Summary

Minimiser l’hypoxie dans les tranches hippocampales des souris adultes et vieillissantes

Published: July 02, 2020
doi:

Summary

Il s’agit d’un protocole pour la préparation des tranches aiguës de l’adulte et le vieillissement hippocampi souris qui tire parti de la perfusion transcardique et la coupe de tranches avec la glace-froid NMDG-aCSF pour réduire les dommages hypoxiques au tissu. Les tranches qui en résultent restent en bonne santé pendant de nombreuses heures et conviennent aux corrections à long terme et aux enregistrements sur le terrain.

Abstract

Les tranches hippocampales aiguës ont permis à des générations de neuroscientifiques d’explorer en détail les propriétés synaptiques, neuronales et de circuits et avec une haute fidélité. L’exploration des mécanismes de LTP et de LTD, le calcul dendritique de neurone simple, et les changements d’expérience-dépendant dans les circuits, n’aurait pas été possible sans cette préparation classique. Cependant, à quelques exceptions près, la plupart des recherches fondamentales utilisant des tranches hippocampales aiguës ont été effectuées à l’aide de tranches de rongeurs d’âges relativement jeunes, ~P20-P40, même si les mécanismes synaptiques et intrinsèques d’excitabilité ont une longue queue de développement qui atteint le P60. L’attrait principal de l’utilisation de jeunes tranches hippocampales est la préservation de la santé neuronale facilitée par une plus grande tolérance aux dommages hypoxiques. Cependant, il est nécessaire de comprendre la fonction neuronale à des stades plus matures du développement, accentué par le développement de divers modèles animaux de maladies neurodégénératives qui nécessitent une préparation du cerveau vieillissant. Ici, nous décrivons une modification à une préparation aiguë de tranche hippocampal qui fournit de manière fiable des tranches saines de l’adulte et le vieillissement hippocampe souris. Les étapes critiques du protocole sont la perfusion transcardique et la coupe avec nmdg-aSCF sans sodium sans glace. Ensemble, ces étapes atténuent la baisse induite par l’hypoxie dans l’ATP lors de la décapitation, ainsi que l’œdème cytotoxique provoqué par les flux passifs de sodium. Nous montrons comment couper les tranches transversales de l’hippocampe plus le cortex à l’aide d’un microtome vibrant. Les tranches hippocampales aiguës obtenues de cette façon sont fiables et saines pendant de nombreuses heures d’enregistrement, et sont appropriées pour les enregistrements sur le terrain et les enregistrements ciblés de correction-clamp, y compris le ciblage des neurones fluorescents étiquetés.

Introduction

L’avènement des préparations aiguës de tranches cérébrales des mammifères a facilité des expériences au niveau cellulaire et synaptique qui n’étaient auparavant possibles que dans les préparations d’invertébrés comme l’Aplysia1. Le développement de tranches hippocampales aiguës était d’une importance particulière, car il s’agit d’une structure responsable de la mémoire de travail et de la formation de contexte, et dispose d’un circuit tri-synaptique spécialisé qui est susceptible de manipulation physiologique facile. Cependant, la grande majorité des tranches cérébrales aiguës sont encore préparées à partir de souris et de rats relativement jeunes, car il est plus facile de préserver les neurones et les circuits sains, et les tranches restent viables pendant de plus longues périodes de temps2,3,4. Ici, nous introduisons des modifications aux protocoles de tranchage standard qui se traduisent par une viabilité accrue des tranches hippocampales aiguës des souris adultes et vieillissantes.

Le principal obstacle à la viabilité ex vivo à long terme du parenchyme cérébral des mammifères est les dommages hypoxiques initiaux qui se produisent rapidement une fois que le flux sanguin vers le cerveau cesse après la décapitation. La perte d’oxygène entraîne une consommation métabolique rapide de ressources énergétiques importantes dans le cerveau avec la perte de phospho-créatine (P-créatine) étant la plus rapide, suivie par le glucose, l’adénosine triphosphate (ATP), et le glycogène4. La préservation de l’ATP est d’une importance particulière pour la santé à long terme des tranches de cerveau, comme ATP est nécessaire pour maintenir le potentiel de la membrane via le Na-K ATPase, et par conséquent l’activité neuronale5,6. Le niveau d’ATP dans le cerveau adulte de rongeur est ~2.5 mM, et il tombe précipitamment dans 20 s de décapitation pour atteindre un état stable basal (~0.5 mM) à environ 1 min post-décapitation4,7,8. Chez les jeunes animaux, il faut plus de temps pour observer la même baisse de l’ATP (~2 min); avec anesthésie phénobarbitale, il est encore ralenti à 4 min4. Ces considérations montrent que la prévention de la perte d’ATP et d’autres ressources énergétiques est une stratégie nécessaire pour prévenir les dommages hypoxiques au cerveau et à son tour pour maintenir la santé des tranches de cerveau sur de plus longues périodes de temps, en particulier chez les animaux adultes.

Les basses températures ralentissent le métabolisme. Par conséquent, il a été démontré que l’hypothermie modeste protège les réserves d’énergie du cerveau: chez les jeunes animaux, abaissant la température corporelle de six degrés, de 37 °C à 31 °C, préserve les niveaux d’ATP à environ 80% des niveaux normaux de plus de 4 h d’hypoxie contrôlée9. Les niveaux de p-créatine sont également préservés, ainsi que le potentiel global de phosphorylation9. Ceci suggère que l’abaissement de la température du corps avant la décapitation pourrait être neuroprotecteur, car des niveaux presque normaux d’ATP pourraient être maintenus par les périodes de découpage et de récupération de tranche.

Dans la mesure où une baisse d’ATP ne peut pas être complètement empêchée lors de la décapitation, on s’attend à une fonction partiellement altérée de l’ATPase Na-K, suivie d’une dépolarisation par l’afflux passif de sodium. Comme l’afflux passif de sodium est suivi par l’entrée de l’eau dans les cellules, il provoque l’œdème cytotoxique et éventuellement la pyknose. Chez les rats adultes, le remplacement des ions Na+ par du saccharose dans des solutions de coupe de tranches a été une stratégie réussie pour alléger le fardeau de l’œdème cytotoxique10,11. Plus récemment, les cations organiques méthylées qui diminuent la perméabilité des canaux de sodium12 ont montré qu’elles offrent une protection plus efficace que le saccharose, en particulier dans les tranches de souris adultes, le N-méthyl-D-glucamine (NMDG) étant le plus largement applicable à différents âges et régions du cerveau13,14,15,16.

De nombreux protocoles de coupe du cerveau impliquent l’utilisation de températures froides seulement pendant l’étape de coupe de tranches, parfois en combinaison avec la stratégie de remplacement de Na+ ion16,17. Chez les jeunes animaux, ces protocoles semblent offrir une neuroprotection suffisante puisque les cerveaux peuvent être extraits rapidement après la décapitation parce que le crâne est encore mince et facile à enlever3. Cependant, cette stratégie ne produit pas de tranches saines d’animaux adultes. Au fil du temps, un certain nombre de laboratoires d’étude des rongeurs adultes ont introduit la perfusion transcardique avec une solution glacée pour diminuer la température corporelle de l’animal, et donc des dommages hypoxiques au cerveau, avant la décapitation. Cette procédure a été appliquée avec succès pour produire des tranches de cérebelaire18, tranches de midbrain19, tranches néocorticales11,20, cortex périrhinal21, hippocampe rat10,22,23, ampoule olfactive24, striatum ventral25, cortex visuel26.

En dépit des avantages offerts par la perfusion transcardique et le remplacement de Na+ ion dans la préparation des tranches de rat et dans certaines régions du cerveau chez la souris, l’hippocampe souris reste l’un des domaines les plus difficiles à protéger de l’hypoxie13,20. À ce jour, l’une des approches les plus courantes pour trancher l’hippocampe à partir de souris vieillissantes et de modèles de souris de neurodégénérescence implique le tranchage rapide classique de l’hippocampe isolé27. Dans le protocole décrit ici, nous minimisons la perte d’ATP dans le cerveau adulte en introduisant l’hypothermie avant la décapitation par transcardially perfuser l’animal avecna+ glacé – fluide céphalo-rachidien artificiel à base de NMDG libre (NMDG-aCSF). Les tranches sont ensuite coupées en Na+-free NMDG-aCSF. Avec ce protocole amélioré, nous obtenons des tranches hippocampales aiguës de souris adultes et vieillissantes qui sont en bonne santé jusqu’à 10 h après le tranchage et sont appropriés pour les enregistrements de terrain à long terme et les études de patch-clamt.

Protocol

Le protocole est réalisé conformément au Guide for the Care and Use of Laboratory Animals des National Institutes of Health et approuvé par le Stanford University Institutional Animal Care and Use Committee. Les méthodes sont également conformes aux politiques de la Society for Neuroscience on the Use of Animals and Humans in Neuroscience Research. REMARQUE : Toutes les souris ont été maintenues dans un environnement exempt d’agents pathogènes. Des souris de type sauvage sur des ant…

Representative Results

Nous avons appliqué le protocole ci-dessus pour générer des tranches d’hippocampe de CamKIIa-Cre+; Souris WT sur un fond génétique mixte C57Bl/ 6 x SV/ 129J, à P > 120. Un grand nombre de cellules pyramidales dans le champ CA1 (figure 2A) et le subiculum (figure 2B) apparaissent en contraste faible lorsqu’elles sont observées sous microscopie différentielle de contraste infrarouge (IR-DIC), une caractéristique des cellules saines dans une préparati…

Discussion

Le protocole décrit ici démontre que les tranches hippocampales obtenues à partir de souris adultes et vieillissantes peuvent rester en bonne santé et viables pendant de nombreuses heures après la coupe. Les tranches préparées à l’aide de ce protocole sont appropriées pour les enregistrements de pinces à patch, ainsi que les enregistrements de terrain de longue durée dans les régions CA1.

Il y a deux étapes critiques dans ce protocole. La première étape est l’étape de perfu…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Je remercie la Dre Carla J. Shatz pour ses conseils et leur soutien, ainsi que la Dre Barbara K. Brott et Michelle K. Drews d’avoir lu le manuscrit de façon critique. Les travaux sont soutenus par les NIH EY02858 et les subventions de la Fondation de bienfaisance Mathers à CJS.

Materials

“60 degree” tool made in-house
#10 scalpel blade Bard-Parker (Aspen Surgical) 371110
1M CaCl2 Fluka Analytical 21114
95%O2/5%CO2 Praxiar or another local supplier
Acepromazine maleate (AceproJect) Henry Schein 5700850
Agar Fisher BP1423-500
Beakers, measuring cylinders, reagent bottles
Brushes size 00-2 Ted Pella Crafts stores are another source of soft brushes, with larger selection and better quality than Ted Pella.
CCD camera Olympus XM10
Choline bicarbonate Pfalz & Bauer C21240
Cyanoacrilate glue Krazy glue Singles
Decapitation scissors FST 14130-17
Feather blades Feather FA-10
Filter paper #2 Whatman Either rounds or pieces cut from a bigger sheet work well.
Forceps A. Dumont & Fils Inox 3c
Glass bubblers (Robu glass borosillicate microfilter candles) – porosity 3 Robuglas.com 18103 or 18113 Glass bubblers are more expensive than bubbling stones used in aquaria. However, they are easy to clean and sterilize, and can last a long time.
Glucose Sigma-Aldrich G8270
HCl Fisher A144SI-212
Ice buckets
KCl Sigma-Aldrich P4504
Ketamine HCl (KetaVed) VEDCO NDC 50989-996-06
KH2PO4 Sigma-Aldrich P0662
Leica Tissue slicer VT1000S The cutting settings are 1 mm horizontal blade amplitude, frequency dial at 9, and speed setting at 2
Magnetic stirrers and stir bars
Mg2SO4 x 7H2O Sigma-Aldrich 230391
MgCl2 Sigma-Aldrich M9272
MilliQ water machine Millipore Source for 18 Mohm water
Na-ascorbate Sigma-Aldrich A4035
Na-pyruvate Sigma-Aldrich P8574
NaCl Sigma-Aldrich S3014
NaHCO3 EMD SX0320-1
Needle 27G1/2
NMDG Sigma-Aldrich M2004
Paper tape
Peristaltic pump Cole-Parmer #7553-70
Peristaltic pump head Cole-Parmer Masterflex #7518-00
Personna blades Personna double edge Amazon
pH meter
Recovery chamber in-house made
Scalpel blade handle size 3 Bard-Parker (Aspen Surgical) 371030
Scissors angled blade FST 14081-09
Single edge industrial razor blade #9 VWR 55411
Spatulas
Transfer pipettes Samco Scientific 225
Upright microscope Olympus BX51WI
Xylazine HCl (XylaMed) VetOne 510650

Referências

  1. Glanzman, D. L. The cellular mechanisms of learning in Aplysia: of blind men and elephants. Biological Bulletin. 210 (3), 271-279 (2006).
  2. Aitken, P. G., et al. Preparative methods for brain slices: a discussion. Journal of Neuroscince Methods. 59 (1), 139-149 (1995).
  3. Edwards, F. A., Konnerth, A. Patch-clamping cells in sliced tissue preparations. Methods in Enzymology. 207 (13), 208-222 (1992).
  4. Lowry, O. H., Passonneau, J. V., Hasselberger, F. X., Schulz, D. W. Effect of Ischemia on Known Substrates and Cofactors of the Glycolytic Pathway in Brain. Journal of Biological Chemistry. 239, 18-30 (1964).
  5. Lipton, P., Whittingham, T. S. The effect of hypoxia on evoked potentials in the in vitro hippocampus. Journal of Physiology. 287, 427-438 (1979).
  6. Lipton, P., Whittingham, T. S. Reduced ATP concentration as a basis for synaptic transmission failure during hypoxia in the in vitro guinea-pig hippocampus. Journal of Physiology. 325 (1), 51-65 (1982).
  7. Free Mandel, P. H.S. Free nucleotides of the brain in various mammals. Journal of Neurochemistry. 8, 116-125 (1961).
  8. Andjus, R. K., Dzakula, Z., Markley, J. L., Macura, S. Brain energetics and tolerance to anoxia in deep hypothermia. Annals of the New York Academy of Sciences. 1048, 10-35 (2005).
  9. Williams, G. D., Dardzinski, B. J., Buckalew, A. R., Smith, M. B. Modest hypothermia preserves cerebral energy metabolism during hypoxia-ischemia and correlates with brain damage: a 31P nuclear magnetic resonance study in unanesthetized neonatal rats. Pediatric Research. 42 (5), 700-708 (1997).
  10. Gasparini, S., Losonczy, A., Chen, X., Johnston, D., Magee, J. C. Associative pairing enhances action potential back-propagation in radial oblique branches of CA1 pyramidal neurons. Journal of Physiology. 580 (3), 787-800 (2007).
  11. Thomson, A. M., Bannister, A. P. Release-independent depression at pyramidal inputs onto specific cell targets: dual recordings in slices of rat cortex. Journal of Physiology. 519 (1), 57-70 (1999).
  12. Hille, B. The permeability of the sodium channel to organic cations in myelinated nerve. Journal of General Physiology. 58 (6), 599-619 (1971).
  13. Ting, J., Daigle, T., Chen, Q., Feng, G., Martina, M., Taverna, S. . Patch-Clamp Methods and Protocols. 1183, 221-242 (2014).
  14. Jiang, X., et al. Principles of connectivity among morphologically defined cell types in adult neocortex. Science. 350 (6264), 1-10 (2015).
  15. Djurisic, M., Brott, B. K., Saw, N. L., Shamloo, M., Shatz, C. J. Activity-dependent modulation of hippocampal synaptic plasticity via PirB and endocannabinoids. Molecular Psychiatry. 24 (8), 1206-1219 (2019).
  16. Djurisic, M., et al. PirB regulates a structural substrate for cortical plasticity. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 110 (51), 20771-20776 (2013).
  17. Vidal, G. S., Djurisic, M., Brown, K., Sapp, R. W., Shatz, C. J. Cell-Autonomous Regulation of Dendritic Spine Density by PirB. eNeuro. 3 (5), 1-15 (2016).
  18. Blot, A., Barbour, B. Ultra-rapid axon-axon ephaptic inhibition of cerebellar Purkinje cells by the pinceau. Nature Neuroscience. 17 (2), 289-295 (2014).
  19. Lammel, S., Ion, D. I., Roeper, J., Malenka, R. C. Projection-specific modulation of dopamine neuron synapses by aversive and rewarding stimuli. Neuron. 70 (5), 855-862 (2011).
  20. Ting, J. T., et al. Preparation of Acute Brain Slices Using an Optimized N-Methyl-D-glucamine Protective Recovery Method. Journal of Visual Experiments. (132), e53825 (2018).
  21. Moyer, J. R., Brown, T. H. Methods for whole-cell recording from visually preselected neurons of perirhinal cortex in brain slices from young and aging rats. Journal of Neuroscience Methods. 86 (1), 35-54 (1998).
  22. Losonczy, A., Magee, J. C. Integrative properties of radial oblique dendrites in hippocampal CA1 pyramidal neurons. Neuron. 50 (2), 291-307 (2006).
  23. Frick, A., Magee, J., Johnston, D. LTP is accompanied by an enhanced local excitability of pyramidal neuron dendrites. Nature Neuroscience. 7 (2), 126-135 (2004).
  24. Alvarado-Martinez, R., Salgado-Puga, K., Pena-Ortega, F. Amyloid beta inhibits olfactory bulb activity and the ability to smell. PLoS One. 8 (9), 75745 (2013).
  25. Brooks, J. M., O’Donnell, P. Kappa Opioid Receptors Mediate Heterosynaptic Suppression of Hippocampal Inputs in the Rat Ventral Striatum. Journal of Neuroscience. 37 (30), 7140-7148 (2017).
  26. Goel, A., Lee, H. K. Persistence of experience-induced homeostatic synaptic plasticity through adulthood in superficial layers of mouse visual cortex. Journal of Neuroscience. 27 (25), 6692-6700 (2007).
  27. Mathis, D. M., Furman, J. L., Norris, C. M. Preparation of acute hippocampal slices from rats and transgenic mice for the study of synaptic alterations during aging and amyloid pathology. Journal of Visual Experiments. (49), e2330 (2011).
  28. Izumi, Y., Zorumski, C. F. Neuroprotective effects of pyruvate following NMDA-mediated excitotoxic insults in hippocampal slices. Neuroscience Letters. 478 (3), 131-135 (2010).
  29. Hajos, N., Mody, I. Establishing a physiological environment for visualized in vitro brain slice recordings by increasing oxygen supply and modifying aCSF content. Journal of Neuroscience Methods. 183 (2), 107-113 (2009).
  30. . Hippocampus Rat Available from: https://synapseweb.clm.utexas.edu/hippocampus-rat (1999)
  31. Combe, C. L., Canavier, C. C., Gasparini, S. Intrinsic Mechanisms of Frequency Selectivity in the Proximal Dendrites of CA1 Pyramidal Neurons. Journal of Neuroscience. 38 (38), 8110-8127 (2018).
  32. Rothman, S. M. The neurotoxicity of excitatory amino acids is produced by passive chloride influx. Journal of Neuroscience. 5 (6), 1483-1489 (1985).

Play Video

Citar este artigo
Djurisic, M. Minimizing Hypoxia in Hippocampal Slices from Adult and Aging Mice. J. Vis. Exp. (161), e61377, doi:10.3791/61377 (2020).

View Video