous suture, peritoneal suture, 
VICRYL – 3-0, SH1 Plus needle, 4*45cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V780 subcutaneous suture, peritoneal suture, 
VICRYL – ligatures Sutupak purple braided, 3-0 Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V1215E threats for ligature
3M™ Standard Surgical Mask 1810F 3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany 3M-ID 7000039767 surgical mask
Surgical instruments
Anatomical forceps Standard ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  PZ0260 anatomical forceps
Atraumatic tweezers steel, De Bakey Tip 1,5mm 8" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF0840 anatmical atraumatic forceps
Bipolar forceps 16 cm straight, Branch 0,30 mm pointed, universal fit Bühler Instrumente Medizintechnik GmbH,Tuttlingen, Germany 08/0016-A biopolar forceps
Bulldog clamp atraumatic,curved, De bakey 78 mm, 3" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF0900 bulldog clamps
DE BAKEY-SATINSKY vascular clamp 215mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF1661 vascular clamp
Dissecting scissors Mayo,250 mm, 10" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC2232   Scissors for dissection
Dissecting scissors Metzenbaum-Fino, 260 mm, 101/4" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC2290 Scissors for dissection
Draeger CATO Anesthetic machine with PM8050 Monitor Dräger, Drägerwerk AG & Co. KGaA, Lübeck, Germany  106782 Ventilation System
 Fine Tweezers, ADSON 180 mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  ADSONPZ0571 fine forceps
Gosset abdomenal wall spreader CHIRU-INSTRUMENTE, Kaierstuhl,Germany 09-621512 abdominal retractor
HALSTEAD MOSQUITO,curved, surgical 125mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL2291 mosquite clamps
HF surgical device ICC 300, Electrocautery Erbe Elektromedizin Gmbh; Tübingen, Germany 20132-043 cautery, biopolar
MICRO HALSTED-MOSQUITO 100mm, curved ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL2187 mosquite clamps
Micro steel needle holder straight 0,5mm, with spring lock ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  MN1324D microsurgical needle holder
Microsurgical/watermaker tweezers LINZ 150mm 6" Ergo round handle ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  MN0087 fine microsurgical forceps
needle holder Mayo-hegar,190 mm, 71/2" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  NH1255 needle holder
Overhold Slimline Fig. 0 8 1/2" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL4400 overholds
Sterile Gauze 10X10 Paul HaRTMANN AG,Heidenheim, Germany 401725 sterile gauze
Suction tip OP-Flex Handpiece Yankauer Pfm Medical AG, Köln, Germany 33032182 suction
surgical forceps Standard 5 3/4"  ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  PZ1260 surgical forceps
surgical scissors standard pointed-blunt (thread/cloth scissors)175 mm, 7" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC1522 surgical Scissors
Titanit vascular scissors POTTS-SMITH,185 mm, 71/4"60° ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC8562 Pott scissors
Tunneling instrument Marina Medical Instruments Inc,Davies,US MM-TUN06025 subcutaneous tunneling
Vessel loops Medline International Germany GmbH,Kleve, Germany VLMINB hold and adjust the vessel
Wound spreaders Weitlander, Stump,110 mm, 41/4" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  WH5210 wound care
Further material
Heating pad Eickemeyer – Medizintechnik für Tierärzte KG, Tuttlingen, Germany 
648050 MHP-E1220		 maintain body temperature during surgery
Laryngoscope, customized Wittex GmbH, Simbach, Germany 333222230  expose the vocal cord
Rectal temperature probe Asmuth Medizintechnik, Minden, Germany ASD-RA4 measure body temperature
Spray wound film Mepro-Dr. Jaeger und Bergmann GmbH, Vechta, Germany 2830  keep sterile condition
Sterile organ bag Raguse Gesellschaft für medizinische Produkte, Ascheberg, Germany 800059 organ preservation
swine jacket small, adult Landrasse swine 30-50kg, customized for Emka Telemetry and urinary catheterization  Lomir Biomedical Inc., United Kingdom SS J1LAPMP swine jackets to pretect implanted catheters and store urine bag
 Ultrasound device, Sonosite Edge-II FUJIFILM SonoSite GmbH, Frankfurt, Germany V21822 ultrasound and color Doppler
Urine bag 2000ml Volume ASID BONZ GmbH, Herrenberg, Germany  2062578 disposable urine bag connected to the uretero-cutaneous fistula catheter
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Referências

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Liu, W., Ernst, L., Doorschodt, B., Bednarsch, J., Becker, F., Nakatake, R., Masano, Y., Neumann, U. P., Lang, S. A., Boor, P., Lurje, I., Lurje, G., Tolba, R., Czigany, Z. Orthotopic Kidney Auto-Transplantation in a Porcine Model Using 24 Hours Organ Preservation And Continuous Telemetry. J. Vis. Exp. (162), e61591, doi:10.3791/61591 (2020).
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