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Medicina

Autoaplano de riñón ortotópico en un modelo porcino utilizando 24 horas de preservación de órganos y telemetría continua

Published: August 21, 2020
doi:
10.3791/61591
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1Department of Surgery and Transplantation, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 2Institute for Laboratory Animal Science, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 3Department of General-, Visceral-, and Transplantation Surgery,University Hospital Muenster, 4Department of Surgery,Maastricht University Medical Centre (MUMC), 5Institute of Pathology, Faculty of Medicine,University Hospital RWTH Aachen, 6Department of Surgery, Campus Charité Mitte | Campus Virchow-Klinikum,Charité-Universitätsmedizin

Summary

Los modelos animales grandes desempeñan un papel esencial en la investigación de trasplantes preclínicos. Debido a sus similitudes con la configuración clínica, el modelo porcino de auto-trasplante de riñón ortotópico descrito en este artículo proporciona un excelente entorno in vivo para el ensayo de técnicas de preservación de órganos e intervenciones terapéuticas.

Abstract

En la era actual del trasplante de órganos con escasez crítica de órganos, se emplean diversas estrategias para ampliar el conjunto de aloinjertos disponibles para el trasplante de riñón (KT). Aunque, el uso de aloinjertos de donantes de criterios ampliados podría aliviar parcialmente la escasez de donantes de órganos, los órganos de ECD conllevan un riesgo potencialmente mayor de resultados inferiores y complicaciones postoperatorias. Las técnicas dinámicas de preservación de órganos, la modulación de la isquemia-reperfusión y la lesión de preservación, y las terapias de aloinjerto están en el centro de interés científico en un esfuerzo por mejorar la utilización del aloinjerto y los resultados de los pacientes en KT.

Los experimentos con animales preclínicos están desempeñando un papel esencial en la investigación traslacional, especialmente en el desarrollo de dispositivos médicos y medicamentos. La principal ventaja del modelo de auto-trasplante ortotópico porcino sobre estudios en animales ex vivo o pequeños radica dentro de las similitudes quirúrgico-anatómicas y fisiológicas con el entorno clínico. Esto permite la investigación de nuevos métodos y técnicas terapéuticas y asegura una traducción clínica facilitada de los hallazgos. Este protocolo proporciona una descripción completa y orientada a los problemas del modelo de autoaplantado renal ortotópico porcino, utilizando un tiempo de conservación de 24 horas y monitoreo de telemetría. La combinación de sofisticadas técnicas quirúrgicas con métodos altamente estandarizados y de última generación de anestesia, alojamiento animal, seguimiento perioperatorio y monitoreo aseguran la reproducibilidad y el éxito de este modelo.

Introduction

Desde el primer trasplante renal humano exitoso entre gemelos idénticos en 1954, realizado por el grupo pionero del cirujano ganador del Premio Nobel Joseph Murray1,el trasplante de riñón (KT) ha evolucionado como el pilar del tratamiento para pacientes con enfermedad renal terminal (ESRD)2. KT muestra resultados clínicos superiores a largo plazo y calidad de vida en comparación con la diálisis2. Las tasas de supervivencia a corto y largo plazo después de que KT mejorara continuamente, debido a los avances en técnicas quirúrgicas, preservación de órganos, terapia inmunosupresora y cuidados críticos, por lo tanto KT se convirtió en ampliamente disponible en una escala global2,3,4.

Debido a la escasez crítica de órganos, hay una brecha cada vez mayor entre la oferta de aloinjerto y la demanda3,5,6. En 2018, aproximadamente 12.031 pacientes estaban esperando KT en Alemania, sin embargo, sólo menos del 20% (2.291 pacientes) podrían recibir un riñón de donante debido a la extrema escasez de órganos para el trasplante7. Desafortunadamente, no sólo el número absoluto de donantes de órganos, sino también la calidad general de los aloinjertos ofrecidos para el trasplante han disminuido en las últimas décadas8,9. Se observó una tendencia creciente en el número de aloinjertos renales preduracados o “marginales” que tuvieron que ser aceptados para el trasplante10. El uso de aloinjertos de ECD puede reducir el tiempo de espera y la morbilidad y la mortalidad de la lista de espera, está, sin embargo, asociado con una mayor incidencia de complicaciones relacionadas con el injerto, como la no función del injerto primario (PNF) y/o la función de injerto retrasado (DGF)8,9,10. Es esencial seguir investigando para optimizar la utilización del aloinjerto, ampliar la reserva de donantes y proteger y reacondicionar los aloinjertos marginales que, en últimainstancia,pueden mejorar los resultados de los pacientes3,6.

Debido a la naturaleza compleja y de recursos de los modelos de trasplante de animales grandes, un gran número de estudios se realizan utilizando animales pequeños o en entornos exvivos 11,12,13,14,15. Aunque estos modelos pueden ofrecer datos científicos importantes, la traducción de estos hallazgos al entorno clínico es a menudo limitada. El modelo porcino de autoaplantación renal ortotópica es un modelo bien establecido y reproducible que permite probar nuevos enfoques de tratamiento innovadores en un entorno in vivo clínicamente relevante, con períodos de seguimiento potencialmente más largos y abundantes posibilidades para la recolección repetitiva de muestras16,17. Más allá de la ventaja del tamaño comparable, que permite la traducción relativamente directa al entorno clínico (particularmente para el desarrollo de dispositivos médicos y la dosis de fármacos), las similitudes quirúrgico-anatómicas y fisiológicas en términos de respuesta de lesión isquemia-reperfusión (IRI) y daño renal, apoyan el uso de este modelo en la investigación traslacional17,18,19. Este modelo también proporciona una excelente oportunidad de entrenamiento para preparar a los cirujanos de trasplante jóvenes para los desafíos técnicos del trasplante clínico de órganos20.

También hay múltiples diferencias en comparación con el entorno humano y varias modificaciones técnicas del modelo se pueden encontrar en la literatura16,17,19,20,21. Este artículo describe exhaustivamente detalles técnicos, escollos y recomendaciones que pueden ayudar a establecer el modelo de auto-trasplante de riñón ortotópico porcino. El método de telemetría y monitoreo de video descrito, así como nuestra instalación de vivienda diseñada específicamente permite una evaluación de la gravedad de primer plano y la observación clínica de los animales. El uso de un catéter urinario percutáneo y chaquetas porcinas designadas proporcionan la posibilidad de una evaluación detallada de la función renal sin el uso de jaulas metabólicas. Estas modificaciones técnicas se describen como posibles soluciones para cumplir con los desafíos modernos del principio 3R (Sustitución, Reducción y Refinamiento) y mejorar los experimentos con animales utilizando grandes modelos animales22.

Protocol

El presente estudio fue diseñado de acuerdo con los principios de las directrices ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments)23. Los experimentos se realizaron de acuerdo con las directrices institucionales y la ley federal alemana sobre la protección de los animales. La propuesta ética completa fue aprobada por las autoridades responsables (Governmental Animal Care and Use Committee, LANUV NRW – “Landesamt f’r Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen”, Recklinghausen, Alemania, Protocol ID: 81-02.04.2018.A051). Todos los animales del presente estudio recibieron cuidados humanos de acuerdo con los principios de la “Guía para el cuidado y el uso de animales de laboratorio” (8a edición, NIH Publication, 2011, EE. UU.) y la Directiva 2010/63/UE sobre la protección de los animales utilizados con fines científicos (Diario Oficial de la Unión Europea, 2010). Los cerdos hembra alemanes se obtuvieron de un centro de cría de barreras optimizado higiénicamente (Heinrichs GbR, Heinsberg, Nordrhein-Westfalen). La Figura 1 muestra el resumen del protocolo experimental descrito. 1. Animales y vivienda Utilice cerdos landrace alemanes hembra (o comparables) para este protocolo. Entregar a los animales al centro de investigación 14 días antes de la primera cirugía (implantación de telemetría) para la aclimatación y alojarlos en un entorno de barrera controlado por temperatura y humedad con un ciclo de luz y oscuridad de 12 horas (Figura 2). Monte dos receptores de telemetría en el techo de la sala, lo que permite transferir los datos registrados directamente a un PC situado en la sala de observación. Asegurar que los animales sean observados visualmente durante las visitas periódicas de los veterinarios y por el cuidador de animales a cargo (cada 8 h y bajo demanda).NOTA: Además, en este experimento se utilizó un material de archivo de cámara en tiempo real con imágenes térmicas integradas conectadas a la red local. Los detalles de la instalación de vivienda utilizada en este estudio se muestran en la Figura 2. 2. Técnicas básicas y procedimientos comunes Ayunar los animales durante la noche antes de la cirugía. Premedicado mediante una inyección intramuscular inicial de azaceperona (4 mg/kg) y atropina (0,1 mg/kg), seguida de una inyección de ketamina (15 mg/kg) 10 min más tarde. Después de la premedicación, pesar el animal y transferirlo directamente desde la instalación de la vivienda a la sala central de preparación de anestesia de la instalación de O. Cannula una de las venas de los oídos grandes usando un catéter venoso periférico de 18 G. Monitorear al animal por un ECG estándar y oxigenometría de pulso. Iniciar la anestesia con propofol (3 mg/kg). Exponga la cuerda vocal con un laringoscopio e inserte un tubo endotraqueal de 7,5 mm. El manguito está bloqueado con aire de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. Inserte un tubo de drenaje orogástrico para extraer el líquido y el aire del estómago. Inserte un catéter urinario a través de la uretra. Posteriormente, recortar la piel en el área de la incisión quirúrgica. Aplique pomada ocular para evitar el secado de la córnea durante la cirugía. Después de la intubación orotraqueal, mantener la anestesia con isoflurano (espiratorio final 1.45-2.0 Vol.%) y fentanilo (3 -7,5 g/kg/h). Asegurar el control activo de la temperatura intraoperatoria del animal mediante una almohadilla de calentamiento y utilizando aire caliente. Inserte una sonda rectal para controlar la temperatura corporal (temperatura objetivo 36,5 oC – 37,5 oC). Administrar profilaxis antibiótica con cefuroxima (35 mg/kg i.v.). Infunda la solución Ringer a 4 ml/kg/h y aumenta a 8 ml/kg/h después de la incisión cutánea. Administrar una dosis profiláctica de pantoprazol (40 mg i.v.) sobre el acceso de la vena del oído. Realizar todos los procedimientos quirúrgicos en condiciones estériles de acuerdo con los principios generales de la asepsia quirúrgica y la antisepsia. Desinfectar el campo quirúrgico con solución de povidona-yodo y cubrir con cortinas quirúrgicas. 3. Implantación de telemetría Preparar al animal para la cirugía siguiendo los pasos descritos en la sección 2 del protocolo y confirmar la anestesia adecuada por una disminución de la frecuencia cardíaca y la falta de movimiento consciente del animal. Recoja muestras de sangre y orina para determinar los valores de laboratorio basales individuales. Marque los sitios de incisión utilizando un marcador permanente. Para implantar el sensor arterial del transpondedor de telemetría, realice una incisión de 3-4 cm en la ingle. Exponer y diseccionar la arteria de una manera de 360o. Usando una abrazadera Overholt tirar a través de bucles de dos vasos por debajo de la arteria y asegurarlos con abrazaderas de mosquito. Después de hacer una arteriotomía usando #11 bisturí de la hoja, inserte el sensor arterial. Cierre la arteriotomía con sutura de polipropileno 5-0 con suturas de un solo nudo y asegure el sensor arterial utilizando una de estas suturas. Haga una incisión de 3-4 cm de gran tamaño en el flanco izquierdo del animal y cree una bolsa subcutánea para el transpondedor por disección contundente. Túnel el transpondedor de telemetría al flanco y fijarlo a la fascia muscular (3-0 polipropileno, nudo único). Túnel los electrodos ECG rojo y blanco hacia el lado derecho e izquierdo del tórax. Haga dos incisiones de 1 cm y asegure los electrodos en el tejido muscular para asegurar una buena señal de ECG con suturas de un solo nudo (3-0 poliglactin). Comenzar el registro de los datos de telemetría y comprobar las diversas señales (por ejemplo, la temperatura corporal registrada por el propio cuerpo del transpondedor, la presión arterial y las señales de ECG). Cierre las incisiones en la ingle, en el flanco izquierdo y las dos pequeñas incisiones torácalas utilizando suturas musculares y subcutáneas (3-0 poliglactina) y cierre la piel utilizando una sutura monofilamento no absorbible (por ejemplo, 2-0 Proleno). Use un apósito de película en aerosol para sellar los sitios de incisión. En este momento preparar al animal para llevar una chaqueta porcina designada que el animal usa durante el resto del período de estudio. Sustituya las chaquetas por una chaqueta limpia después de cada intervención quirúrgica.NOTA: Para registrar datos de referencia estables, los transpondedores de telemetría se implantan 14 días antes de la cirugía de índice (nefrectomía izquierda, consulte también Discusión). 4. Nefrectomía y recuperación del injerto renal Preparar al animal para la cirugía de recuperación de injerto siguiendo los procedimientos descritos en la sección 2. Después de la inducción de la anestesia, cánula la vena yugular externa. Después de la desinfección estéril del campo quirúrgico, se realiza una incisión de 4 cm en el lado derecho en la ranura yugular. Disecciona el tejido subcutáneo y el músculo para exponer la vena yugular externa. Exponer y diseccionar la vena de una manera 360o. Usando una abrazadera Overholt tirar a través de bucles de dos recipientes por debajo de la vena y asegurarlos con abrazaderas de mosquito. Túnel el catéter yugular a la parte posterior del animal. Para ello, coloque el cerdo en su lado izquierdo. Utilice el método Seldinger para insertar el catéter yugular. Cierre la abertura de la vena y asegure el catéter con sutura de polipropileno 5-0. Cierre la incisión en dos capas (por ejemplo, 3-0 poliglactina para el músculo y subcutáneo y 2-0 de polipropileno para la piel). Asegure el catéter a la piel con múltiples suturas (2-0 de polipropileno). Pruebe el catéter de vena yugular para detectar la aspiración e inyección gratuitas. Posteriormente, cambie la línea intravenosa de la cánula de la vena del oído a la línea venosa central. Después de la desinfección quirúrgica y el drapeado, realizar una laparotomía mediana para abrir el abdomen (25-30 cm). Utilice un retractor abdominal estándar para exponer el campo quirúrgico. Use toallas abdominales húmedas y calientes para cubrir el colon y el intestino delgado. Pídele al segundo asistente que sostenga el intestino en la dirección del hemi-abdomen derecho exponiendo el riñón y sus estructuras vasculares. Abra la capa peritoneal y disecciona el riñón izquierdo y el uréter de cualquier tejido adherente utilizando el cauterio monopolar, los fórceps bipolares y las tijeras finas. Ligar y dividir el uréter izquierdo (3-0 poliglactin) dejando un segmento de al menos 10 a 12 cm de largo. Completar la disección de la vena(s) renal izquierda(s) y la arteria a su origen desde la vena cava inferior y la aorta, respectivamente.NOTA: Evite lesiones y apertura de los vasos linfáticos grandes en esta región anatómica. También tenga en cuenta una posible lesión en la vena azygo-lumbar que se une a la vena renal cerca de su origen desde la vena cava. Diseccionar y ligar la vena azygo-lumbar entre dos ligaduras (3-0 poliglactin). Prepárese para la disección de la mesa trasera con un tazón de hielo y una cubierta estéril. Para recuperar el riñón del injerto, sujeta la arteria renal y la vena renal cerca de la aorta y la vena cava con abrazaderas vasculares. Retire el injerto renal cortando los vasos con una tijera cerca de las abrazaderas y luego entregue el riñón al equipo de la mesa posterior. Cierre el muñón de la arteria renal con una sutura de polipropileno 5-0. Cierre la vena renal con una sutura continua de dos capas con polipropileno 5-0. Retire las abrazaderas vasculares. Después de comprobar el área en busca de sangrado o fuga linfática, cierre el abdomen en 4 capas.NOTA: Peritoneum: sutura de funcionamiento de poliglactin 3-0; fascia: 0 sutura de carrera de poliglactin; capa subcutánea: sutura de funcionamiento de poliglactin 3-0; piel: grapadoras de la piel después de la cirugía de recuperación renal, para facilitar la reapertura del abdomen al día siguiente y 2-0 suturas de nudo único de polipropileno después del procedimiento de trasplante para el cierre definitivo. Después de aplicar el apósito estéril para la herida, devolver al animal a la instalación de la vivienda y dejar recuperarse después de la extubación endotraqueal. Para la analgesia postoperatoria, utilice buprenorfina (0,05 – 0,1 mg/kg) por vía intramuscular cada 8 h hasta el auto-trasplante. 5. Conservación de la mesa posterior y órgano Después de la recuperación del injerto, puedeular inmediatamente la arteria renal utilizando un catéter periférico estándar de 14 G (naranja) y fijarla con un torniquete preparado a partir de 3-0 poliglactin. Enjuague el riñón con solución de conservación de órganos fríos. Después de lavar con 500 ml de solución de conservación de órganos, retirar la cánula arterial, envolver el injerto renal en bolsas de órganos estériles y almacenar en solución de preservación de órganos con un tiempo isquémico frío objetivo (CIT) de 24 h a 4 oC utilizando un circuito de refrigeración controlado por ordenador.NOTA: Se recomienda un breve lavado posterior a la conservación utilizando 500 ml de solución salina normal de 4 oC. 6. Nefrectomía contralateral y autoplanta renal ortotópica Durante la operación del receptor, adaptar la premedicación y la anestesia inicial al metabolismo renal restringido y evitar el uso de ketamina. La inducción se realiza con propofol (3-5 mg/kg i.v.), midazolam (0,25 mg/kg i.v.) y atropina (0,1 mg/kg i.m.). A partir de entonces, la preparación preoperatoria es idéntica a los procedimientos descritos en la sección 2. Mantener la anestesia con isoflurano (espiratorio final 1,45-2,0 Vol.%) y fentanilo (3 – 7,5 g/kg/h) y propofol (2 – 4 mg/kg/h). Compruebe y monitoree continuamente el ECG, la oximetría de pulso, la temperatura rectal y la función del transpondedor de telemetría.NOTA: La anestesia estricta y el control de la presión arterial son de crucial importancia durante el procedimiento de implantación. En raras ocasiones en los que la señal de presión arterial registrada sobre el transpondedor de telemetría no sea satisfactoria debido a la posición supina del animal, coloque un catéter arterial adicional en la arteria femoral derecha utilizando una punción percutánea y la técnica Seldinger. Después de un drapeado estéril, vuelva a abrir la laparotomía mediana y exponga el campo quirúrgico usando el retractor abdominal. El colon y el intestino delgado se colocan en el lado izquierdo del abdomen para exponer el riñón derecho intacto. Al igual que el procedimiento del donante, disecciona el riñón bilateral y sus vasos del tejido circundante. Disecciona la vena renal derecha y la arteria renal en la dirección del hilio renal para asegurar la longitud suficiente del vaso para la anastomosis. 5 minutos antes de la sujeción vascular, inyectar natrium-heparina por vía intravenosa (100 I.U./ kg). Sujete la arteria renal derecha y la vena renal derecha con abrazaderas vasculares. Se extirpa el riñón derecho. Los vasos se comprueban la integridad antes de iniciar las anastomosas. Coloque el riñón de injerto preservado en el abdomen e inicie las anastomosas venosas y arteriales. A partir de este punto, mantenga la presión arterial media por encima de 80-90 mm Hg para asegurar una buena perfusión temprana del injerto renal después de la reperfusión. Lograr esto parcialmente mediante una adecuada gestión del volumen y parcialmente por la administración de norepinefrina (0,1 – 1,0 g/kg/min como perfusión continua utilizando la presión arterial media y la frecuencia cardíaca para el control de la eficiencia). Realizar anastomosis de extremo a extremo de la vena renal: Después de colocar dos puntadas de esquina con polipropileno 5-0, suturar la pared posterior de forma continua. Ate la puntada de esquina craneal y álalala junto con el hilo utilizado para la pared posterior. Después de terminar la pared posterior, utilice la puntada de esquina craneal para suturar la pared frontal en una dirección craneo-caudal. Lavar la vena con solución salina aheparinizada (100 I.U./ml). Ate la puntada de esquina caudal.NOTA: En caso de un desajuste de tamaño entre el donante y el receptor, se puede utilizar un pequeño factor de crecimiento para garantizar una anastomosis amplia y suficiente. Hay muchas variaciones posibles de las venas renales porcinas. En el caso de la anatomía venosa compleja, es necesario un enfoque de anastomosis modificada (ver Figura 3). Realizar la anastomosis de extremo a extremo de la arteria renal: Utilice una puntada de esquina craneal de polipropileno 6-0 para realizar la anastomosis arterial. La colocación de un nuevo caudal, que apoya la puntada de esquina que se retira más tarde, es opcional. Suturar la pared posterior de forma continua utilizando la técnica del paracaídas. Después de llegar a la esquina caudal, retire la segunda puntada de esquina (si corresponde). Suture la pared delantera con el otro extremo de la sutura de polipropileno 6-0 de doble brazo. Enjuague la arteria con una solución salina heparinizada (100 I.U./ml). Ate los dos hilos en la esquina caudal. Registre el tiempo necesario para realizar ambas anastomosas con un tiempo de isquemia caliente objetivo de <40 min. Reperfundir el riñón abriendo la abrazadera vascular venosa y posteriormente la abrazadera arterial. Compruebe si hay sangrado significativo. Si no se observa un sangrado significativo de las anastomosas, desenvuelva el injerto renal y vierta la solución salina normal tibia en el abdomen que cubre el injerto reperfundido. Vuelva a colocar el injerto, si es necesario, para garantizar una reperfusión homogénea y evitar la congestión. Administrar papaverina tópicamente en el exterior de la arteria renal y la anastomosis arterial (5 ml sin diluir). Después de la reperfusión, infundir 250 ml de solución de glucosa al 20% para inducir dieresis osmótica seguida de la administración de una dosis única de 80 mg de furosemida.NOTA: Después de esto, se puede observar la producción inicial de orina. Para asegurar el drenaje urinario, pase un catéter de orina pediátrica de 12 francia a través de la pared abdominal del flanco derecho del animal, retroperitonealmente. Asegure el catéter en el uréter utilizando ligaduras (2-0 poliglactinas) y bloquee el catéter con 2 ml de solución salina. Otras suturas se utilizan para adaptar y fijar el uréter al peritoneo de la pared abdominal (2-0 polipropileno). El catéter también se fija a la piel con al menos dos suturas de un solo nudo (2-0 de polipropileno). Cierre la capa peritoneal sobre el riñón para evitar la luxación del injerto renal y la torcedura de las anastomosas vasculares (3-0 poliglactin). Cierre el abdomen de forma similar a 4 capas como se describió anteriormente para la recuperación del injerto. Después del cierre abdominal, mantenga la normotermia en la mesa del quirófano.NOTA: La presión arterial media debe mantenerse por encima de 80 mm Hg hasta que el animal esté despierto y esté en una posición propensa. Después del cierre abdominal, utilice ultrasonido Doppler de color para asegurar una perfusión arterial y venosa adecuada del injerto renal (Figura 4). Vigilar el animal de cerca hasta que esté completamente despierto y pueda caminar y beber espontáneamente. Los animales reciben 1 L de solución Ringer durante la fase de recuperación. Posteriormente, devolver el animal a su caja en la instalación de la vivienda. 7. Seguimiento, muestra y recopilación de datos Proporcione a los animales agua ad libitum tan pronto como puedan beber espontáneamente. Proporcionar alimentos sólidos desde el día postoperatorio 1. Para la analgesia postoperatoria, administrar buprenorfina (0,05 – 0,1 mg/kg) por vía intramuscular cada 8 h durante 72 h, administrar pantozol (40mg i.v.) una vez al día durante 72 h. Proporcionar tratamiento antibiótico (cefuroxime 35 mg/kg i.v. 2x al día) y profilaxis de trombosis (500 mg de ácido acetilsalicílico del día postoperatorio 1) durante todo el período de observación hasta el final del experimento.NOTA: Si se presentan complicaciones de sangrado, se interrumpe la interrupción de la aspirina. Registre datos de telemetría continua durante todo el período de observación. Asegúrese de que los animales sean visitados al menos cada 8 h por el veterinario y/o por un técnico veterinario experimentado y su estado clínico se evalúe utilizando una hoja de puntuación que se utiliza como base para terminar prematuramente el experimento si así lo requiere la condición clínica del animal.NOTA: Estos llamados criterios de punto final humano se definen como se describió anteriormente24. Realice la recolección diaria de muestras utilizando la línea venosa central y el catéter urinario percutáneo. Cambiar las bolsas urinarias (2.000 ml) 2 veces al día. Después de la recolección de muestras o la administración de líquidos o medicamentos, bloquee el catéter venoso central con solución salina heparinizada (100 I.U./ml) entre cada uso para evitar la oclusión y cubrirlo con una nueva tapa estéril. Después del período de observación correspondiente de 5 a 7 días, sacrificar a los animales en anestesia profunda después de la relaparotomía, la recolección de muestras y la explantación del injerto renal. El sacrificio se realiza mediante una única inyección de pentobarbital (50 – 60 mg/kg i.v.).NOTA: De conformidad con el principio 3R, los órganos y tejidos restantes de los animales sacrificados pueden utilizarse para diversos fines educativos y de investigación ex vivo en institutos internos.

Representative Results

Nuestro grupo tiene varios años de experiencia con modelos de trasplante de órganos sólidos en animales pequeños y grandes y utiliza el modelo de auto-trasplante de riñón ortotópico porcino, obteniendo resultados reproducibles en diversos entornos experimentales16,25,26,27. Dependiendo de la configuración experimental, recomendamos realizar de 3 a 5 auto-trasplantes como experimentos preliminares que aseguran una curva de aprendizaje suficiente de todo el equipo experimental. En el presente entorno se requerían 5 trasplantes para capacitar a un cirujano, con 8 años de experiencia quirúrgica clínica previa en el campo de la cirugía de trasplante, en la realización de estos experimentos. Esto puede variar dependiendo de la exposición previa del cirujano a estas técnicas. Dentro de los marcos de este protocolo, se demuestran los resultados de un conjunto de 5 experimentos de auto-trasplante de riñón ortotópico porcino. La implantación del transpondedor tuvo éxito en cada animal con suficientes señales de telemetría durante todo el período de observación (excepto un animal con disfunción parcial del transpondedor). El intervalo de cuchillo a piel para la implantación del transpondedor fue de 85 min ± 5 min (Tabla 1). Después de la recuperación del injerto, todos los animales se recuperaron bien en la instalación de la vivienda. El intervalo de cuchillo a piel para la cirugía de recuperación fue de 135 minutos ± 32 min (incluyendo aproximadamente 30-45 min para la inserción, tunelización y fijación del catéter yugular). El riñón izquierdo se almacenó en un baño de agua fría con un tiempo de isquemia fría objetivo de 24 h (24 h ± 30 min). Al día siguiente, después de la inducción de la anestesia y la reparotomía, se extirpó el riñón contralateral (derecho) seguido del auto-trasplante ortotópico del injerto renal izquierdo almacenado en frío como se describió anteriormente. El intervalo de cuchillo a piel para la cirugía de auto-trasplante fue de 168 minutos ± 27 min (incluyendo la explantación del riñón derecho). El tiempo de isquemia caliente fue de 34 min ± 7 min. Cada injerto renal implantado tuvo una producción mínima pero directa de orina después de la reperfusión. Después del cierre abdominal, el ultrasonido Doppler coloraó como una perfusión arterial y venosa satisfactoria del riñón en todos los casos(Figura 4). Todos los animales se recuperaron de la anestesia y no se observaron complicaciones significativas durante todo el período de observación. Se recogieron muestras diarias de sangre y orina. Todos los cerdos estaban en buenas condiciones clínicas durante el seguimiento y fueron sacrificados después de 5 días. Los valores séricos de creatinina y potasio alcanzaron su punto máximo en POD3-4. El pH sanguíneo se ha mantenido dentro de los rangos normales (Figura 5). La salida de orina se recuperó a valores normales durante los primeros cuatro días postoperatorios. El recuento de glóbulos blancos aumentó ligeramente al final del período de seguimiento(Figura 5). La temperatura corporal, medida por la monitorización continua de telemetría, mostró ligeras fluctuaciones durante el postoperatorio. Figura 1: Estudio de diagrama de flujo y protocolo. Abreviaturas utilizadas: POD-postoperatorio; Electrocardiografía ecg. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 2: Instalaciones de alojamiento para animales con monitoreo de telemetría continua y en tiempo real de hasta 6 animales. (A) Plano esquemático de nuestras instalaciones adecuado para la vigilancia de la vivienda y la telemetría de hasta 6 animales. El tamaño de las cajas de retención individuales se determinó sobre la base de las directrices de la Directiva 2010/63 de la UE y el ETS 123 Apéndice A. Los paneles A-E muestran imágenes representativas de la organización de nuestras instalaciones. (B) Sala de animales para la vivienda de 6 animales. (C) Sala de observación con un PC utilizado para el registro continuo de datos de telemetría. (D) Vídeo en tiempo real y material térmico de los animales. (E) Sujeción individual asegurando el contacto acústico y olfativo de los animales con sus compañeros para evitar el aislamiento social. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 3: Autoplantación de riñón ortotópico y variaciones anatómicas y posibilidades de reconstrucción. (A,B) Los pasos del modelo de auto-trasplante de riñón ortotópico en caso de una anatomía vascular “estándar”. (C) Variación 1: mientras que una vena más grande viene con el riñón del donante, hay dos venas en el lado receptor. Manejo: la vena más pequeña se cierra con una ligadura y la anastomosis se realiza de extremo a extremo entre las venas renales. (D) Variación 2: mientras que una vena más grande viene con el riñón del donante, no hay un recipiente receptor adecuado en el lado contralateral (por ejemplo, discordancia de tamaño). Manejo: anastomosis de extremo a lado de la vena renal a la vena cava inferior. (E) Variación 3: dos venas de tamaño similar en ambos lados. Gestión: reconstrucción por dos anastomosas venosas. (F) Variación 4: mientras que dos venas de tamaño similar vienen con el riñón del donante, no hay un recipiente receptor adecuado en el lado contralateral. Manejo: anastomosis de extremo a lado de la vena renal a la vena cava inferior en el caso de dos venas renales. (G) Variación 5: un riñón donante viene con una vena que muestra una bifurcación temprana, mientras que hay una vena grande en el lado contralateral. Manejo: Anastomosis de extremo a extremo del canal común corto de la vena renal del donante con una vena grande en el lado receptor. (H) Variación 6: mientras que el riñón del donante viene con una sola vena renal con una bifurcación temprana, no hay un vaso receptor adecuado en el lado contralateral. Manejo: Anastomosis de extremo a lado del corto canal común de la vena renal donante a la vena cava inferior. Esta figura representa un puñado de las variaciones más frecuentes y no es estadísticamente completa en términos de todas las variaciones posibles en los cerdos alemanes landrace. Abreviaturas utilizadas: Injerto KG-riñón; Riñón derecho RK; IVC-inferior vena cava; AO-aorta Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 4: Imágenes representativas de ultrasonido Doppler de color, directamente después del autoaplantado renal ortotópico y cierre abdominal. (A) La ecografía Doppler color se realiza directamente después de la implantación del cierre renal y abdominal, para asegurar una buena perfusión arterial y venosa del injerto renal y para detectar posibles torceduras vasculares iatrogénicas. El ultrasonido también se utilizó diariamente y bajo demanda, basado en el rendimiento clínico del animal para detectar diversos problemas. (B-E) Imágenes de ultrasonido representativas de un injerto renal después de la implantación. La imagen del injerto renal con y sin color Doppler (B,C) muestra una excelente perfusión arterial (D) y venosa (E). Esta figura muestra imágenes representativas del mismo animal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 5: Hallazgos representativos de laboratorio y datos de telemetría del modelo de auto-trasplante renalortotópico con un tiempo de isquemia fría de 24 h. (A) Valores séricos de potasio (B) Valores séricos de creatinina (C) pH (D) Recuento de glóbulos blancos (WBC) (E) Salida de orina. (F) Temperatura corporal media registrada por monitorización telemétrica durante todo el período de observación en cuatro trasplantes renales consecutivos (no se presentan datos del5o animal debido a la disfunción parcial del transpondedor). Abreviaturas utilizadas: DÍA postoperatorio POD. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 6: Ejemplos de posibles complicaciones perioperatorias y escollos. (A-C) Congestión postoperatoria del injerto renal trasplantado en POD3 después del autoaplantado ortotópico. (D) La razón de la congestión se identificó como torcedura del catéter debido a una sutura demasiado tensa en el nivel de la piel. Después de reajustar la sutura, la congestión se resolvió casi por completo en 24 h. (E) Aquí se muestra otro injerto renal en POD2 después del autoaplantado ortotópico renal. Astérix (*) muestra una acumulación de líquido alrededor de la asta inferior del injerto (recogida sangrienta vs linfocele). Debido a nuestra técnica con el cierre del peritoneo sobre el riñón estas colecciones son generalmente autolimitantes debido a los efectos ventajosos de la compresión local. Los animales deben ser monitoreados de cerca en términos del hallazgo local, signos de sangrado o infección. (F) La ecografía Doppler de color calificada que se realiza diariamente (y bajo demanda) en la instalación de vivienda tiene, además de su utilización académica (por ejemplo, documentación, registro de índices de resistencia arterial), un papel de diagnóstico crucial en el reconocimiento de posibles complicaciones en la fase subclínica temprana. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Tarea/paso experimental Días Tiempo (min) Cirujano Oficial veterinario Técnico veterinario Técnico de laboratorio Estudiante de doctorado Total Nr Cuidados preoperatorios D-29 a D-15 N.a. 1 1 1 3 Cirugía de implantación de telemetría D-15 85±5 1 1 1 1 1 5 Cuidado postoperatorio después de la implantación de telemetría D-15 a D-1 N.a. 1 1 1 3 Cirugía de recuperación de injertos D-1 135±32 1 2 1 2 2 8 Cirugía de auto-trasplante de riñón D 0 168 ±27 1 2 1 2 2 8 Atención postoperatoria tras el auto-trasplante renal D 0 a D5 N.a. 2 1 2 5 Sacrificio D 5 N.a. 2 1 1 4 Tabla 1. Descripción de los recursos humanos y los plazos necesarios para realizar varios pasos experimentales del modelo de auto-trasplante renal porcino.

Discussion

El modelo porcino de KT permite la investigación de nuevos enfoques terapéuticos y dispositivos médicos en un entorno animal grande clínicamente relevante15,17,21. Las similitudes anatómicas, fisiopatológicas y quirúrgico-técnicas entre el entorno porcino y humano pueden facilitar la interpretación clínica de los datos y la rápida traducción de los hallazgos y técnicas en pruebas clínicas15,16,17,18,19,21.

El modelo de autoaplantación de riñón ortotópico no sólo cumple con el principio 3R al reducir el número de animales requeridos en comparación con el alotras transplante, por ejemplo, no se requiere ningún animal donante separado, sino que también proporciona una oportunidad única para investigar los efectos del IRI y la lesión de preservación sin los efectos de confusión de la respuesta inmunológica y los fármacos inmunosupresores17,21.

Ligeras modificaciones del protocolo permiten modelar un amplio espectro de situaciones clínicas. Para imitar KT usando la donación después de la muerte circulatoria (DCD) riñones, las estructuras vasculares se sujetan durante 30 a 60 minutos in situ antes de la recuperación del riñón, mientras que los tiempos prolongados de isquemia fría (24 horas y más) se pueden aplicar para el modelo de lesión de preservación extensiva16,17,28,29.

Aunque, el modelo KT porcino es quirúrgicamente menos difícil que los modelos de trasplante de órganos sólidos en animales pequeños (por ejemplo, ratas y ratones)26, hay múltiples aspectos técnicos y escollos que deben tenerse en cuenta para mejorar los resultados y evitar complicaciones específicas17.

No evitar los grandes vasos linfáticos alrededor de la vena cava inferior y la aorta durante la recuperación o implantación del injerto debido a un error técnico o variaciones anatómicas, puede conducir a una fístula linfática de alto rendimiento y a una recolección de líquido abdominal postoperatorio, infección y falla potencialmente técnica. Los vasos linfáticos deben evitarse por completo durante la cirugía o cerrarse con suturas de polipropileno 5-0 o 6-0. Es aconsejable evitar también el uso de dispositivos bipolares o cualquier otro dispositivo de coagulación en caso de fugas linfáticas. Por lo general conduce a un empeoramiento de la situación. En caso de una fuga linfática de baja salida, nuestro equipo tiene una buena experiencia con la aplicación de parches de colágeno a base de fibrina (por ejemplo, Tachosil)30,sin embargo, su alto costo limita su aplicación en este entorno.

En el presente protocolo demostramos un enfoque transperitoneal para la recuperación de riñón y el auto-trasplante. Esta es una diferencia técnica importante en comparación con la situación clínica, donde los injertos renales generalmente se implantan en la fosa ilíaca utilizando un enfoque extraperitoneal. Aunque, la mayoría de los grupos utilizan un enfoque transperitoneal y ortotópico en el modelo porcino, el trasplante heterotópico a la fosa ilíaca también es posible en cerdos31. Sin embargo, debido al diámetro relativamente bajo de la arteria ilíaca externa en cerdos de 30-40 kg y su tendencia al vasoespasmo hace que a veces sea difícil realizar la anastomosis de extremo a lado de la arteria renal a la arteria ilíaca externa31. En cuanto al hecho de que recuperamos el riñón izquierdo a través de un enfoque transperitoneal para realizar un auto-trasplante posterior, es más factible realizar la implantación reabriendo la misma incisión y utilizando un enfoque ortotópico straigtforward, especialmente que por protocolo también es necesario eliminar el riñón derecho nativo para asegurarse de que el animal se recuperará con un solo tipo predágono. La descripción completa de todas las posibles variaciones técnicas del modelo está fuera del alcance de este protocolo y ha sido resumida por otros en los artículos31de revisión exhaustiva.

La dislocación del injerto renal trasplantado y el consiguiente torsión de las anastomosas vasculares es una fuente importante de fracaso en el modelo de KT porcino, lo que conduce rápidamente a la oclusión vascular y al fracaso total del experimento, debido a una complicación quirúrgica. Para evitar esto, después del auto-trasplante cerramos la capa peritoneal sobre el riñón con una sutura en ejecución usando 3-0 poliglactin. Además, el ultrasonido Doppler de color se realiza directamente después de la implantación del riñón y el cierre abdominal, para asegurar una buena perfusión arterial y venosa del injerto renal. El ultrasonido también se utiliza diariamente y bajo demanda, en función del rendimiento clínico del animal, para detectar perfusión renal, problemas post-renales (por ejemplo, obstrucción o torsión del catéter urinario), y recolección de líquidos debido a la fístula linfática, sangrado o infección(Figura 4 y Figura 6).

Como 24 horas de isquemia fría a menudo conduce a deterioro funcional y retraso en la función del injerto, los animales pueden requerir terapia médica bajo demanda si el oficial veterinario lo considera necesario. Esto puede incluir terapia de perfusión utilizando 5% de glucosa y/o ringer solución administrada a través de la línea venosa central, inyecciones de bolo furosemida (en caso de oliguria/anuria dependiendo del estado clínico y resultados de laboratorio, 60-80 mg inyecciones de bolo hasta 200 mg/día), y la administración oral de sulfonato de polistireno sódico (Resonium A) en caso de hiperaldad grave32. Para evitar el sesgo experimental, el veterinario responsable del cuidado veterinario posterior al trasplante de los animales debe ser cegado para el tratamiento y la agrupación aplicados.

Aunque, la anatomía de la arteria renal es bastante sencilla en los cerdos alemanes landrace con generalmente una arteria para reconstruir, hay un amplio espectro de variaciones anatómicas de las ramas de la vena renal que requieren cierta creatividad quirúrgica durante la reconstrucción venosa. Con frecuencia dos (o más) ramas de las venas renales se unen en diferentes niveles entre el hilo renal y la vena cava inferior. Las variaciones observadas con mayor frecuencia y las posibles opciones de reconstrucción17 se muestran en la Figura 3.

Después de la primera intervención quirúrgica (día -15, implantación de telemetría), todos los animales reciben una chaqueta porcina que llevan durante todo el período de los experimentos. Esto proporciona una excelente protección contra lesiones accidentales y luxación de los catéteres implantados y proporciona espacio para el almacenamiento de las bolsas de recogida de orina. El uso de estas chaquetas es también una solución factible para eliminar la necesidad de jaulas metabólicas para la evaluación del aclaramiento de creatinina como método de refinamiento de acuerdo con el Principio 3R.

Nuestras instalaciones de vivienda integran el uso de telemetría y monitoreo perioperatorio basado en video. Aunque estos métodos no pueden reemplazar las visitas regulares del veterinario y los técnicos, facilitan intervenciones rápidas y mejoran la evaluación de la gravedad para perfeccionar aún más nuestros entornos experimentales para el futuro. Existe un amplio espectro de indicaciones para el uso de un dispositivo de telemetría implantable en modelos animales grandes33. Aunque, un seguimiento estrecho de los parámetros clínicos después de una cirugía mayor como ECG, presión arterial, la temperatura se considera estándar en el entorno clínico humano de una unidad de cuidados quirúrgicos intensivos e intermedios, en el control de la cirugía experimental se interrumpe principalmente cuando el animal se despierta de la anestesia33,34,35. Por lo tanto, la telemetría proporciona una manera factible para el monitoreo continuo de estos animales. Creemos que todos estos datos contribuyen a la detección temprana de posibles complicaciones postoperatorias con precisión y puntualidad (por ejemplo, shock hemorrágico o sepsis detectada por el aumento de la temperatura, hipotonía y taquicardia). Esto puede facilitar la intervención oportuna (por ejemplo, introducción de antibióticos terapéuticos, sustitución de líquidos, interrupción de la anticoagulación o sacrificio del animal para evitar el sufrimiento). Además de este aspecto de monitoreo “en tiempo real”, nuestro grupo se centra actualmente en la evaluación de la gravedad y el refinamiento de los experimentos con animales36,37,38. El análisis retrospectivo de una gran cantidad de datos de telemetría recogidos en estos experimentos puede permitirnos estratificar mejor la gravedad de este tipo de intervenciones quirúrgicas y optimizar el cuidado perioperatorio (por ejemplo, analgesia) en animales de laboratorio.

En términos de telemetría implantable, se recomienda un período de al menos 12 días después de la implantación del sistema de medición para garantizar datos de medición estables y óptimos (basados en la comunicación personal). Después de discutir este problema con varios fabricantes que proporcionan soluciones de telemetría para animales grandes, así como con otros grupos de investigación que utilizan estos sistemas en varios entornos experimentales, decidimos integrar un período de 14 días entre la implantación de telemetría y el trasplante de riñón. Durante los días anteriores, las desviaciones todavía pueden ocurrir debido al movimiento del animal, ya que los procesos de cicatrización y curación aún están incompletos.

A pesar de sus ventajas, el modelo descrito anteriormente tiene ciertas limitaciones. La complejidad y los recursos e infraestructura necesarios son las limitaciones más importantes del modelo. El protocolo experimental, las técnicas complejas y el intenso seguimiento perioperatorio requieren la disponibilidad de una vivienda significativa y capacidad de quirófano y requieren la participación de un equipo más amplio, incluidos los becarios de doctorado, cirujanos, veterinarios y técnicos (Tabla 1). Por lo tanto, sobre la base de nuestras observaciones empíricas, por lo general es inviable realizar más de dos procedimientos al día. Otra desventaja del modelo porcino en comparación con los modelos de animales pequeños es la posibilidad limitada de investigaciones mecanicistas y molecular-biológicas. En el presente protocolo sólo se informó de 5 días de seguimiento. Esto fue adecuado para demostrar las características experimentales más importantes del modelo, sin embargo, este seguimiento relativamente corto puede no ser suficiente para responder a ciertas preguntas específicas de investigación (por ejemplo, recuperación a largo plazo de la función frente a daño agudo). Por lo tanto, podría ser necesaria una extensión relacionada con el proyecto del seguimiento. Este manuscrito describe nuestra “mejor práctica” actual en el entorno experimental del auto-trasplante de riñón ortotópico porcino. Si bien ciertos pasos son obligatorios para establecer con éxito este modelo, los aspectos menores (por ejemplo, el uso intraoperatorio de un catéter vesical, la colocación del catéter arterial en la arteria femoral frente a la arteria carótida) son facultativos y pueden evitarse/alterarse a discreción de los investigadores. La descripción y la justificación de todos y cada uno de los aspectos metódicos estarían fuera del alcance del presente protocolo y se han discutido en otros lugares31. Por último, también es difícil replicar la situación clínica exacta de ECD KT en el modelo porcino donde donantes de edad avanzada, aloinjertos con lesión renal aguda y donantes con múltiples comorbilidades y enfermedades crónicas como la hipertensión, la diabetes mellitus o la arteriosclerosis representan una parte importante de la agrupación marginal de donantes8,9.

A pesar de las limitaciones antes mencionadas, así como de los desafíos técnicos y logísticos, este modelo animal grande bien establecido y reproducible de KT ofrece una oportunidad única para investigar nuevas terapias y técnicas para mejorar la preservación de órganos y los resultados clínicos y representa una excelente plataforma para que los cirujanos más jóvenes dominen las técnicas de trasplante de órganos en un modelo animal grande.

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los autores desean expresar su gratitud a Pascal Paschenda, Mareike Schulz, Britta Bungardt, Anna K-mmecke por su hábil asistencia técnica.

Los autores declaran financiación en parte del programa START de la Facultad de Medicina de la Universidad RWTH Aachen (#23/19 a Z.C.), de la Fundación B.Braun, Melsungen, Alemania (BBST-S-17-00240 a Z.C.), la Fundación Alemana de Investigación (Deutsche Forschungsgemeinschaft – DFG; PARA-2591, A 542/5-1, A 542/6-1; 2016 a R.T. y SFB/TRR57, SFB/TRR219, BO3755/3-1, BO3755/6-1 a P.B.) y el Ministerio Alemán de Educación e Investigación (BMBF: STOP-FSGS-01GM1901A a P.B.), sin la participación de los financiadores en el diseño de estudios, recopilación de datos, análisis de datos, preparación de manuscritos o decisión de publicar.

Materials

Anesthesia materials, drugs and medications
Aspirin 500mg i.v., powder for solution for injection  Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 4324188 antiplatelet agents
Atropine sulfate solution for injection, 100mg Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany  1821288 parasympatholytic agent, premedication
Bepanthen ointment for eyes and nose Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 1578675 eye ointment
BD Discardit II syringes, 2ml, 5ml, 10ml,20ml Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 300928, 309050,309110, 300296  syringes
BD Micolance 3 (20G yellow) Cannula Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 305888 venous catheter
BD Venflon Pro Safety (20G pink) Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany 4491101 venous catheter
Buprenorphine (Buprenovet) Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany 794-996 analgesia
Cefuroxime 750mg, powder for preparing  injection solution FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany J01DC02 antibiotics
Covidien Hi-Contour, Endotracheal Tube 7,5 with Cuffed Murphy Eye Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany COV-107-75E endotracheal Tube
FENTANYL 0,5 mg Rotexmedica solution for injection  Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany 4993593 opioide analgetic agent
Furosemide-ratiopharm 250 mg/25 ml solution for injection Ratiopharm GmbH, Ulm, Germany 1479542 loop diuretics
Glucose 5% solution for infusion (500ml, 250ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  3705273,03705422 infusion fluid
Glucose 20% solution for infusion B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  4164483 osmotic diuresis
Heparin-Sodium 5000 I.E./ml B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  15782698 anticoagulant
Isoflurane-Piramal (Isoflurane) Piramal Critical Care Deutschland GmbH, Hallbergmoos, Germany 9714675 volatile anaesthetic agent
Ketamine (Ketamine hydrochloride) 10% Medistar Arzneimittelvertrieb GmbH, Ascheberg, Germany 0004230 general anaestetic agent
MIDAZOLAM 15mg/3ml Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany 828093 hybnotica, sedative agent
NaCl 0,9% solution for infusion (500ml,1000ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  864671.8779 infusion fluid
Norepinephrine (Arterenol) Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, Frankfurt, Germany 16180 increase in blood pressure 
Organ preservation solution (e.g. HTK) Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany  should be decided based on preference and experimental design organ preservation
Pantoprazole 40mg/solution for injection Laboratorios Normon,Madrid, Spain 11068 proton pump inhibitor
Paveron N 25mg/ml solution for injection (Papaverine Hydrochloride) LINDEN Arzneimittel-Vertrieb-GmbH, Heuchelheim, Germany 2748990 spasmolytic agent for vasodilatation
Pentobarbital (Narcoren) Boehringer Ingelheim vetmedica GmbH, Ingelheim, Germany 1,204,924,565 used for euthanasia
Propofol 1% (10mg/ml) MCT Fresenius FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany 654210 general anaesthetic agent
Ringer solution B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  1471411 infusion fluid
Sterofundin ISO solution for infusion (1000ml) B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  1078961 Infusion fluid
Stresnil (Azaperone) 40mg/ml Elanco 797-548 sedative
Urine catheter ruffle 12CH  Wirutec Rüsch
Medical Vertriebs GmbH, Sulzbach, Germany		 RÜSCH-180605-12 transurethral urinecatheter
Surgical materials
Appose ULC Skin Stapler Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany 8886803712 skin stapler
Cavafix Certo 375  B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany  4153758 central venous catheter
EMKA Easytel +L-EPTA Transponder emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France L-EEEETA 100 telemetry transponder
EMKA Reciever and Data Analyzer System emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France Reviever  telemetry receiver
Feather Disposable Scapel (11)(21) Feather, Japan 8902305.395 scapel
Prolene 2-0, blue monofil VISI-BLACK, FS needle Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7038H skin
Prolene 3-0,blue monofil,FS1 needle Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7694H skin
Prolene 5-0 (simply angulated, C1 needle) blue monofil VISI-BLACK Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7227H vascular
Prolene 5-0 (double armed, C1 needle) 60cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany KBB5661H vascular
Prolene 6-0 (double armed, C1 needle) 60cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany EH7228H vascular
Sempermed derma PF Surgical Gloves Seril Gr. 7, 7.5, 8  Semperit investment Asia Pte Ltd, Singapore 4200782,4200871,4200894 surgical gloves
Sentinex® PRO Surgical Gowns Spunlace XL 150cm Lohmann & Rauscher GmbH & Co. KG, Neuwied, Germany 19302 surgical gown
Tachosil Takeda Pharma Vertrieb GmbH & Co. KG, Berlin, Germany MAXI 9,5 x 4,8 cm haemostasis
Telasorp Belly wipes (green 45x45cm) PAUL HARTMANN AG,Heidenheim, Germany 4542437 abdominal towel
Pediatric urine catheter Uromed Kurt Drews KG, Oststeinbeck, Germany PZN 03280856 used for the uretero-cutaneus stoma
VICRYL- 0 MH Plus Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V324 fascial closure
VICRYL – 3-0, SH1 Plus needle, 75cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany W9114 subcutaneous suture, peritoneal suture, 
VICRYL – 3-0, SH1 Plus needle, 4*45cm Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V780 subcutaneous suture, peritoneal suture, 
VICRYL – ligatures Sutupak purple braided, 3-0 Johnson & Johnson Medical GmbH – Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany V1215E threats for ligature
3M™ Standard Surgical Mask 1810F 3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany 3M-ID 7000039767 surgical mask
Surgical instruments
Anatomical forceps Standard ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  PZ0260 anatomical forceps
Atraumatic tweezers steel, De Bakey Tip 1,5mm 8" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF0840 anatmical atraumatic forceps
Bipolar forceps 16 cm straight, Branch 0,30 mm pointed, universal fit Bühler Instrumente Medizintechnik GmbH,Tuttlingen, Germany 08/0016-A biopolar forceps
Bulldog clamp atraumatic,curved, De bakey 78 mm, 3" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF0900 bulldog clamps
DE BAKEY-SATINSKY vascular clamp 215mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  GF1661 vascular clamp
Dissecting scissors Mayo,250 mm, 10" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC2232   Scissors for dissection
Dissecting scissors Metzenbaum-Fino, 260 mm, 101/4" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC2290 Scissors for dissection
Draeger CATO Anesthetic machine with PM8050 Monitor Dräger, Drägerwerk AG & Co. KGaA, Lübeck, Germany  106782 Ventilation System
 Fine Tweezers, ADSON 180 mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  ADSONPZ0571 fine forceps
Gosset abdomenal wall spreader CHIRU-INSTRUMENTE, Kaierstuhl,Germany 09-621512 abdominal retractor
HALSTEAD MOSQUITO,curved, surgical 125mm ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL2291 mosquite clamps
HF surgical device ICC 300, Electrocautery Erbe Elektromedizin Gmbh; Tübingen, Germany 20132-043 cautery, biopolar
MICRO HALSTED-MOSQUITO 100mm, curved ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL2187 mosquite clamps
Micro steel needle holder straight 0,5mm, with spring lock ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  MN1324D microsurgical needle holder
Microsurgical/watermaker tweezers LINZ 150mm 6" Ergo round handle ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  MN0087 fine microsurgical forceps
needle holder Mayo-hegar,190 mm, 71/2" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  NH1255 needle holder
Overhold Slimline Fig. 0 8 1/2" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  KL4400 overholds
Sterile Gauze 10X10 Paul HaRTMANN AG,Heidenheim, Germany 401725 sterile gauze
Suction tip OP-Flex Handpiece Yankauer Pfm Medical AG, Köln, Germany 33032182 suction
surgical forceps Standard 5 3/4"  ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  PZ1260 surgical forceps
surgical scissors standard pointed-blunt (thread/cloth scissors)175 mm, 7" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC1522 surgical Scissors
Titanit vascular scissors POTTS-SMITH,185 mm, 71/4"60° ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  SC8562 Pott scissors
Tunneling instrument Marina Medical Instruments Inc,Davies,US MM-TUN06025 subcutaneous tunneling
Vessel loops Medline International Germany GmbH,Kleve, Germany VLMINB hold and adjust the vessel
Wound spreaders Weitlander, Stump,110 mm, 41/4" ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany  WH5210 wound care
Further material
Heating pad Eickemeyer – Medizintechnik für Tierärzte KG, Tuttlingen, Germany 
648050 MHP-E1220		 maintain body temperature during surgery
Laryngoscope, customized Wittex GmbH, Simbach, Germany 333222230  expose the vocal cord
Rectal temperature probe Asmuth Medizintechnik, Minden, Germany ASD-RA4 measure body temperature
Spray wound film Mepro-Dr. Jaeger und Bergmann GmbH, Vechta, Germany 2830  keep sterile condition
Sterile organ bag Raguse Gesellschaft für medizinische Produkte, Ascheberg, Germany 800059 organ preservation
swine jacket small, adult Landrasse swine 30-50kg, customized for Emka Telemetry and urinary catheterization  Lomir Biomedical Inc., United Kingdom SS J1LAPMP swine jackets to pretect implanted catheters and store urine bag
 Ultrasound device, Sonosite Edge-II FUJIFILM SonoSite GmbH, Frankfurt, Germany V21822 ultrasound and color Doppler
Urine bag 2000ml Volume ASID BONZ GmbH, Herrenberg, Germany  2062578 disposable urine bag connected to the uretero-cutaneous fistula catheter
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Liu, W., Ernst, L., Doorschodt, B., Bednarsch, J., Becker, F., Nakatake, R., Masano, Y., Neumann, U. P., Lang, S. A., Boor, P., Lurje, I., Lurje, G., Tolba, R., Czigany, Z. Orthotopic Kidney Auto-Transplantation in a Porcine Model Using 24 Hours Organ Preservation And Continuous Telemetry. J. Vis. Exp. (162), e61591, doi:10.3791/61591 (2020).
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