JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicina

השתלת כליה אורתוטופית במודל פורצין באמצעות 24 שעות שימור איברים וטלמטריה רציפה

Published: August 21, 2020
doi:
10.3791/61591
, , , , , , , , , , , , ,
1Department of Surgery and Transplantation, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 2Institute for Laboratory Animal Science, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 3Department of General-, Visceral-, and Transplantation Surgery,University Hospital Muenster, 4Department of Surgery,Maastricht University Medical Centre (MUMC), 5Institute of Pathology, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 6Department of Surgery, Campus Charité Mitte | Campus Virchow-Klinikum,Charité-Universitätsmedizin

Summary

מודלים בעלי חיים גדולים לשחק תפקיד חיוני במחקר השתלה פרה-קלינית. בשל הדמיון שלה להתקנה קלינית, מודל porcine של השתלת כליה אורתוטופית המתוארת במאמר זה מספק מעולה בהגדרת vivo לבדיקת טכניקות לשימור איברים והתערבויות טיפוליות.

Abstract

בעידן הנוכחי של השתלת איברים עם מחסור קריטי באיברים, אסטרטגיות שונות מועסקות כדי להרחיב את הבריכה של allografts זמין להשתלת כליה (KT). למרות, השימוש allografts מתורמים קריטריונים מורחבים (ECD) יכול להקל חלקית על המחסור של תורמי איברים, איברי ECD לשאת סיכון גבוה יותר פוטנציאלית לתוצאות נחותות וסיבוכים לאחר הניתוח. טכניקות דינמיות לשימור איברים, אפנון של איסכמיה-reperfusion ופציעה שימור, ו טיפולים allograft נמצאים באור הזרקורים של עניין מדעי במאמץ לשפר את ניצול allograft ותוצאות המטופל ב KT.

ניסויים פרה-קליניים בבעלי חיים משחקים תפקיד חיוני במחקר תרגום, במיוחד במכשיר הרפואי ופיתוח תרופות. היתרון העיקרי של מודל השתלת רכב אורתוטופי porcine על פני ex vivo או מחקרים בבעלי חיים קטנים טמון בדמיון כירורגי-אנטומי ופיזיולוגי להגדרה הקלינית. הדבר מאפשר חקירה של שיטות וטכניקות טיפוליות חדשות ומבטיח תרגום קליני קל של הממצאים. פרוטוקול זה מספק תיאור מקיף ומוכוון בעיות של מודל השתלת כליה אורתוטופית porcine, באמצעות זמן שימור של 24 שעות וניטור טלמטריה. השילוב של טכניקות כירורגיות מתוחכמות עם שיטות מתוקמנות ביותר ושיטות חדשניות ביותר של הרדמה, דיור לבעלי חיים, מעקב פרי-ניתוחי וניטור מבטיחים את הרבייה וההצלחה של מודל זה.

Introduction

מאז השתלת הכליה האנושית המוצלחת הראשונה בין תאומים זהים בשנת 1954, שבוצעה על ידי הקבוצה החלוצית שלמנתח חתן פרס נובל ג’וזףמוריי 1 , השתלת כליה (KT) התפתחה כמיקום העיקרי של טיפול בחולים עם מחלת כליות בשלב הסופי (ESRD)2. KT מראה תוצאות קליניות מעולות לטווח ארוך ואיכות חיים בהשוואה לדיאליזה2. שיעורי ההישרדות לטווח קצר וארוך לאחר KT השתפר ברציפות, בשל התקדמות בטכניקות כירורגיות, שימור איברים, טיפול חיסוני, וטיפול קריטי, ולכן KT הפך זמין נרחב בקנה מידהעולמי 2,3,4.

בשל מחסור קריטי באיברים, נעשה פער הולך וגדל בין ההיצע לביקוש3,5,6. בשנת 2018, כ 12,031 חולים חיכו KT בגרמניה, עם זאת, רק פחות מ 20% (2,291 חולים) יכול לקבל כליה תורם בשל המחסור הקיצוני באיברים להשתלה7. למרבה הצער, לא רק המספר המוחלט של תורמי איברים, אלא גם האיכות הכללית של allografts המוצעים להשתלה ירדו בעשוריםהאחרונים 8,9. נטייה גוברת נצפתה במספרים של אלוגרפטים כליה predamaged או “שולי” שהיה צריך להתקבל להשתלה10. השימוש allografts ECD עשוי להפחית את זמן ההמתנה ואת רשימת ההמתנה חולות ותמותה, זה, עם זאת, הקשורים שכיחות מוגברת של סיבוכים הקשורים שתל כגון שתל ראשי אי תפקוד (PNF) ו / או פונקציית שתל מושהה (DGF)8,9,10. מחקר נוסף חיוני כדי לייעל את ניצול allograft, להרחיב את מאגר התורמים ולהגן ולגנות מחדש אלוגרפטים שוליים אשר בסופו של דבר עשוי לשפר את תוצאותהמטופל 3,6.

בשל האופי עתיר המשאבים והמורכב של מודלים גדולים להשתלת בעלי חיים, מספר רב של מחקרים מבוצעים באמצעות בעלי חיים קטנים או בהגדרות vivoלשעבר 11,12,13,14,15. למרות מודלים אלה יכולים לספק נתונים מדעיים חשובים, התרגום של ממצאים אלה להגדרה קלינית מוגבל לעתים קרובות. מודל porcine של השתלת כליה אורתוטופית אוטומטית הוא מודל מבוסס היטב לשחזור המאפשר לבדוק גישות טיפול חדשניות חדשות בסביבה רלוונטית קלינית בvivio, עם תקופות מעקב פוטנציאלי ארוך יותר ואפשרויות בשפע עבור איסוף מדגםחוזר 16,17. מעבר ליתרון של הגודל המקביל, המאפשר תרגום ישיר יחסית לתוך ההגדרה הקלינית (במיוחד לפיתוח מכשירים רפואיים ומינון סמים), הדמיון כירורגי-אנטומי ופיזיולוגי במונחים של פגיעה איסכמיה-reperfusion (IRI) תגובה ונזק לכליות, לתמוך בשימוש במודל זהבמחקר תרגום 17,18,19. מודל זה גם מספק הזדמנות הכשרה מצוינת להכין מנתחי השתלה צעירים לאתגרים הטכניים של השתלת איברים קליניים20.

ישנם גם הבדלים מרובים בהשוואה להגדרה האנושית ושינויים טכניים שונים של המודל ניתןלמצוא בספרות 16,17,19,20,21. מאמר זה מתאר באופן מקיף פרטים טכניים, מלכודות, והמלצות אשר יכול לסייע לבסס את המודל של השתלת כליה אורתוטופית porcine. שיטת הטלמטריה וניטור הווידאו המתוארת, כמו גם מתקן הדיור שתוכנן במיוחד, מאפשרת הערכת חומרת תקריב ותצפית קלינית על בעלי החיים. השימוש בצנתר שתן רדיפתי וז’קטים ייעודיים של נקבוביות מספקים אפשרות להערכה מפורטת של תפקוד הכליות ללא שימוש בכלובים מטבוליים. שינויים טכניים אלה מתוארים כפתרונות פוטנציאליים כדי לעמוד באתגרים המודרניים של עקרון 3R (החלפה, הפחתה ועידון) ולשפר ניסויים בבעלי חיים באמצעות מודלים בעלי חייםגדולים 22.

Protocol

המחקר הנוכחי תוכנן על פי עקרונות ההנחיות של ARRIVE (מחקר בעלי חיים: דיווח על ניסויי Vivo)23. ניסויים בוצעו בהתאם להנחיות המוסדיות ולחוק הפדרלי הגרמני בנוגע להגנה על בעלי חיים. ההצעה האתית המלאה אושרה על ידי הרשויות האחראיות (הוועדה הממשלתית לטיפול ושימוש בבעלי חיים, LANUV NRW – “לנדסאמט פו נור, אומוולט ווורברושרשץ נורדריין-ווסטפאלן”, רקלינגהאוזן, גרמניה, פרוטוקול ID: 81-02.04.2018.A051). כל בעלי החיים במחקר הנוכחי קיבלו טיפול הוומני על פי עקרונות “המדריך לטיפול ושימוש בבעלי חיים במעבדה” (מהדורה 8, NIH Publication, 2011, ארה”ב) וההנחיה 2010/63/EU להגנה על בעלי חיים המשמשים למטרות מדעיות (כתב העת הרשמי של האיחוד האירופי, 2010). חזירות מרוצי יבשות גרמניות הושגו ממתקן לגידול מחסום ממוטב להיגיינה (היינריך GbR, היינסברג, נורדריין-ווסטלן). איור 1 מתאר את הסיכום של הפרוטוקול הניסיוני המתואר. 1. בעלי חיים ודיור השתמש בחזירי מרוצי היבשה הגרמניים (או דומים) עבור פרוטוקול זה. מעבירים את בעלי החיים למתקן המחקר 14 יום לפני הניתוח הראשון (השתלת טלמטריה) לצורך התאקלמות ואוחסנים אותם בסביבת מחסום מבוקרת טמפרטורה ולחות עם מחזור אור וכהה של 12 שעות (איור 2). הר שני מקלטי טלמטריה על תקרת החדר המאפשר את הנתונים הרשומים להיות מועברים ישירות למחשב הממוקם בחדר התצפית. ודאו שבעלי החיים נצפים באופן חזותי במהלך הביקורים הקבועים של הוטרינרים ועל ידי המטפל בבעלי החיים האחראים (כל 8 שעה ועל פי דרישה).הערה: בניסוי זה נעשה שימוש בצילומי מצלמה בזמן אמת עם הדמיה תרמית משולבת המחוברת לרשת המקומית. פרטי מתקן הדיור המשמש במחקר זה מתוארים בדמות 2. 2. טכניקות בסיסיות ונהלים נפוצים צם את החיות לילה לפני הניתוח. Premedicate על ידי הזרקה תוך שרירית ראשונית של אזפרון (4 מ”ג/ק”ג) ואטרופין (0.1 מ”ג/ק”ג), ואחריו הזרקה של קטמין (15 מ”ג/ק”ג) 10 דקות מאוחר יותר. לאחר ההתפדה, שקלו את החיה והעבירו אותה ישירות ממתקן הדיור לחדר ההכנה המרכזי של מתקן ההרדמה או. תחכלו את אחד הורידים הגדולים של האוזן באמצעות צנתר ורידים היקפיים של 18 גרם. לפקח על החיה על ידי א.ק.ג רגיל ואוקסימטריה דופק. ליזום את ההרדמה עם פרוטופול (3 מ”ג/ ק”ג). לחשוף את מיתר הקול עם גרון ולהכניס צינור אנדוטרצ’ל 7.5 מ”מ. השרוול חסום באוויר בהתאם להמלצות היצרן. הכנס צינור ניקוז אורו-קיבה כדי להסיר נוזלים ואוויר מהקיבה. הכנס צנתר שתן דרך השופשופה. לאחר מכן, לקצץ את העור באזור החתך הכירורגי. למרוח משחת עיניים כדי למנוע ייבוש הקרנית במהלך הניתוח. לאחר צנרור orotracheal, לשמור על הרדמה עם isoflurane (תפוגה סופית 1.45-2.0 Vol.%) ופנטניל (3 -7.5 μg / ק”ג / שעה). ודא בקרת טמפרטורה תוך-אקטיבית של בעל החיים באמצעות משטח חימום ושימוש באוויר חם. הכנס בדיקה פי הטבעת כדי לפקח על טמפרטורת הגוף (טמפרטורת היעד 36.5 ° C – 37.5 °C). לתת מניעה אנטיביוטית באמצעות cefuroxime (35 מ”ג / ק”ג i.v.). להחזר תמיסת רינגר ב-4 מ”ל/ק”ג/שעה ולהגדיל ל-8 מ”ל/ק”ג/שעה לאחר החתך בעור. לתת מנה מונעת של pantoprazole (40 מ”ג i.v. ) מעל הגישה לוותי האוזן. לבצע את כל ההליכים הכירורגיים בתנאים סטריליים על פי העקרונות הכלליים של אספסיס כירורגי ואנטי-ספסיס. חיטו את השדה הכירורגי בתמיסת פובידון-יוד וכסו עם וילונות כירורגיים. 3. השתלת טלמטריה הכינו את בעל החיים לניתוח בעקבות השלבים המתוארים לפי סעיף 2 של הפרוטוקול ואשרו הרדמה נכונה על ידי ירידה בקצב הלב וחוסר תנועה מודעת של בעל החיים. לאסוף דגימות דם ושתן כדי לקבוע ערכי מעבדה בסיסיים בודדים. סמן את אתרי החתך באמצעות סמן קבוע. כדי להשתיל את חיישן העורקים של משדר הטלמטריה, לבצע חתך 3-4 ס”מ במפשעה. לחשוף ולחתוך את העורק באופן 360°. באמצעות מהדק אוברהולט למשוך דרך לולאות שני כלי מתחת לעורק ולאבטח אותם עם מהדקי יתושים. לאחר ביצוע כריתת עורקים באמצעות #11 להב, הכנס את חיישן העורקים. סגור את עורקיוטומיה באמצעות תפר פוליפרופילן 5-0 עם תפרים קשר יחיד ולאבטח את חיישן העורקים באמצעות אחד תפרים אלה. בצע חתך גדול של 3-4 ס”מ באגף השמאלי של החיה וצור כיס תת עורי עבור המשדר באמצעות חתך קהה. מנהרה משדר טלמטריה לאגף ולתקן אותו fascia שריר (3-0 פוליפרופילן, קשר יחיד). מנהרה אלקטרודות ECG אדום ולבן בצד ימין ושמאל של בית החזה. בצע שני חתךים 1 ס”מ ולאבטח את האלקטרודות ברקמת השריר כדי להבטיח אות א.ק.ג טוב עם תפרים קשר יחיד (3-0 פוליגלקטין). התחל רישום של נתוני טלמטריה ובדוק את האותות השונים (למשל, טמפרטורת הגוף הרשומה על ידי גוף המשדר עצמו, לחץ דם עורקי, ואותות ECG). סגור את החתכים במפשעה, באגף השמאלי ושני חתכים קטנים בבית החזה באמצעות תפרים שריר ותת עורי (3-0 פוליגלקטין) וסגור את העור באמצעות תפר monofilament לא נספג (למשל, 2-0 פרולין). השתמש בתחבושת ספריי כדי לאטום את אתרי החתך. בשלב זה להכין את החיה ללבוש ז’קט porcine ייעודי אשר בעל החיים לובש לשארית תקופת המחקר. החליפו מעילים במעיל נקי לאחר כל התערבות כירורגית.הערה: כדי להקליט נתונים בסיסיים יציבים, משדרי טלמטריה מושתלים 14 ימים לפני ניתוח המדד (כריתת nephrectomy שמאל, נא לראות גם דיון). 4. כריתת נפט ואחזור שתל כליה הכן את החיה לניתוח אחזור השתלים בעקבות ההליכים המתוארים בסעיף 2. לאחר האינדוקציה של הרדמה, לתבל את וריד הצוואר החיצוני. בעקבות החיטוי הסטרילי של השדה הכירורגי, חתך של 4 ס”מ נעשה בצד ימין בגרוב הצווארי. לנתח רקמה תת עורית ושריר כדי לחשוף את וריד הצוואר החיצוני. לחשוף ול לנתח את וווין באופן 360°. באמצעות מהדק אוברהולט למשוך דרך לולאות שתי כלי מתחת לווין ולאבטח אותם עם מהדקי יתושים. מנהרה צנתר הצוואר בחלק האחורי של החיה. כך, מקם את החזיר בצד שמאל שלו. השתמש בשיטת Seldinger כדי להכניס את הצנתר וריד הצוואר. סגור את הפתח על וורן ולאבטח את הצנתר באמצעות תפר פוליפרופילן 5-0. סגור את החתך בשתי שכבות (למשל, 3-0 פוליגלקטין לשריר ותת עורי ו 2-0 פוליפרופילן לעור). אבטחו את הצנתר לעור עם תפרים מרובים (2-0 פוליפרופילן). בדוק את צנתר וריד הצוואר לשאיפה חופשית והזרקה. לאחר מכן, העבר את הקו התוך-ורסי מקניית ורין האוזן לקו הוארי המרכזי. לאחר חיטוי כירורגי ותחבושת, לבצע פתיחת בטן החציוני כדי לפתוח את הבטן (25-30 ס”מ). השתמש במפשק בטן רגיל כדי לחשוף את השדה הכירורגי. השתמש במגבות בטן רטובות וחם כדי לכסות את המעי הגס ואת המעי הדק. בקש מהעוזר השני להחזיק את המעי לכיוון הבטן הימנית וחושף את הכליה ואת מבני כלי הדם שלה. פתחו את שכבת הצופק ותוחלשו את הכליה השמאלית ואת השופכה מכל רקמה דבקה באמצעות צריבה מונופולרית, מגרסות דו-קוטביות ומספריים עדינים. ליגט ולחלק את השופך השמאלי (3-0 פוליגלקטין) משאיר לפחות 10-12 ס”מ קטע ארוך. להשלים את הניתור של וורין הכליה השמאלית ואת העורק למקורם מעור ים נחות ואבי העורקים, בהתאמה.הערה: הימנעו מפציעה ופתיחת כלי הלימפה הגדולים באזור אנטומי זה. כמו כן להיות מודע לפציעה פוטנציאלית וין azygo-המותניים הצטרפות לווהק הכליה ליד מקורו מן קאווה vena. לנתח וללגום את וין אזיגו-המותניים בין שתי ליגטורות (3-0 פוליגלקטין). היכונו לקטוריה של השולחן האחורי בעזרת קערת קרח וכיסוי סטרילי. כדי לאחזר את הכליה השתל, להדק את עורק הכליה ואת וריד הכליה קרוב אב העורקים ואת קאווה vena עם מהדקי כלי דם. הסר את שתל הכליה על ידי חיתוך כלי הדם עם מספריים קרוב למלחציים ולאחר מכן למסור את הכליה לצוות השולחן האחורי. סגור את הגדם של עורק הכליה באמצעות תפר פוליפרופילן 5-0. סגור את וווין הכליה באמצעות תפר רציף דו שכבתי עם 5-0 פוליפרופילן. הסר את מהדקי כלי הדם. לאחר בדיקת דימום או דליפה לימפה באזור, לסגור את הבטן ב 4 שכבות.הערה: פריטוניום: 3-0 תפר פועל פוליגלקטין; fascia: 0 תפר פועל פוליגלקטין; שכבה תת עורית: 3-0 תפר פועל פוליגלקטין; עור: מהדקי עור לאחר ניתוח אחזור כליות, כדי להקל על פתיחה מחדש של הבטן למחרת ו 2-0 פוליפרופילן קשר יחיד תפרים לאחר הליך ההשתלה לסגירה סופית. לאחר החלת תחבושת פצע סטרילי, להחזיר את החיה למתקן הדיור ולאפשר להתאושש בעקבות extracheal. עבור משכך כאבים לאחר הניתוח, להשתמש buprenorphine (0.05 – 0.1 מ”ג/ ק”ג) תוך שרירי כל 8 שעות עד השתלה אוטומטית. 5. שימור שולחן אחורי ושימור איברים לאחר אחזור שתל, מיד ללקט את עורק הכליה באמצעות צנתר היקפי סטנדרטי 14 G (כתום) ולתקן אותו באמצעות חוסם עורקים מוכן 3-0 פוליגלקטין. לשטוף את הכליה עם פתרון לשימור איברים קרים. לאחר שטיפה עם 500 מ”ל של פתרון לשימור איברים, להסיר את הנולה העורקי, לעטוף את שתל הכליה בשקיות איברים סטריליים ולאחסן בתמיסת שימור איברים עם זמן איסכמי קר היעד (CIT) של 24 שעות ב 4 מעלות צלזיוס באמצעות מעגל קירור מבוקר מחשב.הערה: סומק קצר לאחר השימור מומלץ באמצעות 500 מ”ל של 4 °C תמיסת מלח רגילה. 6. כריתת נפרה-רחם והשתלת כליה אורתוטופית במהלך פעולת הנמען, להתאים את הקדם-הרפואה וההרדמה הראשונית לחילוף החומרים המוגבל של הכליות ולהימנע משימוש בקטמין. אינדוקציה מבוצעת עם פרוטופול (3-5 מ”ג/ק”ג i.v.), midazolam (0,25 מ”ג / ק”ג i.v.), ו אטרופין (0.1 מ”ג / ק”ג i.m.). לאחר מכן, ההכנה לפני הניתוח זהה לנהלים המתוארים בסעיף 2. לשמור על הרדמה עם isoflurane (תפוגה סופית 1.45-2.0 Vol.) ופנטניל (3 – 7,5 μg/ ק”ג / kg / h) ו propofol (2 – 4 מ”ג / ק”ג / שעה). בדוק ונטר ברציפות את א.ק.ג, אוקסימטריית פולס, טמפרטורת פי הטבעת והפונקציה של משדר הטלמטריה.הערה: הרדמה קפדנית ובקרה בלחץ דם היא בעלת חשיבות מכרעת במהלך הליך ההשתלה. במקרים נדירים שבהם אות לחץ הדם העורקי הרשום על משדר הטלמטריה אינו משביע רצון בשל המיקום העל-טבעי של החיה, מניחים צנתר עורקי נוסף בעורק הירך הימני באמצעות נקב מפוקח ותכניקת Seldinger. לאחר תליונות סטריליים, לפתוח מחדש את פתיחת ה לפרוסה החציוני ולחשוף את השדה הכירורגי באמצעות מפשק הבטן. המעי הגס והמעי הדק ממוקמים בצד שמאל של הבטן כדי לחשוף את הכליה הימנית שלמה. בדומה להליך התורם, ניתח את הכליה הקונטרה-רוחטית ואת כלי הדם שלה מהרקמות שמסביב. לנתח את וירך הכליה הימני ואת עורק הכליה בכיוון של hilum הכליה כדי להבטיח אורך כלי מספיק עבור anastomosis. 5 דקות לפני הידוק כלי הדם, להזריק נטריום-הפרין דרך וריד (100 I.U. / ק”ג). מהדק את עורק הכליה הימני ואת וריד הכליה הימני באמצעות מהדקי כלי דם. הכליה הימנית מוסרת. כלי הדם נבדקים לשלמות לפני תחילת האנסתמוס. מניחים את הכליה המשומרת בבטן ומתחילים את האנסטומוסים הארסיים והעורקים. מנוקט זה ואילך, לשמור על הלחץ העורקי הממוצע מעל 80-90 מ”מ Hg כדי להבטיח זבירה מוקדמת טובה של שתל הכליה לאחר reperfusion. להשיג זאת באופן חלקי על ידי ניהול נפח נאותה וב חלקית על ידי ניהול של נוראפינפרין (0.1 – 1.0 μg/kg/min כאינפוזיה רציפה באמצעות לחץ דם עורקי ממוצע וקצב לב לניטור היעילות). בצע אנסתמוזיס מקצה לקצה של וין הכליה: לאחר הנחת שני תפרים פינתי באמצעות 5-0 פוליפרופילן, לתפור את הקיר האחורי באופן רציף. לקשור את התפר בפינה גולגולת ולקשור אותו יחד עם החוט המשמש לקיר האחורי. לאחר סיום הקיר האחורי, השתמש בתפר פינת הגולגולת כדי לתפור את הקיר הקדמי בכיוון הגולגולת-סיבתי. לשטוף את הוריד עם תמיסת מלח aheparinized (100 I.U./mL). קשור את התפר הפינתי התפר התפר.הערה: במקרה של אי התאמה בגודל בין הצדדים התורם לבין הנמען, ניתן להשתמש בגורם גדילה קטן כדי להבטיח קשר רחב ומספיק. ישנן וריאציות אפשריות רבות של ענפי ורכך הכליה porcine. במקרה של אנטומיה ורדי מורכבת, יש צורך בגישה שונה של אנסתומוזיס (ראה איור 3). בצע את חיבור מקצה לקצה של עורק הכליה: השתמש תפר 6-0 פוליפרופילן גולגולתי פינה כדי לבצע את anastomosis העורקי. הצבת תפר פינתי נוסף, תומך אשר הוסר מאוחר יותר, היא אופציונלית. תפר את הקיר האחורי באופן רציף באמצעות טכניקת המצנח. לאחר ההגעה לפינה הסאוידל להסיר את התפר בפינה השנייה (אם ישים). תפר את הקיר הקדמי עם הקצה השני של תפר פוליפרופילן 6-0 בעל יד כפולה. לשטוף את העורק עם תמיסת מלח heparinized (100 I.U./ mL). קשור את שני החוטים בפינת התותל. הקלט את הזמן הדרוש לביצוע שני האנסטומוסים עם זמן איסכמיה חם של <40 דקות. להסתגר בכליה על ידי פתיחת מהדק כלי הדם ורקי ולאחר מכן את המלחציים העורקים. בדוק אם יש דימום משמעותי. אם לא נצפה דימום משמעותי מן anastomoses, לפתוח את שתל הכליה ולשפוך תמיסת מלח נורמלי חם בבטן מכסה את השתל reperfusedfused. למקם מחדש את השתל, במידת הצורך, כדי להבטיח תסיסה הומוגנית ולהימנע מגודש. לתת papaverine topically אל החלק החיצוני של עורק הכליה ואת anastomosis העורקי (5 מ”ל לא מותק). לאחר reperfusion, להחדר 250 מ”ל של 20% תמיסת גלוקוז כדי לגרום dieresis אוסמוטיק ואחריו הממשל של מנה אחת של 80 מ”ג של furosemide.הערה: בעקבות זאת, ניתן לצפות בייצור שתן ראשוני. כדי להבטיח ניקוז שתן, להעביר 12 צנתר שתן ילדים צרפתי דרך קיר הבטן של האגף הימני של החיה, רטרופרטינולי. אבטחו את הצנתר בשופך באמצעות ליגטורות (2-0 פוליגלקטין) וחסם את הצנתר עם תמיסת מלח של 2 מ”ל. תפרים נוספים משמשים כדי להתאים ולאבטח את השופך אל צפק של קיר הבטן (2-0 פוליפרופילן). הצנתר מאובטח גם לעור עם לפחות שני תפרים קשר יחיד (2-0 פוליפרופילן). סגור את שכבת צבי על הכליה כדי למנוע נקע של שתל הכליה וסטיה של anastomoses כלי הדם (3-0 פוליגלקטין). סגור את הבטן בצורה דומה של 4 שכבות כפי שתואר קודם לכן עבור אחזור השתל. לאחר סגירת הבטן, לשמור על נורמותרמיה על שולחן OR.הערה: לחץ דם עורקי ממוצע צריך להישמר מעל 80 מ”מ Hg עד החיה ער והוא במצב נוטה. לאחר סגירת הבטן, להשתמש אולטרסאונד דופלר צבע כדי להבטיח עירוי עורקי ורקי נאותה של שתל הכליה (איור 4). עקבו מקרוב אחר החיה עד שהיא ערה לחלוטין ותו לא יכולה ללכת ולשתות באופן ספונטני. בעלי החיים מקבלים 1 L של פתרון רינגר במהלך שלב ההתאוששות. לאחר מכן, החזירו את החיה לקופסה שלה במתקן הדיור. 7. מעקב, דוגמה ואיסוף נתונים לספק לבעלי החיים מים אד libitum ברגע שהם יכולים לשתות באופן ספונטני. לספק מזון מוצק מהיום הראשון לאחר הניתוח. עבור משכך כאבים לאחר הניתוח, לנהל buprenorphine (0.05 – 0.1 מ”ג/ק”ג) תוך שרירי כל 8 שעות עבור 72 שעות, לתת pantozol (40 מ ג i.v.) פעם ביום עבור 72 שעות. לספק טיפול אנטיביוטי (cefuroxime 35 מ”ג/ק”ג i.v. 2x מדי יום) ופקקת מניעה (500 מ”ג של חומצה אצטילסליצילית מיום לאחר הניתוח 1) במהלך כל תקופת התצפית עד סוף הניסוי.הערה: אם מתרחשים סיבוכים מדממים, אספירין הופסק. רשום נתוני טלמטריה רציפים לאורך כל תקופת התצפית. ודא כי בעלי החיים מבקרים לפחות כל 8 שעות על ידי הקצין הווטרינרי ו /או על ידי טכנאי וטרינרי מנוסה ומצבם הקליני מוערך באמצעות גיליון ניקוד המשמש כבסיס לסיים בטרם עת את הניסוי במידת הצורך על ידי המצב הקליני של בעל החיים.הערה: קריטריונים אלה של נקודת קצה הוומנית מוגדרים כמתוארקודם לכן 24. בצע איסוף יומי לדוגמה באמצעות קו וריח מרכזי וצנתר השתן percutaneous. להחליף שקיות שתן (2,000 מ”ל) 2x ביום. בעקבות איסוף דגימה או ניהול של נוזלים או תרופות, לחסום את הצנתר ורידי מרכזי עם תמיסת מלח heparinized (100 I.U./mL) בין כל שימוש כדי למנוע חסימה ולכסות אותו עם כובע סטרילי חדש. לאחר תקופת התצפית המתאימה של 5 עד 7 ימים, להקריב את בעלי החיים בהרדמה עמוקה בעקבות כריתת מחדש, איסוף מדגם והסבר של שתל הכליה. הקרבה מבוצעת באמצעות זריקה אחת של פנטוברביטל (50 – 60 מ”ג/ק”ג i.v.).הערה: בהתאם לעקרון 3R, האיברים והרקמות הנותרים של בעלי החיים שהוקרבו עשויים לשמש למחקר וחינוך שונים של אקס ויו במכונים פנימיים.

Representative Results

הקבוצה שלנו יש מספר שנים של ניסיון עם מודלים השתלת איברים מוצקים בבעלי חיים קטנים וגדולים, מנוצל מודל השתלת כליה אורתוטופית porcine, קבלת תוצאות לשחזור בהגדרותניסיוניות שונות 16,25,26,27. בהתאם להתקנה הניסיונית, אנו ממליצים לבצע 3 עד 5 השתלות אוטומטיות כניסויים ראשוניים המבטיחים עקומת למידה מספקת של כל הצוות הניסיוני. בהגדרה הנוכחית נדרשו 5 השתלות כדי לאמן מנתח, עם 8 שנים של ניסיון ניסיוני קודם ו-5 שנים של ניסיון כירורגי קליני בתחום ניתוחי ההשתלה, בביצוע ניסויים אלה. זה יכול להשתנות בהתאם לחשיפה הקודמת של המנתח לטכניקות אלה. בתוך המסגרות של פרוטוקול זה, התוצאות של קבוצה של 5 ניסויי השתלת כליה אורתוטופית פורצין הוכחו. השתלת המשדר הצליחה בכל בעל חיים עם אותות טלמטריה מספקים לאורך כל תקופת התצפית (למעט בעל חיים אחד עם תפקוד חלקי של המשדר). מרווח הסכין לעור עבור השתלת המשדר היה 85 דקות ± 5 דקות(שולחן 1). לאחר אחזור השתל, כל בעלי החיים התאוששו היטב במתקן הדיור. מרווח הסכין לעור לניתוח אחזור היה 135 דקות ± 32 דקות (כולל כ 30-45 דקות עבור הכנסה, מינהור ואבטחה של צנתר הצוואר). הכליה השמאלית אוחסנה באמבט מים קר עם זמן איסכמיה קר היעד של 24 שעות (24 שעות ± 30 דקות). למחרת, לאחר אינדוקציה הרדמה וניתוקה מחדש, הכליה ההפוך (מימין) הוסרה ולאחריה השתלת אוטומטי אורתוטופי של השתלת הכליה השמאלית המאוחסנת בקור כפי שתואר קודם לכן. מרווח סכין לעור לניתוח השתלת רכב היה 168 דקות ± 27 דקות (כולל השתלת הכליה הימנית). זמן איסכמיה חם היה 34 דקות ± 7 דקות. לכל שתל כליה מושתל היה ייצור שתן מינימלי אך ישיר בעקבות התחלה מחדש. לאחר סגירת הבטן, אולטרסאונד דופלר צבע הראה שביעות רצון עורקים ורקיים של הכליה בכל המקרים(איור 4). כל בעלי החיים החלימו מההרדמה ולא נצפו סיבוכים משמעותיים במהלך תקופת התצפית. דגימות דם ושתן יומיות נאספו. כל החזירים היו במצב קליני טוב במהלך המעקב והוקרבו לאחר 5 ימים. ערכי קריאטין ואשלגן סרום הגיעו לשיא ב-POD3-4. רמת הדם נשארה בטווחים נורמליים (איור 5). תפוקת השתן התאוששה לערכים נורמליים בארבעת הימים הראשונים לאחר הניתוח. ספירת תאי הדם הלבנים הוגדלה מעט בסוף תקופת המעקב(איור 5). טמפרטורת הגוף, הנמדדת על ידי ניטור טלמטריה רציף, הראתה תנודות קלות במהלך התקופה שלאחר הניתוח. איור 1: תרשים זרימה של מחקר ופרוטוקול. קיצורים בשימוש: יום POD לאחר הניתוח; אק”ג אלקטרוקרדיוגרפיה. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה. איור 2: מתקן דיור לבעלי חייםעם ניטור טלמטריה בזמן אמת ורציף של עד 6 בעלי חיים. (א)תכנית סכמטית של המתקן שלנו מתאים לניטור דיור וטלמטריה של עד 6 בעלי חיים. גודלן של תיבות ההחזקה הבודדות נקבע בהתבסס על הקווים המנחים של הנחיית האיחוד האירופי 2010/63 ו- ETS 123 נספח א’ פאנלים A-E מציגים תמונות מייצגות של ארגון המתקן שלנו. (ב)חדר בעלי חיים לדיור של 6 בעלי חיים. (ג)חדר תצפית עם מחשב המשמש לרישום רציף של נתוני טלמטריה. (ד)וידאו בזמן אמת וצילומים תרמיים של בעלי החיים. (ה)החזקה אישית המבטיחה מגע אקוסטי והריח של בעלי החיים עם בני זוגם כדי להימנע מבידוד חברתי. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה. איור 3: השתלת כליהאורתוטופית ווריאציות אנטומיות ואפשרויות שחזור. (A,ב)השלבים של מודל השתלת כליה אורתוטופית במקרה של אנטומיה “סטנדרטית” של כלי דם. (ג)וריאציה 1: בעוד וריד אחד גדול יותר מגיע עם הכליה התורם, ישנם שני ורידים בצד הנמען. ניהול: הוריד הקטן יותר סגור על ידי קשירה והאנסתומוזיס מבוצע מקצה לקצה בין ורידים של הכליה. (ד)וריאציה 2: בעוד וין אחד גדול יותר מגיע עם הכליה התורם, אין כלי נמען מתאים בצד ההתפלה (למשל, אי התאמה בגודל). ניהול: מקצה לקצה anastomosis של וורין הכליה קאווה וונה נחות. (ה)וריאציה 3: שני ורידים בגודל דומה משני הצדדים. ניהול: שחזור על ידי שני אנסתמוסים וריסטיים. (ו)וריאציה 4: בעוד שני ורידים בגודל דומה מגיעים עם הכליה התורם, אין כלי נמען מתאים בצד ההתפלה. ניהול: מקצה לקצה anastomosis של וריד הכליה קאווה וריד נחות במקרה של שני ורידים כליות. (ז)וריאציה 5: כליה תורמת מגיעה עם וורין מראה bifurcation מוקדם, בעוד יש וין אחד גדול בצד ההאטה-צדדי. ניהול: מקצה לקצה anastomosis של הערוץ המשותף הקצר של וין הכליה התורם עם וין אחד גדול בצד הנמען. (H)וריאציה 6: בעוד הכליה התורם מגיע עם וורין כליות יחיד עם bifurcation מוקדם, אין כלי נמען מתאים בצד ההתקפלות. ניהול: מקצה לקצה anastomosis של הערוץ המשותף הקצר של וורין הכליה התורם קאווה vena נחות. נתון זה מתאר קומץ של וריאציות תכופות יותר והוא אינו מקיף סטטיסטית במונחים של כל הווריאציות האפשריות חזירי landrace הגרמני. קיצורים בשימוש: שתל כליה KG; כליה RK-ימין; קאווה וונה נחות IVC; AO-אב-אבקו לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של דמות זו. איור 4: תמונות אולטרסאונד דופלר צבע מייצג, מיד לאחר השתלת כליה אורתוטופית וסגירת בטן. (א)אולטרסאונד דופלר צבע מבוצע ישירות לאחר ההשתלה של סגירת הכליה והבטן, כדי להבטיח זביה עורקית וריד טובה של שתל הכליה ולסנן עבור סטיות כלי דם iatrogenic פוטנציאלי. אולטרסאונד שימש גם מדי יום ועל פי דרישה, בהתבסס על הביצועים הקליניים של בעל החיים כדי לסנן בעיות שונות. (ב-ה) מה אתה עושה? תמונות אולטרסאונד מייצגות של שתל כליה לאחר ההשתלה. התמונה של שתל הכליה עם ובלי צבע דופלר (B,C) מראה עורקים מצוינים(D)וחליפה ורקי (E). איור זה מציג תמונות מייצגות מאותה חיה. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה. איור 5: ממצאי מעבדה מייצגים ונתוני טלמטריה של מודל השתלת כליה אורתוטופית עם זמן איסכמיה קר של 24 שעות. (A) ערכי אשלגן סרום (ב)סרום קריאטינין ערכי(C)pH (D) ספירת תאי דם לבנים (WBC) (ה) תפוקת שתן. (F)טמפרטורת גוף ממוצעת הרשומה על ידי ניטור טלמטרי לאורך כל תקופת התצפית בארבע השתלות כליה רצופות (אין נתונים שהוצגו מןהחיה 5 בשל תפקוד חלקי של המשדר). קיצורים בשימוש: יום POD לאחר הניתוח. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה. איור 6: דוגמאות לסיבוכים אפשריים שלפרי-אופרטיב ומלכודות. (ד)הסיבה לגודש זוהתה כצנתר מתעוות עקב תפר חזק מדי ברמת העור. לאחר תיקון התפר הגודש נפתר כמעט לחלוטין ב 24 שעות (ה)כאן שתל כליה אחר על POD2 בעקבות השתלת כליה אורתוטופית אוטומטית מוצג. אסטריקס (*) מציגה אוסף נוזלים סביב התת-עמוד של השתל (אוסף עקוב מדם לעומת לימפוצילה). בגלל הטכניקה שלנו עם סגירה של צ’מיטונום על הכליה אוספים אלה הם בדרך כלל הגבלת עצמי בשל ההשפעות היתרון של דחיסה מקומית. בעלי חיים צריכים להיות במעקב צמוד במונחים של הממצא המקומי, סימנים של דימום או זיהום. (ו)אולטרסאונד דופלר צבע מוסמך המבוצע מדי יום (ועל פי דרישה) במתקן הדיור יש, מלבד ניצול אקדמי שלה (למשל, תיעוד, רישום של מדדי התנגדות עורקי), תפקיד אבחון מכריע בזיהוי סיבוכים פוטנציאליים בשלב תת-קולי מוקדם. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה. משימה/שלב ניסיוניים ימים זמן (דקות) מנתח קצין וטרינרי טכנאי וטרינרי טכנאי מעבדה דוקטורדנט לדוקטורט הכולל Nr טיפול טרום-טרום-פרטיבי D-29 עד D-15 נ.א. 1 1 1 3 ניתוח השתלת טלמטריה D-15 (D-15) 85±5 1 1 1 1 1 5 טיפול לאחר הניתוח לאחר השתלת טלמטריה D-15 עד D-1 נ.א. 1 1 1 3 ניתוח אחזור שתל D-1 (D-1) 135±32 1 2 1 2 2 8 ניתוח השתלת כליה ד’ 0 168 ±27 1 2 1 2 2 8 טיפול לאחר הניתוח לאחר השתלת כליה אוטומטית D 0 עד D5 נ.א. 2 1 2 5 הקרבה ד5 (ד’) נ.א. 2 1 1 4 שולחן 1 . תיאור של משאבי אנוש נדרשים ולוחות זמנים לביצוע שלבים ניסיוניים שונים של מודל השתלת כליה porcine.

Discussion

מודל porcine של KT מאפשר חקירה של גישות טיפוליות חדשניות ומכשירים רפואיים בסביבה חיה גדולה רלוונטיתקלינית 15,17,21. הדמיון האנטומי, הפתופיזיולוגי והכירורגי-טכני בין הסביבה הנסית לבין האדם יכול להקל על הפרשנות הקלינית של הנתונים ועל התרגום המהיר של הממצאים והטכניקותלבדיקות קליניות 15,16,17,18,19,21.

המודל של השתלת כליה אורתוטופית לא רק תואם את עקרון 3R על ידי הפחתת מספר בעלי החיים הנדרשים בהשוואה להשתלת אלו, למשל אין צורך בהשתלת כליה נפרדת, אלא גם מספק הזדמנות ייחודית לחקור את ההשפעות של IRIופציעה בשימורללא ההשפעות המבלבלות של התגובה החיסוניתותרופות דיכוי חיסוניות 17,21 .

שינויים קלים של הפרוטוקול מאפשרים מידול ספקטרום רחב של מצבים קליניים. כדי לחקות KT באמצעות תרומה לאחר מוות במחזור הדם (DCD) כליות, מבני כלי דם מהודקים במשך 30 עד 60 דקות ב situ לפני אחזור כליה, בעוד פעמים איסכמיה קר ממושכת (24 שעות ויותר) ניתן להחיל על מודל פציעה נרחבת שימור16,17,28,29.

למרות, מודל KT porcine הוא מבחינה כירורגית פחות מאתגר מאשר מודלים השתלת איברים מוצקים בבעלי חיים קטנים (למשל חולדות ועכברים)26, ישנם היבטים טכניים מרובים ומלכודות אשר יש לזכור כדי לשפר את התוצאות ולהימנעסיבוכים ספציפיים 17.

אי הימנעות כלי הלימפה הגדול סביב קאווה וחנה נחותה אב העורקים במהלך אחזור שתל או השתלה בשל טעות טכנית או וריאציות אנטומיות, יכול להוביל פיסטולה לימפה גבוהה ואיסוף נוזלי בטן לאחר הניתוח, זיהום, ותקל טכני פוטנציאלי. כלי הלימפה יש להימנע לחלוטין במהלך הניתוח או סגור עם 5-0 או 6-0 תפרים פוליפרופילן. זה חכם גם להימנע משימוש דו קוטבי או כל מכשיר קרישה אחר במקרה של דליפות לימפה. זה בדרך כלל מוביל להחמרה של המצב. במקרה של דליפה בתפוקה נמוכה, לצוות שלנו יש ניסיון טוב עם יישום של מדבקות קולגן מבוססות פיברין (למשל, טכוסיל)30, עם זאת, העלות הגבוהה שלהם מגבילה את היישום שלהם בהגדרה זו.

בפרוטוקול הנוכחי אנו מדגימים גישה טרנספריטוניאלית לאחזור כליות והשתלת כליה. זהו הבדל טכני גדול בהשוואה למצב הקליני, שבו שתלי כליות מושתלים בדרך כלל לתוך פוסה איליאק באמצעות גישה extraperitoneal. למרות שרוב הקבוצות משתמשות בגישה טרנספריטונאלית ובאופן אורתוטופי במודל החזירים, השתלת הטרוטופיה לפוסה הכסלנית אפשרית גם בחזירים31. עם זאת, בשל הקוטר הנמוך יחסית של עורק הכסל החיצוני בחזירים 30-40 ק”ג ונטייתו vasospasm מקשה לפעמים לבצע את האנסטומוזה מקצה לקצה של עורק הכליה לעורק הכסל החיצוני31. לגבי העובדה שאנחנו לאחזר את הכליה השמאלית באמצעות גישה transperitoneal לבצע השתלה אוטומטית הבאה, זה יותר אפשרי לבצע את ההשתלה על ידי פתיחה מחדש של אותו חתך ושימוש בגישה אורתוטופית straigttward, במיוחד כי לפי פרוטוקול זה נדרש גם להסיר את הכליה הימנית המקורית כדי להבטיח כי החיה תתאושש עם סוג אורתוטופי אחד בלבד. התיאור המקיף של כל הווריאציות הטכניות האפשריות של המודל הוא מעבר להיקף פרוטוקול זה, סוכם על ידי אחרים במאמרי סקירה מקיפה31.

נקע של שתל הכליה המושתל וסטיה תוצאתית של anastomoses כלי הדם הוא מקור עיקרי של כישלון במודל KT porcine, מוביל במהירות occular occular וכישלון מוחלט של הניסוי, בשל סיבוך כירורגי. כדי למנוע זאת, לאחר השתלה אוטומטית אנו סוגרים את שכבת צנון מעל הכליה עם תפר פועל באמצעות 3-0 polyglactin. יתר על כן, אולטרסאונד דופלר צבע מבוצע ישירות לאחר ההשתלה של סגירת הכליה והבטן, כדי להבטיח זעום עורקי ורקי טוב של שתל הכליה. אולטרסאונד משמש גם מדי יום ועל פי דרישה, בהתבסס על הביצועים הקליניים של בעל החיים, כדי לסנן את נוזל הכליה, בעיות שלאחר הכליה (למשל חסימה או סטיות של צנתר השתן), ואיסוף נוזלים בשל פיסטולה לימפה, דימום או זיהום(איור 4 ו איור 6).

כמו 24 שעות של איסכמיה קרה לעתים קרובות מוביל ליקוי תפקודי ותפקוד שתל מושהה, בעלי החיים עשויים לדרוש טיפול רפואי לפי דרישה אם זה נחשב הכרחי על ידי הקצין הווטרינרי. זה עשוי לכלול טיפול אינפוזיה באמצעות 5% גלוקוז ו / או תמיסת רינגר מנוהל באמצעות קו ורתי מרכזי, furosemide בולוס זריקות (במקרה של oliguria / אנוריה בהתאם למצב קליני ותוצאות המעבדה, 60-80 מ”ג בולוס זריקות עד 200 מ”ג ליום), ואת הניהול אוראלי של נתרן פוליסטירן Sulfonate (תהודה A) במקרה של היפרקלמיהחמורה 32. כדי להימנע מהטיה ניסיונית, יש לעוור את הקצין הווטרינרי האחראי על הטיפול הווטרינרי שלאחר ההשתלה של בעלי החיים לטיפול ולקבוצה יישומיים.

למרות, האנטומיה של עורק הכליה הוא די פשוט בחזירים landrace גרמנית עם בדרך כלל עורק אחד לשחזר, יש קשת רחבה של וריאציות אנטומיות של ענפי וריר הכליה הדורשים יצירתיות כירורגית מסוימת במהלך שחזור ורדים. לעתים קרובות שני ענפי וריר הכליה (או יותר) מצטרפים לרמות שונות בין הילום הכליה לבין הרקה ירקי ים נחות. הווריאציות הנצפים בתדירות הגבוהה ביותר ואפשרויות השחזורהאפשריות 17 מוצגות באיחות 3.

לאחר ההתערבות הכירורגית הראשונה (יום -15, השתלת טלמטריה), כל בעלי החיים מקבלים ז’קט נקבוביות שהם לובשים לאורך כל תקופת הניסויים. זה מספק הגנה מצוינת מפני פציעות מקריות ונקע של הצנתרים המושתלים ומספק מקום לאחסון שקיות איסוף השתן. השימוש במעילים אלה הוא גם פתרון אפשרי כדי לחסל את הצורך בכלובים מטבוליים להערכת סיווג קריאטינין כשיטת עידון על פי עקרון 3R.

מתקן הדיור שלנו משלב את השימוש בטלמטריה וניטור פרי-אופרטיבי מבוסס וידאו. למרות ששיטות אלה אינן יכולות להחליף את הביקורים הקבועים של הוטרינר והטכנאים, הן מקלות על התערבויות מהירות ומשפרות את הערכת החומרה כדי לחדד עוד יותר את ההגדרות הניסיוניות שלנו לעתיד. יש קשת רחבה של אינדיקציות לשימוש במכשיר טלמטריה מושתל במודלים בעלי חיים גדולים33. למרות, ניטור הדוק של paramters קליניים לאחר ניתוח גדול כגון ECG, לחץ דם, הטמפרטורה נחשבת סטנדרטית בהגדרה הקלינית האנושית של יחידת טיפול נמרץ ובינוני כירורגי, בניטור ניתוח ניסיוני הופסק בעיקר כאשר החיה מתעוררת מהרדמה33,34,35. לכן, טלמטריה מספקת דרך אפשרית לניטור מתמשך של בעלי חיים אלה. אנו מאמינים כי כל הנתונים האלה לתרום לגילוי מוקדם של סיבוך שלאחר הניתוח אפשרי במדויק ובזמן (למשל, הלם דימום, או אלח דם שזוהה על ידי טמפרטורה גוברת, היפוטוניה טכיקרדיה). זה עשוי להקל על התערבות בזמן (למשל, הקדמה של טיפול אנטיביוטי טיפולי, החלפת נוזלים, הפסקת קרישה, או הקרבה של בעל החיים כדי למנוע סבל). מלבד היבט ניטור “בזמן אמת” זה, הקבוצה שלנו מתמקדת כעת בהערכת חומרה ועידון של ניסויים בבעליחיים 36,37,38. ניתוח רטרוספקטיבי של כמות גדולה של נתוני טלמטריה שנאספו בניסויים אלה עשוי לאפשר לנו שכבה טובה יותר של חומרת התערבויות כירורגיות מסוג זה ולייעל טיפול פרי-ניתוחי (למשל, משכך כאבים) בחיות מעבדה.

במונחים של טלמטריה מושתלת, תקופה של לפחות 12 ימים לאחר ההשתלה של מערכת המדידה מומלצת כדי להבטיח נתוני מדידה יציבים ואופטימליים (בהתבסס על תקשורת אישית). לאחר שדנו בנושא זה עם יצרנים שונים המספקים פתרונות טלמטריה לבעלי חיים גדולים, כמו גם עם קבוצות מחקר אחרות המשתמשות במערכות אלה בהגדרות ניסיוניות שונות, החלטנו לשלב תקופה של 14 יום בין השתלת טלמטריה והשתלת כליה. בימים הקודמים, סטיות עדיין עלולות להתרחש בשל התנועה של בעל החיים כמו תהליכי הצטלקות וריפוי עדיין לא שלמים.

למרות יתרונותיו, למודל שתואר לעיל יש מגבלות מסוימות. המורכבות והמשאבים והתשתיות הנדרשים הם המגבלות החשובות ביותר של המודל. הפרוטוקול הניסיוני התוצר זמן רב, טכניקות מורכבות ומעקב אינטנסיבי פרי-אופרטיבי מחייבים את הזמינות של דיור משמעותי וקיבולת OR ודורשים מעורבות של צוות גדול יותר, כולל דוקטורים, מנתחים, קצינים וטרינריים וטכנאים (טבלה 1). לכן, בהתבסס על התצפיות האמפיריות שלנו, בדרך כלל לא ניתן לבצע יותר משני הליכים ביום. חיסרון נוסף של מודל porcine בהשוואה מודלים בעלי חיים קטנים היא האפשרות המוגבלת של חקירות מכניות מולקולריות-ביולוגיות. בפרוטוקול הנוכחי דווח רק על 5 ימים של מעקב. זה היה מתאים להפגין את המאפיינים הניסיוניים החשובים ביותר של המודל, עם זאת, מעקב קצר יחסית זה לא יכול להיות מספיק כדי לענות על שאלת מחקר ספציפית מסוימת (למשל התאוששות לטווח ארוך של פונקציה לעומת נזק אקוטי). לכן, ייתכן שיהיה צורך בהרחבה הקשורה לפרוייקט של המשך ההתבצעות. כתב יד זה מתאר את “שיטות העבודה הטובות ביותר” הנוכחיות שלנו בסביבה ניסיונית של השתלת כליה אורתוטופית פורצין. בעוד צעדים מסוימים הם חובה כדי לבסס בהצלחה מודל זה, היבטים מינוריים (למשל, השימוש התוך-ניתוחי של צנתר שלפוחית השתן, מיקום צנתר עורקי לעצם הירך לעומת עורק ראשי) הם פקולטטיביים, ניתן להימנע / לשנות על פי שיקול דעתם של החוקרים. תיאור והצדקה של כל היבט שיטתי יהיה מעבר להיקף הפרוטוקול הנוכחי ונדון במקום אחר31. לבסוף, זה גם קשה לשכפל את המצב הקליני המדויק של ECD KT במודל porcine שבו תורמים קשישים, allografts עם פגיעה חריפה בכליות ותורמים עם מחלות מפולות ומחלות כרוניות כגון יתרלחץ דם,סוכרת או טרשת עורקים מייצגים חלק מרכזי של מאגרהתורם השולי 8,9 .

למרות המגבלות הנ”ל, כמו גם אתגרים טכניים לוגיסטיים, מודל בעלי חיים גדול מבוסס היטב זה של KT מספק הזדמנות ייחודית לחקור טיפולים חדשניים וטכניקות כדי לשפר את שימור איברים ותוצאות קליניות ומייצג פלטפורמה מצוינת עבור מנתחים צעירים לשלוט בטכניקות השתלת איברים במודל בעלי חיים גדול.

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

המחברים רוצים להביע את תודתם לפסקל פשנדה, Mareike שולץ, ברטה Bungardt, אנה Kümmecke על הסיוע הטכני המיומן שלהם.

המחברים מצהירים על מימון בחלקו מתוכנית START של הפקולטה לרפואה, אוניברסיטת RWTH Aachen (#23/19 עד Z.C.), מקרן B.Braun, Melsungen, גרמניה (BBST-S-17-00240 עד Z.C.), קרן המחקר הגרמנית (דויטשה Forschungsgemeinschaft – DFG; ל-2591, ל-542/5-1, ל-542/6-1; 2016 ל- R.T. ו- SFB/TRR57, SFB/TRR219, BO3755/3-1, BO3755/6-1 עד P.B.) ומשרד החינוך והמחקר הגרמני (BMBF: STOP-FSGS-01GM1901A ל-P.B.), ללא מעורבותם של המממנים בעיצוב מחקר, איסוף נתונים, ניתוח נתונים, הכנת כתב יד או החלטה לפרסם.

Materials

Anesthesia materials, drugs and medications
Aspirin 500mg i.v., powder for solution for injection  Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 4324188 antiplatelet agents
Atropine sulfate solution for injection, 100mg Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany  1821288 parasympatholytic agent, premedication
Bepanthen ointment for eyes and nose Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 1578675 eye ointment
BD Discardit II syringes, 2ml, 5ml, 10ml,20ml Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 300928, 309050,309110, 300296  syringes
BD Micolance 3 (20G yellow) Cannula Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 305888 venous catheter
BD Venflon Pro Safety (20G pink) Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 4491101 venous catheter
Buprenorphine (Buprenovet) Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 794-996 analgesia
Cefuroxime 750mg, powder for preparing  injection solution FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany J01DC02 antibiotics
Covidien Hi-Contour, Endotracheal Tube 7,5 with Cuffed Murphy Eye Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany COV-107-75E endotracheal Tube
FENTANYL 0,5 mg Rotexmedica solution for injection  Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany 4993593 opioide analgetic agent
Furosemide-ratiopharm 250 mg/25 ml solution for injection Ratiopharm GmbH, Ulm, Germany 1479542 loop diuretics
Glucose 5% solution for infusion (500ml, 250ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  3705273,03705422 infusion fluid
Glucose 20% solution for infusion B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  4164483 osmotic diuresis
Heparin-Sodium 5000 I.E./ml B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  15782698 anticoagulant
Isoflurane-Piramal (Isoflurane) Piramal Critical Care Deutschland GmbH, Hallbergmoos, Germany 9714675 volatile anaesthetic agent
Ketamine (Ketamine hydrochloride) 10% Medistar Arzneimittelvertrieb GmbH, Ascheberg, Germany 0004230 general anaestetic agent
MIDAZOLAM 15mg/3ml Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany 828093 hybnotica, sedative agent
NaCl 0,9% solution for infusion (500ml,1000ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  864671.8779 infusion fluid
Norepinephrine (Arterenol) Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, Frankfurt, Germany 16180 increase in blood pressure 
Organ preservation solution (e.g. HTK) Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany  should be decided based on preference and experimental design organ preservation
Pantoprazole 40mg/solution for injection Laboratorios Normon,Madrid, Spain 11068 proton pump inhibitor
Paveron N 25mg/ml solution for injection (Papaverine Hydrochloride) LINDEN Arzneimittel-Vertrieb-GmbH, Heuchelheim, Germany 2748990 spasmolytic agent for vasodilatation
Pentobarbital (Narcoren) Boehringer Ingelheim vetmedica GmbH, Ingelheim, Germany 1,204,924,565 used for euthanasia
Propofol 1% (10mg/ml) MCT Fresenius FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany 654210 general anaesthetic agent
Ringer solution B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  1471411 infusion fluid
Sterofundin ISO solution for infusion (1000ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  1078961 Infusion fluid
Stresnil (Azaperone) 40mg/ml Elanco 797-548 sedative
Urine catheter ruffle 12CH  Wirutec Rüsch
Medical Vertriebs GmbH, Sulzbach, Germany		 RÜSCH-180605-12 transurethral urinecatheter
Surgical materials
Appose ULC Skin Stapler Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany 8886803712 skin stapler
Cavafix Certo 375  B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  4153758 central venous catheter
EMKA Easytel +L-EPTA Transponder emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France L-EEEETA 100 telemetry transponder
EMKA Reciever and Data Analyzer System emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France Reviever  telemetry receiver
Feather Disposable Scapel (11)(21) Feather, Japan 8902305.395 scapel
Prolene 2-0, blue monofil VISI-BLACK, FS needle Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7038H skin
Prolene 3-0,blue monofil,FS1 needle Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7694H skin
Prolene 5-0 (simply angulated, C1 needle) blue monofil VISI-BLACK Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7227H vascular
Prolene 5-0 (double armed, C1 needle) 60cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany KBB5661H vascular
Prolene 6-0 (double armed, C1 needle) 60cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7228H vascular
Sempermed derma PF Surgical Gloves Seril Gr. 7, 7.5, 8  Semperit investment Asia Pte Ltd, Singapore 4200782,4200871,4200894 surgical gloves
Sentinex® PRO Surgical Gowns Spunlace XL 150cm Lohmann & Rauscher GmbH & Co. KG, Neuwied, Germany 19302 surgical gown
Tachosil Takeda Pharma Vertrieb GmbH & Co. KG, Berlin, Germany MAXI 9,5 x 4,8 cm haemostasis
Telasorp Belly wipes (green 45x45cm) PAUL HARTMANN AG,Heidenheim, Germany 4542437 abdominal towel
Pediatric urine catheter Uromed Kurt Drews KG, Oststeinbeck, Germany PZN 03280856 used for the uretero-cutaneus stoma
VICRYL- 0 MH Plus Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V324 fascial closure
VICRYL – 3-0, SH1 Plus needle, 75cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany W9114 subcutaneous suture, peritoneal suture, 
VICRYL – 3-0, SH1 Plus needle, 4*45cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V780 subcutaneous suture, peritoneal suture, 
VICRYL – ligatures Sutupak purple braided, 3-0 Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V1215E threats for ligature
3M™ Standard Surgical Mask 1810F 3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany 3M-ID 7000039767 surgical mask
Surgical instruments
Anatomical forceps Standard ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  PZ0260 anatomical forceps
Atraumatic tweezers steel, De Bakey Tip 1,5mm 8" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF0840 anatmical atraumatic forceps
Bipolar forceps 16 cm straight, Branch 0,30 mm pointed, universal fit Bühler Instrumente Medizintechnik GmbH,Tuttlingen, Germany 08/0016-A biopolar forceps
Bulldog clamp atraumatic,curved, De bakey 78 mm, 3" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF0900 bulldog clamps
DE BAKEY-SATINSKY vascular clamp 215mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF1661 vascular clamp
Dissecting scissors Mayo,250 mm, 10" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC2232   Scissors for dissection
Dissecting scissors Metzenbaum-Fino, 260 mm, 101/4" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC2290 Scissors for dissection
Draeger CATO Anesthetic machine with PM8050 Monitor Dräger, Drägerwerk AG & Co. KGaA, Lübeck, Germany  106782 Ventilation System
 Fine Tweezers, ADSON 180 mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  ADSONPZ0571 fine forceps
Gosset abdomenal wall spreader CHIRU-INSTRUMENTE, Kaierstuhl,Germany 09-621512 abdominal retractor
HALSTEAD MOSQUITO,curved, surgical 125mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL2291 mosquite clamps
HF surgical device ICC 300, Electrocautery Erbe Elektromedizin Gmbh; Tübingen, Germany 20132-043 cautery, biopolar
MICRO HALSTED-MOSQUITO 100mm, curved ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL2187 mosquite clamps
Micro steel needle holder straight 0,5mm, with spring lock ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  MN1324D microsurgical needle holder
Microsurgical/watermaker tweezers LINZ 150mm 6" Ergo round handle ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  MN0087 fine microsurgical forceps
needle holder Mayo-hegar,190 mm, 71/2" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  NH1255 needle holder
Overhold Slimline Fig. 0 8 1/2" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL4400 overholds
Sterile Gauze 10X10 Paul HaRTMANN AG,Heidenheim, Germany 401725 sterile gauze
Suction tip OP-Flex Handpiece Yankauer Pfm Medical AG, Köln, Germany 33032182 suction
surgical forceps Standard 5 3/4"  ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  PZ1260 surgical forceps
surgical scissors standard pointed-blunt (thread/cloth scissors)175 mm, 7" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC1522 surgical Scissors
Titanit vascular scissors POTTS-SMITH,185 mm, 71/4"60° ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC8562 Pott scissors
Tunneling instrument Marina Medical Instruments Inc,Davies,US MM-TUN06025 subcutaneous tunneling
Vessel loops Medline International Germany GmbH,Kleve, Germany VLMINB hold and adjust the vessel
Wound spreaders Weitlander, Stump,110 mm, 41/4" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  WH5210 wound care
Further material
Heating pad Eickemeyer – Medizintechnik für Tierärzte KG, Tuttlingen, Germany 
648050 MHP-E1220		 maintain body temperature during surgery
Laryngoscope, customized Wittex GmbH, Simbach, Germany 333222230  expose the vocal cord
Rectal temperature probe Asmuth Medizintechnik, Minden, Germany ASD-RA4 measure body temperature
Spray wound film Mepro-Dr. Jaeger und Bergmann GmbH, Vechta, Germany 2830  keep sterile condition
Sterile organ bag Raguse Gesellschaft für medizinische Produkte, Ascheberg, Germany 800059 organ preservation
swine jacket small, adult Landrasse swine 30-50kg, customized for Emka Telemetry and urinary catheterization  Lomir Biomedical Inc., United Kingdom SS J1LAPMP swine jackets to pretect implanted catheters and store urine bag
 Ultrasound device, Sonosite Edge-II FUJIFILM SonoSite GmbH, Frankfurt, Germany V21822 ultrasound and color Doppler
Urine bag 2000ml Volume ASID BONZ GmbH, Herrenberg, Germany  2062578 disposable urine bag connected to the uretero-cutaneous fistula catheter
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Watts, G. Joseph Murray: innovative surgeon and pioneer of transplantation. Lancet. 377 (9770), 987 (2011).
  2. Merion, R. M., et al. Deceased-donor characteristics and the survival benefit of kidney transplantation. Journal of the American Medical Association. 294 (21), 2726-2733 (2005).
  3. Jochmans, I., O’Callaghan, J. M., Pirenne, J., Ploeg, R. J. Hypothermic machine perfusion of kidneys retrieved from standard and high-risk donors. Transplant International. 28 (6), 665-676 (2015).
  4. Czigany, Z., et al. Machine perfusion for liver transplantation in the era of marginal organs-New kids on the block. Liver International. 39 (2), 228-249 (2018).
  5. Fabrizii, V., et al. Patient and graft survival in older kidney transplant recipients: does age matter. Journal of the American Soceity of Nephrology. 15 (4), 1052-1060 (2004).
  6. Jochmans, I., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Kidney perfusion: some like it hot others prefer to keep it cool. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (3), 260-266 (2017).
  7. . DSO Jahresbericht Available from: https://www.dso.de/SiteCollectionDocuments/DSO_Jahresbericht_2018.pdf (2018)
  8. Meister, F. A., et al. Hypothermic Oxygenated Machine Perfusion of Extended Criteria Kidney Allografts from Brain Dead Donors: Protocol for a Prospective Pilot Study. JMIR Research Protocols. 8 (10), 14622 (2019).
  9. Meister, F. A., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion-Preliminary experience with end-ischemic reconditioning of marginal kidney allografts. Clinical Transplantation. 33 (10), 13673 (2019).
  10. Siedlecki, A., Irish, W., Brennan, D. C. Delayed graft function in the kidney transplant. American Journal of Transplantation. 11 (11), 2279-2296 (2011).
  11. Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. Murine Kidney Transplant Technique. Journal of Visualized Experiments. (105), e52848 (2015).
  12. Fabry, G., et al. Cold Preflush of Porcine Kidney Grafts Prior to Normothermic Machine Perfusion Aggravates Ischemia Reperfusion Injury. Scientific Reports. 9 (1), 13897 (2019).
  13. Kalenski, J., et al. Improved preservation of warm ischemia-damaged porcine kidneys after cold storage in Ecosol, a novel preservation solution. Annals of Transplantation. 20, 233-242 (2015).
  14. Kalenski, J., et al. Comparison of Aerobic Preservation by Venous Systemic Oxygen Persufflation or Oxygenated Machine Perfusion of Warm-Ischemia-Damaged Porcine Kidneys. European Surgical Research. 57 (1-2), 10-21 (2016).
  15. Kaths, J. M., et al. Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation. Journal of Visualized Experiments. (101), e52909 (2015).
  16. Schreinemachers, M. C., et al. Improved preservation and microcirculation with POLYSOL after transplantation in a porcine kidney autotransplantation model. Nephrology Dialysis Transplantation. 24 (3), 816-824 (2009).
  17. Kaths, J. M., et al. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. Journal of Visualized Experiments. (108), e53765 (2016).
  18. De Deken, J., et al. Postconditioning effects of argon or xenon on early graft function in a porcine model of kidney autotransplantation. British Journal of Surgery. 105 (8), 1051-1060 (2018).
  19. Faure, A., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplantation Proceedings. 45 (2), 672-676 (2013).
  20. Golriz, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clinical Transplantation. 27, 6-15 (2013).
  21. Gallinat, A., et al. Transplantation of Cold Stored Porcine Kidneys After Controlled Oxygenated Rewarming. Artificial Organs. 42 (6), 647-654 (2018).
  22. Russell, W. M. S., Burch, R. L. . The Principles of Humane Experimental Technique. , (1959).
  23. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), 1000412 (2010).
  24. Hagemeister, K., et al. Severity assessment in pigs after partial liver resection: evaluation of a score sheet. Laboratory Animals. 54 (3), (2019).
  25. Doorschodt, B. M., et al. Hypothermic machine perfusion of kidney grafts: which pressure is preferred. Annals of Biomedical Engineering. 39 (3), 1051-1059 (2011).
  26. Czigany, Z., et al. Improving Research Practice in Rat Orthotopic and Partial Orthotopic Liver Transplantation: A Review, Recommendation, and Publication Guide. European Surgical Research. 55 (1-2), 119-138 (2015).
  27. Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (73), e4376 (2013).
  28. Doorschodt, B. M., et al. Evaluation of a novel system for hypothermic oxygenated pulsatile perfusion preservation. The Internation Journal of Artificial Organs. 32 (10), 728-738 (2009).
  29. Kaths, J. M., et al. Continuous Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion Is Superior to Brief Normothermic Perfusion Following Static Cold Storage in Donation After Circulatory Death Pig Kidney Transplantation. American Journal of Transplantation. 17 (4), 957-969 (2017).
  30. Tammaro, V., et al. Prevention of fluid effusion in kidney transplantation with the use of hemostatic biomaterials. Transplantation Proceedings. 46 (7), 2203-2206 (2014).
  31. Golriz, M., et al. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. European Surgical Research. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  32. Higgins, R., et al. Hyponatraemia and hyperkalaemia are more frequent in renal transplant recipients treated with tacrolimus than with cyclosporin. Further evidence for differences between cyclosporin and tacrolimus nephrotoxicities. Nephrology Dialysis and Transplantation. 19 (2), 444-450 (2004).
  33. Markert, M., et al. A new telemetry-based system for assessing cardiovascular function in group-housed large animals. Taking the 3Rs to a new level with the evaluation of remote measurement via cloud data transmission. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 93, 90-97 (2018).
  34. Längin, M., et al. Perioperative Telemetric Monitoring in Pig-to-Baboon Heterotopic Thoracic Cardiac Xenotransplantation. Annals of Transplantation. 23, 491-499 (2018).
  35. Willens, S., Cox, D. M., Braue, E. H., Myers, T. M., Wegner, M. D. Novel technique for retroperitoneal implantation of telemetry transmitters for physiologic monitoring in Göttingen minipigs (Sus scrofa domesticus). Comparative Medicine. 64 (6), 464-470 (2014).
  36. van Dijk, R. M., et al. Design of composite measure schemes for comparative severity assessment in animal-based neuroscience research: A case study focussed on rat epilepsy models. PLoS One. 15 (5), 0230141 (2020).
  37. Zieglowski, L., et al. Severity assessment using three common behavioral or locomotor tests after laparotomy in rats: a pilot study. Laboratory Animals. , (2020).
  38. Bleich, A., Bankstahl, M., Jirkof, P., Prins, J. B., Tolba, R. H. Severity Assessment in animal based research. Laboratory Animals. 54 (1), 16 (2020).

Tags

Artificial IntelligenceAI Writing AssistantContent GenerationCopywritingText GenerationAI-powered WritingAutomated Content Creation

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Liu, W., Ernst, L., Doorschodt, B., Bednarsch, J., Becker, F., Nakatake, R., Masano, Y., Neumann, U. P., Lang, S. A., Boor, P., Lurje, I., Lurje, G., Tolba, R., Czigany, Z. Orthotopic Kidney Auto-Transplantation in a Porcine Model Using 24 Hours Organ Preservation And Continuous Telemetry. J. Vis. Exp. (162), e61591, doi:10.3791/61591 (2020).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image