JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Bioquímica

Количественная оценка гуминовых и фульвокислот в гуматных рудах, DOC, гумифицированных материалах и товарных продуктах, содержащих гуминовые вещества

Published: March 18, 2022
doi:
10.3791/61233
,
1Bio Huma Netics, Inc.

Summary

Этот метод обеспечивает гравиметрическую количественную оценку гуминовых веществ (например, гуминовой и фульвокислоты) на беззольной основе в сухих и жидких материалах из мягких углей (т.е. окисленных и неокисленных бурых и суббитуминозных углей), гуматных рудах и сланцах, торфах, компостах и коммерческих удобрениях и почвенных добавках.

Abstract

Целью данного способа является обеспечение точной и точной концентрации гуминовых (ГК) и/или фульвокислот (ФА) в мягких углях, гуминовых рудах и сланцах, торфах, компостах и гуминовых веществах, содержащих товарные продукты. Способ основан на щелочной экстракции исследуемых материалов с использованием 0,1 Н NaOH в качестве экстрагента и отделении щелочнорастворимых гуминовых веществ (HS) от нерастворимых продуктов методом центрифугирования. PH центрифугированного щелочного экстракта затем корректируют до pH 1 с conc. HCl, что приводит к осаждению ГК. Осажденные ГК отделяют от фульвовой фракции (FF) (фракции HS, которая остается в растворе) центрифугированием. Затем ГК сушат в духовке или лиофилизируют, и определяется зольность высушенной ГК. Массу чистой (т.е. беззольной) ГК затем делят на массу образца и получаемую фракцию умножают на 100, чтобы определить % ГК в образце. Для определения содержания ФА FF загружается на гидрофобную смолу DAX-8, которая адсорбирует фракцию FA, также называемую гидрофобной фульвовой кислотой (HFA). Оставшаяся фракция нефульсвокислоты, также называемая гидрофильной фульвовой фракцией (HyFF), затем удаляется путем промывки смолы деионизированным H2O до тех пор, пока весь неабсорбированный материал не будет полностью удален. Затем FA десорбируется с помощью 0,1 N NaOH. Полученный Na-фульват затем протонируют, пропуская его над сильной H+-обменной смолой. Полученный ФА представляет собой высушенную в печи или лиофилизированную форму, определяемую зольность и рассчитанную концентрацию в образце, как описано выше для ГК.

Introduction

Гуминовые вещества (HS) представляют собой динамические остатки, которые образуются в результате микробного разложения и трансформации мертвых растительных тканей1,2,3, дополненных микробными побочными продуктами и биомассой3,4,5 посредством процесса, который называется гумификацией6. HS присутствуют в почвах, природных водах, озерных отложениях, торфах, мягких углях и гуминовых сланцах и составляют, по оценкам, 25% от общего органического углерода на Земле7. Эти вещества представляют собой сложные смеси тысяч уникальных молекул, которые фракционируются на три основные фракции на основе их различной растворимости в сильно основных и кислотных водных растворах. Этими фракциями являются гуминовые кислоты (ГА), которые составляют щелочерастворимую, но нерастворимую в кислотах фракцию; фульвокислоты (ФА), фракции, растворимые как в щелочах, так и в кислотах; и гуминовая фракция, которая нерастворима при всех значениях рН6,8. Фульвовая фракция (FF) далее подразделяется на гидрофобные FA (HFA) и гидрофильные (HyFA) фракции. Эти фракции определяются как часть FF, которая связывается с гидрофобной смолой DAX-8 (HFA) и часть, которая не связывается со смолой (HyFA).

HS все чаще используются в сельском хозяйстве, где они широко используются в качестве биостимуляторов сельскохозяйственных культур, в животноводстве, в частности в качестве кормовой добавки для скота, в горнодобывающей промышленности в буровых растворах и восстановлении окружающей среды в качестве электронных челноков. Исследования в области использования HS в медицинских приложениях человека также увеличиваются.

Существует множество методов количественного определения ГК и ФА. Однако большинство из этих методов не являются ни точными, ни точными. Например, двумя наиболее широко используемыми методами определения ГК в США являются колориметрический метод9 и метод Калифорнийского департамента продовольствия и сельского хозяйства (CDFA), оба из которых, как было показано, переоценивают количество ГК в диапазоне руды и извлекают источники из западной части США и Канады10. Колориметрический или спектрофотометрический метод является неточным, поскольку он опирается на поглощение щелочных экстрактов, которые включают, в дополнение к ГК, FA и другие хромофоры, которые все поглощают на используемой длине волны, и стандарт не является репрезентативным для тестируемых материалов10. Метод CDFA не является точным, поскольку он не обеспечивает концентрации ГК на беззольной основе. Поскольку разные руды имеют разное количество золы, часть которой переносится с экстракцией, а сам процесс экстракции добавляет золу, этот метод не дает точного значения для концентраций ГК10. В ответ на потребность в точном и точном методе в 2014 году была опубликована стандартизированная гравиметрическая процедура, основанная на той, которая подробно описана 11, для решения количественной оценки как ГК, так и ФА на беззольной основе12. Этот метод был затем адаптирован с незначительными изменениями Международной организацией по стандартизации (ISO) в 2018 году в разделе «Удобрения и почвенные кондиционеры» как «Определение концентраций гуминовых и гидрофобных фульвокислот в материалах удобрений»13.

В этой статье излагается протокол экстракции и количественного определения гуминовых и гидрофобных фульвокислот и дается подробная информация о точности и точности данных, полученных в результате метода.

Protocol

1. Твердотельная пробоподготовка Измельчите приблизительно 5 г анализируемого образца, используя раствор и пестик, чтобы 100% измельченного образца проходило через стандартную ситовую сетку США No 200 (т.е. 74 мкм), убедившись, что порошок хорошо перемешан. Определите влажность порошка гравиметрически. Взвесьте алюминиевую весовую лодку и запишите массу (Wwb). Переложите приблизительно 2 г порошка образца в весовую лодку и запишите массу (Wws+wb). Поместите весовую лодку в сушильную печь на 24 ч при 102 °C (не превышайте 102 °C). Через 24 ч выньте весовую лодку из сушильной печи и поместите в осушитель для охлаждения не менее 1 ч. Взвесьте и запишите массу весовой лодки и высушенного порошка образца (Wds+wb). Определите содержание влаги по формуле 1.1.Формула 1.1 Содержание влаги в порошке твердого образца% влажности = (((Wws+wb- Wwb) – (Wds+wb – Wwb))/ (Wws+wb – Wwb)) * 100 2. Процедура экстракции Твердые образцы Взвесьте приблизительно 2,5 г просеянного порошка образца (Wsamp) в пластиковую или алюминиевую весовую лодку и запишите вес до четырех знаков после запятой. Загрузите образец в цилиндр с градуированным объемом 1 л и заполните цилиндр до 1 л с 0,1 М NaOH (4 г NaOH x L-1). Добавьте магнитный перемешивание (например, длиной 5 – 7 см) и быстро перемешайте (т.е. 300 – 400 об/мин) на перемешиваемой пластине до тех пор, пока образец не будет тщательно перемешан. Переместите все содержимое градуированного цилиндра в колбу Эрленмейера объемом 1 л, отсоедините пространство колбы газом N2 и закройте отверстие колбы герметичной крышкой. Поместите колбу Эрленмейера на перемешиваемую пластину и перемешайте при 300 – 400 об/мин в течение 16 – 18 ч. Жидкие образцы Для жидких материалов тщательно перемешайте образец путем встряхивания, чтобы убедиться, что испытуемая жидкость смешивается однородно. Убедитесь, что все остатки, которые могли упасть на дно контейнера, тщательно перемешаны. Добавьте приблизительно 5 г испытательной жидкости, взвешенной до 4 знаков после запятой (WTL), в цилиндр с градуированной температурой 1 л. Заполните градуированный цилиндр 0,1 М NaOH до конечного объема 1 л. Добавьте магнитный перемешивание (например, длиной 5-7 см) и быстро перемешайте (например, 300 – 400 об/мин) на перемешивающей пластине до полного смешивания испытуемого образца. Переложите смесь в колбу Эрленмейера объемом 1 л, отсоедините пространство над головы газом N2 и накройте отверстие колбы герметичной крышкой. Поместите колбу Эрленмайера на перемешиваемую пластину и перемешайте при 300 – 400 об/мин в течение 1 ч.ПРИМЕЧАНИЕ: После этого момента обработка твердых и жидких образцов одинакова. 3. Удаление нерастворимых материалов из щелочных экстрактов По завершении перемешивания снимите колбу с перемешиваемой пластины, перенесите смесь в подходящие центрифужные трубки и центрифугируйте весь объем при 4,921 х г в течение 30 мин. Соберите щелочной супернатант, содержащий ГК и ФА, в чистую 1-литровую колбу Эрленмейера, содержащую магнитный перемешивание. Выбросьте нерастворимый материал. Фильтрация через стекловату или качественную фильтровальную бумагу размером 2,5 мкм рекомендуется, если остаточные частицы не осаждаются после центрифугирования. 4. Осаждение и отделение HA от FF При перемешивании щелочного экстракта со скоростью 300 – 400 об/мин на перемешивающей пластине вставляют рН-зонд в среднюю часть раствора (вертикально) и добавляют в щелочной экстракт по каплям до тех пор, пока не будет достигнут стабильный рН рН 1,0 ± 0,1. Как только pH pH 1 достигнут и останется стабильным, извлеките pH-зонд из колбы, извлеките перемешивание, накройте колбу герметичной крышкой и дайте колбе сидеть, пока осажденная ГК не осядет на дно колбы.ПРИМЕЧАНИЕ: Время, необходимое ГК для осаждения и выпадения раствора, будет варьироваться в зависимости от источника и количества ГК в образце. Обычно требуется 1-6 ч, чтобы ГК полностью выпала в осадок и выпала из раствора. Центрифугируют экстракт и осажденную ГК при 4921 х г в течение 1 ч. После центрифугирования вылейте супернатант FF в чистый 1 л Эрленмейер и накройте герметичной крышкой.ПРИМЕЧАНИЕ: Может потребоваться более длительное время центрифуги для того, чтобы упаковать ГК достаточно прочно, чтобы можно было декантировать FF без включения какой-либо из осажденных ГК. Поместите трубки центрифуги в сушильную печь при температуре 100 °C в течение 24 ч. После высыхания выньте трубки из сушильной печи и поместите в осушитель для охлаждения до комнатной температуры. После охлаждения количественно перенесите остаток из трубки, соскоблив его с боков и дна трубки шпателем, переложите на смолистую весовую лодку и запишите массу (WEHA). Этот остаток является «Экстрагированной ГК».ПРИМЕЧАНИЕ: Если при разделении ГК и ФФ использовались центрифужные трубки объемом более 50 мл, то для процесса сушки удобно переносить осажденную ГК в термостойкие центрифужные трубки объемом 50 мл. Кроме того, если доступна сублимационная сушилка, осажденную ГК можно лиофилизировать. Сбор ГК в сублимированном состоянии проще, потому что ГК не прилипает к боковой части пластиковых трубок и не нуждается в утилизации. 5. Определение зольности ПРИМЕЧАНИЕ: Процедура определения зольности высушенных образцов ГК и ФА одинакова. Показана процедура использования нотации для HA. Переложите приблизительно 30 мг высушенной ГК (WHA) в чистую, предварительно взвешенную керамическую посуду (WCD), которая была предварительно высушена в сушильной печи при 100 °C, а затем охлаждена в осушителе до комнатной температуры. После записи комбинированной массы взвешенной ГК и тарелки (WHA+CD) сгорают ГК в муфельной печи в течение 2 ч при 600°С.ПРИМЕЧАНИЕ: Для каждого образца ГК следует обработать три реплики и использовать среднюю зольность при расчете чистой ГК. Через 2 ч вынуть блюдо и содержимое из муфельной духовки и поместить в осушитель для охлаждения. После остывания взвесьте блюдо с золой (WASH+CD) и рассчитайте соотношение золы (Ashrat) по формуле 1.2:Формула 1.2 Ашрат = (WASH+CD – WCD) / (WHA+CD – WCD) 6. Определение процента очищенной экстрагированной ГК Определите конечную массу чистой HA (WPHA) путем корректировки зольности с использованием формулы 1.3:Формула 1.3 WPHA = WEHA * (1- Ашрат) 7. Определение концентрации (%) чистой ГК в исходном исходном образце Определяют концентрацию чистой ГК с помощью формул 1.4 и 1.5:Формула 1.4: % чистой ГК в твердом образце = (WPHA/Wsamp) * 100Формула 1.5: % чистой ГК в жидком образце = (WPHA/WTL) * 100 8. Подготовка колонны к очистке ГФА Подготовьте хроматографическую колонку низкого давления, упакованную полиметилметакрилатной смолой DAX-8. Если смола не использовалась ранее, замочите смолу в метаноле в течение 2 ч, а затем тщательно промойте деионизированным H2O до тех пор, пока весь метанол не будет удален. Удалите мелкие частицы смолы, которые плавают на воде в это время. Если смола использовалась ранее, регенерируйте ее, как описано в разделе 10. После тщательного ополаскивания перелейте смолу в стеклянную хроматографическую колонку размером 5 х 25 см, оснащенную торцевым куском с фритом 10 мкм для поддержки слоя смолы. Оставьте от 2,5 до 5 см в верхней части колонны для раствора без смолы, чтобы можно было перемешать FF перед входом в слой смолы. Установите верхнюю часть на колонну и прокачайте деионизированный H2O через верхнюю часть колонны, чтобы упаковать слой смолы DAX-8 с помощью перистальтического насоса. 9. Изоляция ГФА Как только слой смолы будет упакован, загрузите FF на колонну с помощью перистальтического насоса под низким давлением через верхнюю часть колонны. Используйте расход 35 – 40 мл/мин. Крайне важно, чтобы верхняя часть смолы в колонне оставалась покрытой раствором на протяжении всей процедуры загрузки и промывки, чтобы предотвратить высыхание смолы и направление экстракта через слой смолы. После того, как фульвовая фракция будет полностью загружена на смолу, промыть смолу деионизированной водой, чтобы удалить неасорбированную «гидрофильную фульвовую фракцию» (HyFF), прокачивая ее через верхнюю часть колонны с помощью перистальтического насоса под низким давлением. Используйте расход 35 – 40 мл/мин. Выбросьте сточные воды, содержащие HyFF, если они не будут использоваться для анализа. Промывайте колонну деионизированным H2O до тех пор, пока поглощение при 350 нм стока колонны не будет равно (например, в пределах 0,015 единиц поглощения) деионизированному H2O, используемому для промывки колонны. Используйте деионизированную воду до нуля (т.е. пустого) спектрофотометра. Десорбция ГФА путем обратного элюирования путем перекачки 0,1 М NaOH через нижнюю часть колонны с помощью перистальтического насоса. Используйте расход 35 – 40 мл/мин. Улавливайте сточные воды насоса (Na-фульват в чистый контейнер достаточного размера (например, 2 л Erlenmeyer).ПРИМЕЧАНИЕ: Большая часть ГФА адсорбируется в самом верху слоя смолы DAX-8. Десорбция путем введения 0,1 М NaOH из нижней части колонки минимизирует количество 0,1 М NaOH, необходимое для полной десорбции FA. Весь ГФА был десорбирован, когда поглощение сточных вод колонны равно поглощению 0,1 М NaOH при 350 нм. Используйте 0,1 M NaOH в качестве спектрофотометрической заготовки. Добавьте сточные воды, взятые для проверки поглощения десорбированного раствора FA, чтобы обеспечить захват всех FA. 10. Деазоляция ГФА протонацией Пропустите раствор Na-фульвата многократно самотечно через прочный катион H+-обменную смолу (Таблица материалов), содержащуюся в колонне размером 5 × 50 см, со стеклянным фритом для удержания смолы до тех пор, пока электропроводность сточных вод не составит <120 мкСм/см, измеренная с помощью измерителя электропроводности. Перед каждым проходом H+-обменная смола требует восстановления, как описано в разделе 11. Чтобы убедиться, что вся ФА удаляется из смолы после конечного прохода, промывайте смолу деионизированной водой до тех пор, пока поглощение сточных вод при 350 нм не станет таким же (например, в пределах 0,015 единиц поглощения), как и деионизированная вода, используемая для промывки колонны. Используйте деионизированный H2O в качестве спектрофотометрической заготовки. Добавьте промывку и любые порции сточных вод, взятые для проверки впитываемости, в очищенный раствор ФА. Чтобы помочь с удалением всех ФА, смолу можно перемешивать (например, используя длинный стеклянный или пластиковый стержень) несколько раз. Сконцентрируйте ФА до объема приблизительно 15 ± 2 мл с помощью роторного испарителя при 55 °C. Полностью перенесите 15 мл концентрата FA в пластиковую центрифужную трубку объемом 50 мл и высушите при 60±3 °C до постоянной сухости в сушильной печи. Сублимационная сушка является альтернативой сушке в духовке. После высыхания переложите трубку в осушитель для охлаждения. Удалите FA из трубки, соскоблив боковые стороны и дно трубки шпателем, и взвесьте собранный FA на предварительно просмоленной весовой бумаге. Этот материал является «Экстрагированным ФА» (WEFA). Определите соотношение золы (ASHrat) экстрагированной ФА, как описано в шаге 6 для ГК, и рассчитайте соотношение золы, используя Формулу 1.2. Определите вес экстрагированной ФА без золы (WPFA) с использованием Формулы 1.3, заменив вес WEFA на вес WEHA. Наконец, определите % чистого FA в образце, используя Формулу 1.4, заменяющую WPFA на WPHA. 11. Регенерация смолы DAX-8 Регенерировать смолу DAX-8 путем перекачивания 0,1 М HCl (8,33 мл концентрированного HCl/1000 мл конечного объема деионизированного H2O) со скоростью потока 35 – 40 мл/мин через нижнюю часть колонны до тех пор, пока рН сточных вод не будет равен рН флюента. Используйте перистальтический насос для прокачки всех реагентов через колонну DAX-8 во время регенерации. Промойте столб водой DI, закачивая ее в верхнюю часть колонны до тех пор, пока рН сточных вод не сравняется с рН притока (т.е. воды DI). 12. Регенерация H+-катионообменной смолы Регенерирует катионообменную смолу H+ в периодическом процессе, заливая смолу в большой стакан (например, пластиковый стакан объемом 4 л), промывайте несколько раз, покрывая смолу DI H2O, перемешивая, а затем выливая воду. Покрыть смолу 1 M HCl (83,3 мл концентрированной HCl/1000 мл конечного объема DI воды). Оставьте настояться не менее 2 ч при периодическом помешивании (например, один раз в 30 мин). Удалите избыток кислоты из смолы, вылив кислоту и покрыв смолу водой DI. Энергично перемешайте перемешивающим стержнем в течение 15 с, затем дайте смоле упасть на дно колбы и затем вылейте воду. Повторяйте процесс до тех пор, пока электропроводность промывной воды не составит ≤ 0,7 мкСм/см. Загрузите регенерированную смолу обратно в колонну. Накройте деионизированным H2O, чтобы убедиться, что смола остается влажной между использованием.

Representative Results

Данные о производительности метода приведены в таблицах 1 – 5. Точность способа извлечения ГК и ФАГ из жидких коммерческих образцов с очень разными концентрациями ГК и ФГК приведена в таблице 1. Относительные стандартные отклонения (RSD) для HA были ниже, чем для HFA, но средний HFA RSD по трем жидким образцам составил 6,83%, что указывает на высокую степень точности. Коэффициент Хорвица (HorRat) является нормализованным параметром производительности, который указывает на пригодность метода анализа в отношении лабораторной точности. Здесь он использовался для внутрилабораторной точности. Значение 2.0 указывают на неоднородность испытуемых образцов, необходимость оптимизации метода или более обширного обучения, работающего ниже предела обнаружения или неприменимого метода. Для анализа жидких образцов HorRat был > только 2 для одного из анализов ГФА (таблица 1). Точные данные для извлечения ГК и ГФА из трех образцов гуминовой руды приведены в таблице 2. Опять же, за исключением HFA, извлеченного из руды 2, и HA из руды 3, все HorRat были ниже 2. Это демонстрирует высокую степень точности данного метода извлечения ГК и ГФА для образцов гуминовой руды. Производители растительных биостимуляторов часто формулируют продукты, которые содержат HS в дополнение к другим ингредиентам, таким как морские водоросли, неорганические удобрения, угли или патока. В таблице 3 приведены результаты анализа включения этих видов добавок на точность применения метода. Ни одна из добавок не оказывала существенного влияния на восстановление ГК или ГФА (таблица 3). В таблицах 4 и 5 приводятся данные об извлечении ГК и ГФА, соответственно, из жидких проб, в которых имитировались коммерческие продукты с очень низкими концентрациями. Восстановление было отличным и варьировалось от 88% до 97% для ГК (таблица 4) и 92% и 104% для ГФА (таблица 5). Среднее извлечение для ГК и ГФА составило 93% и 97% соответственно, а % RSD для обеих ГС составило менее 5%. Хотя точность превосходна, эти данные указывают на необходимость выполнения лабораторных реплик. Предел обнаружения метода (MDL) и предел количественного определения метода составляли 4,62 и 1,47 мг/л для ГК и 4,8 и 1,53 мг/л для ГФА. Гуминовые вещества, % Материал Л16 Л17 Л2 ХФА ХА ХФА ХА ХФА ХА Представитель 1 1.44 17 6.59 7.76 0.36 4.46 Представитель 2 1.39 16.03 6.25 7.79 0.42 4.93 Представитель 3 1.34 16.44 6.02 7.55 0.4 4.46 Представитель 4 1.54 16.75 6.2 7.69 0.33 4.53 Значить 1.43 16.56 6.27 7.7 0.38 4.6 СД 0.09 0.42 0 0.11 0.04 0.23 24 РСД, % 6.29 2.53 3.8 1.39 10.4 4.91 Хор Рат(р) 1.58 0.72 1.25 0.47 2.31 1.55 a Условия экстракции составляли 1 г в 1 л 0,1 М NaOH. Таблица 1. Точность метода экстракции и количественного определения ГК и ГФА из жидких коммерческих образцов. Условия экстракции составляли 1 г в 1 л 0,1 М NaOH. Гуминовые вещества, % Руда 1 Руда 2 Руда 3 Материал ХФА ХА ХФА ХА ХФА ХА Представитель 1 1.75 67.4 1.31 27.01 1.55 8.95 Представитель 2 1.69 67.63 1.25 27.48 1.41 7.2 Представитель 3 1.63 67.1 1.27 27.34 1.47 8.35 Представитель 4 1.77 67.59 1.55 26.89 1.51 7.98 Значить 1.71 67.53 1.35 27.18 1.49 8.12 СД 0.06 0.94 0.14 0.28 0.06 0.73 РСД, % 3.7 1.39 10.33 1.02 4.02 9.02 ХорРат(р) 0.99 0.66 2.71 0.42 1.07 3.09 Таблица 2. Точность метода при извлечении и количественном определении ГК и ГФА из гуминовых руд. Условия экстракции составляли 1 г образца в 1 л 0,1 М NaOH. (Данные взяты из Lamar et al., 2014) Повторять Примесь ГК, % ФА, % Относительное восстановление ГК, % Относительное восстановление ГФА, % 1 Никакой 81.61 12.86 2 Никакой 80.16 12.78 1 Морская водоросль 80.21 12.85 2 Морская водоросль 80.72 12.79 99.5 99.6 1 Удобрение 80.25 12.98 2 Удобрение 79.57 123.77 98.8 101.6 1 Уголь 78.79 12.92 2 Уголь 81.27 12.84 98.9 101.8 1 Патока 79.38 12.99 2 Патока 81.02 12.72 99.2 100.9 Значить 80.3 12.85 СД 0.885 0.09 a Конечная концентрация ФА+ ГК 2,5 г/л, добавленная к 0,1 М NaOH. (данные взяты из Lamar et al., 2015) Таблица 3. Влияние фальсификатов на количественное определение ГК и ГФА из гаскойнского леонардита. (Данные взяты из Lamar et al., 2015) ХА Идентификатор образца Экстрагированный, мг Восстановленный, мг Извлечено, % 1 24.6 23.7 96.3 2 22.6 19.9 88.1 3 25.2 23.6 93.7 4 22.5 21.5 95.6 5 23.9 21.8 91.2 6 23.2 20.8 89.7 7 24 23.2 96.7 Значить 23.7 22.1 93 СД 1.01 1.52 3.43 РСД, % 4.35 6.88 3.67 (данные взяты из Lamar et al., 2014) Таблица 4. Восстановление ГК из шипованных заготовок. (Данные взяты из Lamar et al., 2014) ФА Идентификатор образца Экстрагированный, мг Восстановленный, мг Извлечено, % 1 19.9 19 95.48 2 23.1 22.9 99.13 3 20.7 19.4 93.72 4 20.5 19.8 96.39 5 20.8 21.6 103.85 6 21.9 20.1 91.78 7 22.7 22.3 98.24 Значить 21.37 20.73 96.94 СД 1.21 1.53 3.95 РСД, % 5.64 7.36 4.07 (Данные взяты из Lamar et al., 2014) Таблица 5. Извлечение ГФА из шипованных заготовок. (Данные взяты из Lamar et al., 2014)

Discussion

Начальные этапы извлечения и выделения ГК в этом методе относительно просты. Поскольку изоляция HFA включает в себя колоночную хроматографию, получение повторяемых результатов происходит при строгом соблюдении деталей каждого шага и практики. В частности, первостепенное значение имеет правильное приготовление смол. Крайне важно, чтобы полиметилметакрилатная смола DAX-8 была правильно подготовлена и упакована. Правильная упаковка смолы влияет как на выход, так и на качество ГФА. Если ченнелинг существует, то ни предварительная обработка (т.е. подкисление), ни адсорбция ГФА не будут полными, и разделение приведет к неточным результатам. Если перед загрузкой образца наблюдаются каналы или пробелы в смоле, колонну следует удалить и встряхнуть, чтобы перераспределить шарики смолы, позволив им оседать без каналов, а затем повторно упаковать путем перекачки чистого DI H2O через смолу. Кроме того, как указано в протоколе, поддержание объема жидкости над смолой при загрузке FF на смолу позволит FF смешиваться перед входом в смолу и приведет к более эффективной адсорбции. Для сильной катионной H+-обменной смолы (Таблица материалов) полная регенерация не может быть поспешной. Обмен Na+/H+ требует времени, и поэтому это лучше всего делать при объемной обработке, чтобы смолу можно было смешивать при повторном подкислении. Смешивание смолы во время промывки с DI H2O помогает удалить избыток HCl. При подъеме подкисленной смолы для удаления избытка кислоты смешивание смолы помогает удалить HCl. Крайне важно удалить кислоту до такой степени, что будет достигнута электропроводность ≤ 0,7 мкСм/см. Если нет, HCl будет перенесен вместе с HFA.

Наконец, при десорбции ГФА из смолы DAX-8, как только поглощение инфлюента сравняется с поглощением сточных вод, рекомендуется оставить колонку на пару часов, чтобы посмотреть, будет ли выпущен какой-либо дополнительный ГФА. Если это так, это будет рассматриваться как пожелтение жидкости над смолой. Если это происходит, дополнительный ГФА может быть удален путем продолжения десорбции до тех пор, пока поглощения притока/сточных вод снова не будут равны.

Одним из недостатков изоляции HFA является то, что весь процесс занимает много времени. Полная десорбция HFA из смолы DAX-8 и полное удаление из H+-обменной смолы приводят к значительному объему HFA, который должен быть уменьшен путем ротационного испарения. Это, безусловно, узкое место в анализе. В попытке сократить это время было предложено десорбировать HFA из смолы DAX-8 с использованием ацетона, а не 0,1 M NaOH14. Авторы утверждали, что при использовании 50% ацетона в качестве десорбента вместо NaOH был получен аналогичный результат HFA, и DAX-8 был адекватно регенерирован и, таким образом, стадия H+-обмена может быть устранена. Эта модификация привела к значительному сокращению времени анализа в результате уменьшения объема производства и более быстрого ротационного испарения ацетона по сравнению с водой. Данная модификация заслуживает дальнейшего изучения.

Этот метод ограничивается анализом органического вещества, подвергшегося процессу гумификации, а в случае торфа и мягких углей — дальнейшими процессами торфяного промысла и как торфяника, так и углефикации соответственно. Гумификация — это процесс, при котором мертвый, в первую очередь растительный материал, разлагается последовательностью микробов, которые потребляют и модифицируют все более непокорные субстраты. Абиотические процессы также участвуют в реакциях разложения и ресинтеза. Гумификация в конечном итоге приводит к производству относительно непокорных материалов, содержащих гетерогенные смеси тысяч молекул, которые образуют диапазон молекулярной массы и содержания углерода, кислорода и водорода, которые образуют HS. ТН ВЭД дополнительно модифицируются торфяной и угольной промышленностью. Поэтому этот метод не подходит для растительных материалов, которые были модифицированы химическими процессами. Например, лигносульфонат широко используется в качестве фальсификатора HFA. Лигносульфонат является побочным продуктом процесса сульфитной варки целлюлозы. Поэтому этот материал не был получен в процессе гумификации. Кроме того, существует множество веществ, которые связываются со смолой DAX-8. Например, смола DAX-8 использовалась для адсорбции пестицидов из раствора15. Очевидно, что пестициды не являются ТН ВЭД. Таким образом, связывание материала со смолой DAX-8 не оправдывает утверждения о том, что он является ГФА. Обязательными условиями являются как производство путем гумификации, так и связывание со смолой DAX-8.

По мере того, как все больше узнают о вкладе различных компонентов HS в различных приложениях, может стать выгодным дальнейшее фракционирование HS и, таким образом, соответствующее изменение метода. В том виде, в котором он существует, метод не дает количественной оценки HYFA. Однако эта фракция может также обладать активностью, например, при биостимуляции растений, где весь FF обычно применяется в сельскохозяйственных обработках, а не очищенный HFA.

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы хотели бы поблагодарить Ассоциацию торговли гуминовыми продуктами (HPTA) за их поддержку в финансировании работы, которая привела к стандартизации методов, описанных в этой статье, а также Лоуренса Мэйхью и докторов Дэна Олка и Пола Блума за техническую поддержку во время работы по стандартизации.

Materials

Amberlite IR 120 H+-exchange resin Sigma-Aldrich 10322 H+ form
Analytical Balance Ohaus PA214 w/ glass draft shield
Centrifuge Beckman Coulter Allegra X-14 minimum 4300 rpm
Centrifuge tubes Beckman Coulter To fit rotor selected
Ceramic Combustion Crucibles Sigma Z247103
Chromatography column for DAX-8 Diba Omnifit 006EZ-50-25-FF
Chromatography column for IR 120 Chemglass CG-1187-21 2 in. by 24 in.
Dessicator Capitol Scientic Kimax 21200-250 Vacuum type
Drying Oven Fisher Scientific Isotemp Precision±3˚C
Electrical conductivity meter HM Digital EC-3
Erlenmeyer Flasks Amazon 1L, 2L
HCl concentrated Sigma-Aldrich 320331
Magnetic Stir Plate Barnstead-Thermolyne Dataplate 721
Magnetic Stir bars These can be obtained at many outlets
Muffle Furnace Fisher scientific Thermolyne Type 47900
NaOH Sigma-Aldrich 795429
Nitrogen gas Praxair UNI1066 99.99% purity
Peristaltic pump Cole Parmer Masterflex 7518-00
Perstaltic tubing Cole Parmer Masterflex Pharmed 06508-17
pH meter Oakton Instruments WD-35618–03
Rotary Evaporator Buchi R-210/R-215
Spectrophotometer Healthcare SCiences Ultrospec II Dual beam 200 to 900 nm with wavelength accuracy of ±1 nm and reproducibility of ±0.5 nm.
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. DiDonato, N., Chen, H., Waggoner, D., Hatcher, P. G. Potential origin and formation for molecular components of humic acids in soils. Geochimica et Cosmochimica Acta. 178, 210-222 (2016).
  2. Waggoner, D. C., Chen, H., Willoughby, A. S., Hatcher, P. G. Formation of black carbon-like and alicyclic aliphatic compounds by hydroxyl radical initiated degradation of lignin. Organic Geochemistry. 82, 69-76 (2015).
  3. Baldock, J. A., Skjemstad, J. O. Role of the soil matrix and minerals in protecting natural organic materials against biological attack. Organic Geochemistry. 31 (7-8), 697-710 (2015).
  4. Kallenbach, C. M., Frey, S. D., Grandy, A. S. Direct evidence for microbial-derived soil organic matter formation and its ecophysiological controls. Nature Communications. 7, 13630 (2016).
  5. Schaeffer, A., Nannipieri, P., Kastner, M., Schmidt, B., Botterweck, J. From humic substances to soil organic matter-microbial contributions. In honour of Konrad Haider and James P. Martin for their outstanding research contributionns to soil science. Journal of Soils Sediments. 15 (9), 1865-1881 (2015).
  6. Stevenson, F. J. . Humus Chemistry: Genesis, Composition, Reactions. 2e. , (1994).
  7. Weber, J., Chen, Y., Jamroz, E., Miano, T. Preface: humic substances in the environment. Journal of Soils and Sediments. 18, 2665-2667 (2018).
  8. Schnitzer, M., Page, A. L., Miller, R. H., Keeny, D. R. Organic matter characterization. Methods of soil analysis, part 2: Chemical and microbiological properties. , 581-594 (1982).
  9. Mehlich, A. Photometric determination of humic matter in soils: A proposed method. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 15 (12), 1417-1422 (1984).
  10. Lamar, R. T., Talbot, K. H. Critical comparison of humid acid test methods. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 50 (15-16), 2309-2322 (2009).
  11. Swift, R. S., Sparks, D. L. Organic matter characterization. Methods of soil analysis, part 3: Chemical methods. , 1011-1069 (1996).
  12. Lamar, R. T., Olk, D. C., Mayhew, L., Bloom, P. R. A new standardized method for quantitation of humic and fulvic acids in humic ores and commercial products. Journal of the AOAC International. 97 (3), 722-731 (2014).
  13. International Organization of Standards. Fertilizers and soil conditioners-Determination of humic and hydrophobic fulvic acids concentrations in fertilizer materials. International Organization of Standards. , (1982).
  14. Liam, L. E., Serben, T., Cano, M. Gravimetric quantification of hydrophobic filmic acids in lignite material using acetone. Journal of the AOAC International. 102 (6), 1901-1907 (2019).
  15. House, W. A., Zhmud, B. V., Orr, D. R., Lloyd, G. K., Irons, G. P. Transportation of pesticides by colloids. Final Report. Institute of Freshwater Ecology. National Environment Research Council. , (1998).

Tags

QuantificationHumic AcidsFulvic AcidsHumate OresDOCHumified MaterialsHumic Substance-containing Commercial ProductsGravimetric AnalysisAsh-free BasisExtraction ProcessMoisture ContentSolid SampleLiquid Material Extraction

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Lamar, R. T., Monda, H. Quantification of Humic and Fulvic Acids in Humate Ores, DOC, Humified Materials and Humic Substance-Containing Commercial Products. J. Vis. Exp. (181), e61233, doi:10.3791/61233 (2022).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image