Summary

Beredning av perifera nervstimulering elektroder för kronisk implantation hos råttor

Published: July 14, 2020
doi:

Summary

Befintliga tillvägagångssätt för att konstruera kroniskt implanterbara perifera nervmanschettelektroder för användning i små gnagare kräver ofta specialiserad utrustning och / eller högt utbildad personal. I detta protokoll visar vi en enkel, låg kostnad tillvägagångssätt för fabricering kroniskt implanterbara manschettelektroder, och visa deras effektivitet för vagus nerv stimulering (VNS) hos råttor.

Abstract

Perifera nervmanschettelektroder har länge använts inom neurovetenskaperna och relaterade områden för stimulering av till exempel vagus eller sciatic nerver. Flera nyligen genomförda studier har visat effektiviteten av kronisk VNS för att förbättra centrala nervsystemet plasticitet för att förbättra motor rehabilitering, utrotning lärande och sensorisk diskriminering. Konstruktion av kroniskt implanterbara enheter för användning i sådana studier är utmanande på grund av råttors ringa storlek, och typiska protokoll kräver omfattande utbildning av personal och tidskrävande mikrofabrikationsmetoder. Alternativt kan kommersiellt tillgängliga implanterbara manschettelektroder köpas till en betydligt högre kostnad. I detta protokoll presenterar vi en enkel, billig metod för konstruktion av små, kroniskt implanterbara perifera nervmanschettelektroder för användning på råttor. Vi validerar den korta och långsiktiga tillförlitligheten hos våra manschettelektroder genom att visa att VNS i ketamin/xylazin sövda råttor producerar minskar i andningshastighet överensstämmer med aktivering av Hering-Breuer reflex, både vid tidpunkten för implantation och upp till 10 veckor efter enheten implantation. Vi visar ytterligare lämpligheten av manschetten elektroder för användning i kronisk stimulering studier genom att para VNS med skickliga spaken tryck prestanda för att inducera motor när kartan plasticitet.

Introduction

Nyligen har efterfrågan på kroniskt implanterbara manschettelektroder för stimulering av perifera nerver vuxit, eftersom studier allt mer visar den prekliniska nyttan av denna teknik för behandling av ett flertal inflammatoriska sjukdomar1,2,3 och neurologiska sjukdomar4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. Kronisk VNS, till exempel, har visat sig förstärka neokortikal plasticitet i en mängd olika lärande sammanhang, förbättra motor rehabilitering4,5,6,7,8, utrotning lärande10,11,12,13,14, och sensorisk diskriminering15.8 Kommersiellt tillgängliga perifera nervmanschettelektroder är ofta förknippade med förlängda tider för orderuppfyllande och relativt höga kostnader, vilket kan begränsa deras tillgänglighet. Alternativt, protokoll för “in-house” tillverkning av kroniskt implanterbara manschetten elektroder förblir begränsad, och gnagare anatomi presenterar särskilda utmaningar på grund av sin ringa storlek. Nuvarande protokoll för att konstruera manschettelektroder för kroniska gnagare experiment kräver ofta användning av komplex utrustning och tekniker, samt omfattande utbildad personal. I detta protokoll visar vi en förenklad strategi för manschetten elektrod fabricering baserad på tidigare publicerade och allmänt använda metoder16,17. Vi validerar funktionaliteten hos våra kroniskt implanterade elektroder hos råttor genom att visa att, vid tidpunkten för manschettimplantation runt den vänstra massundersökning vagusnerven, stimulering tillämpas på manschetten elektroder framgångsrikt fram ett upphörande av andning och släpp i SpO2. Stimulering av afferenta pulmonell receptor vagala fibrer är känt för att engagera Hering-Breuer reflex, där hämningen av flera andningskärnor i hjärnstammen resulterar i dämpning inspiration18. Således, upphörande av andningen överensstämmer med Hering-Breuer reflex, och den resulterande nedgången i SpO2, ger en enkel test för korrekt elektrod implantation och manschetten funktion i sövda råttor. För att validera den långsiktiga funktionaliteten hos kroniskt implanterade manschettelektroder mättes reflexsvar vid tidpunkten för implantationen och jämfördes med de svar som erhölls hos samma djur sex veckor efter implantation. En andra grupp av råttor var implanteras med VNS manschett elektroder efter beteendemässiga utbildning på en hävstång trycka uppgift. Hos dessa råttor, VNS ihopkopplade med korrekt uppgift prestanda produceras omorganisation av den kortikala motor kartan, överensstämmer med tidigare publiceradestudier 19,20,21,22. Vid tidpunkten för motor när kartläggning under anestesi, som inträffade 5–10 veckor efter anordning implantation, vi validerade vidare manschettfunktion i VNS-behandlade djur genom att bekräfta att VNS framgångsrikt inducerade ett upphörande av andningen och en större än 5% nedgång i SpO2.

De nyligen publicerade protokollen från Childs et al.17 och Rios et al.16 ger en väl validerad utgångspunkt för en förenklad manschetten elektrod fabrication strategi, eftersom denna populära metod har utnyttjats av flera laboratorier genomföra kroniskA VNS studier i gnagare1,2,3,4,5,6,7,8,99,10,11. Den ursprungliga metoden innebär flera hög precision steg för att manipulera de fina mikrotrådar så att manschetten elektrod tillverkning tar över en timme att slutföra, och omfattande utbildning för att utföra tillförlitligt. Det förenklade tillvägagångssätt som beskrivs här kräver betydligt färre material och verktyg och kan slutföras på under en timme av minimalt utbildad personal.

Protocol

Alla förfaranden som beskrivs i detta protokoll utförs i enlighet med NIH Guide för vård och användning av försöksdjur och godkändes av institutionella Djurvård och användning kommittén för University of Texas i Dallas. 1. Stimulerande manschetten elektrod tillverkning Förbered manschetten. Skär med hjälp av ett rakblad en bit av polymerrör 2,5 mm i längd. Sätt in totippars spetsar eller ett gem genom slangarna och använd bladet för att göra en slits på …

Representative Results

Vagus nervmanschett elektroder och headcaps var kroniskt implanteras i råttor enligt tidigare publicerade kirurgiska ingrepp17,19,20,21,22. Före implantation mättes impedans vid 1 kHz tvärs över manschettens ledningar med manschettens slangar nedsänkta i saltlösning (impedans = 1,2 ± 0,17 kΩ [medelvärde ± std]; N = 9). Endast manschetter med impedan…

Discussion

Här beskriver vi en enkel, låg kostnad tillvägagångssätt för montering av kroniskt implanterbara stimulerande manschett elektroder för användning i gnagare, underlätta prekliniska undersökningar av denna framväxande terapi. Denna förenklade metod kräver ingen specialiserad utbildning eller utrustning, och använder ett litet antal verktyg och förnödenheter som är lättillgängliga för de flesta forskningslaboratorier, vilket minskar både de monetära och arbetskostnader för enhetstillverkning jämfört…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete finansierades av University of Texas i Dallas och UT Board of Regents. Vi tackar Solomon Golding, Bilaal Hassan, Marghi Jani och Ching-Tzu Tseng för tekniskt bistånd.

Materials

Biocompatible polyurethane-based polymer tubing, 0.080" OD x 0.040" ID Braintree Scientific MRE080 36 FT
Dissecting microscope AM Scopes #SM-6T-FRL
Fine Serrated Scissors, straight, 22mm cutting edge Fine Science Tools #14058-09 for cutting Pt/Ir wire and suture thread
Forceps, #5 Dumont forceps, straight, 11 cm, 0.1 x 0.06 mm tip Fine Science Tools #11626-11
Forceps, ceramic tipped forceps, 0.3 mm x 30 mm tips Electron Microscopy Sciences #78127-71
Gold Pins, PCB Press Fit Socket Mill-Max #1001-0-15-15-30-27-04-0 or similar small pins for connecting cuff leads to headcap
Isobutane lighter BIC #LCP21-AST for de-insulating Pt/Ir wire
Micro strip connector with latch, 4-pin Omnetics A24002-004 / PS1-04-SS-LT
Pipette tip, 10 uL VWR 89079-464
Platinum-Iridium (90/10%) Wire, 0.001" (diameter) x 9 strands, PTFE insulated Sigmund Cohn 10IR9/49T
Razor Blade, Single Edge, Surgical Carbon Steel No.9 VWR #55411-050 for cutting MicroRenathane tubing
Sewing needle, ca. 4.0 cm length x 0.7 mm diameter (size 6-7) Singer 00276 Smaller needle for threading Pt/Ir wire
Sewing needle, ca. 4.5 cm length x 0.8 mm diameter (size 2-3) Singer 00276 Larger needle for pinning cuff during assembly and for threading suture
Small foam board Juvo+/Amazon B07C9637SJ for fabrication platform; our dimensions are ca. 2.5" x 3.5" x 1" (L x W x H)
Solder, multicore lead-free, 0.38mm diameter Loctite/Multicore #796037
Soldering station Weller WES51 or similar soldering iron compatible with long conical tips (this part has been discontinued)
Soldering tip, long conical, 0.01" / 0.4 mm Weller 1UNF8
Suture, nonabsorbable braided silk ,size 6/0 Fine Science tools #18020-60
UV (405 nm) spot light Henkel/Loctite #2182207
UV Light Cure Adhesive 25 ml Henkel/Loctite AA 3106 or similar biocompatible UV cure adhesive
Wire wrapping wire, 30 AWG Digikey K396-ND

Referências

  1. Koopman, F. A., et al. Vagus nerve stimulation inhibits cytokine production and attenuates disease severity in rheumatoid arthritis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2016).
  2. Levine, Y. A., et al. Neurostimulation of the cholinergic anti-inflammatory pathway ameliorates disease in rat collagen-induced arthritis. PLoS One. , (2014).
  3. Zhang, Y., et al. Chronic vagus nerve stimulation improves autonomic control and attenuates systemic inflammation and heart failure progression in a canine high-rate pacing model. Circulation: Heart Failure. , (2009).
  4. Ganzer, P. D., et al. Closed-loop neuromodulation restores network connectivity and motor control after spinal cord injury. Elife. , (2018).
  5. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training enhances recovery of forelimb function after ischemic stroke in aged rats. Neurobiology of Aging. , (2016).
  6. Khodaparast, N., et al. Vagus nerve stimulation delivered during motor rehabilitation improves recovery in a rat model of stroke. Neurorehabilitation and Neural Repair. , (2014).
  7. Meyers, E. C., et al. Vagus nerve stimulation enhances stable plasticity and generalization of stroke recovery. Stroke. , (2018).
  8. Hays, S. A., et al. Vagus nerve stimulation during rehabilitative training improves functional recovery after intracerebral hemorrhage. Stroke. , (2014).
  9. Farrand, A., et al. Vagus nerve stimulation improves locomotion and neuronal populations in a model of Parkinson’s disease. Brain Stimulationation. , (2017).
  10. Souza, R. R., et al. Vagus nerve stimulation reverses the extinction impairments in a model of PTSD with prolonged and repeated trauma. Stress. , (2019).
  11. Noble, L. J., Souza, R. R., McIntyre, C. K. Vagus nerve stimulation as a tool for enhancing extinction in exposure-based therapies. Psychopharmacology. , (2019).
  12. Childs, J. E., Kim, S., Driskill, C. M., Hsiu, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation during extinction learning reduces conditioned place preference and context-induced reinstatement of cocaine seeking. Brain Stimulationation. , (2019).
  13. Peña, D. F., Engineer, N. D., McIntyre, C. K. Rapid remission of conditioned fear expression with extinction training paired with vagus nerve stimulation. Biological Psychiatry. , (2013).
  14. Childs, J. E., DeLeon, J., Nickel, E., Kroener, S. Vagus nerve stimulation reduces cocaine seeking and alters plasticity in the extinction network. Learning & Memory. , (2017).
  15. Engineer, C. T., et al. Temporal plasticity in auditory cortex improves neural discrimination of speech sounds. Brain Stimulationation. , (2017).
  16. Rios, M., et al. Protocol for Construction of Rat Nerve Stimulation Cuff Electrodes. Methods Protoc. , (2019).
  17. Childs, J. E., et al. Vagus nerve stimulation as a tool to induce plasticity in pathways relevant for extinction learning. Journal of Visualized Experiments. , (2015).
  18. Paintal, A. S. Vagal sensory receptors and their reflex effects. Physiological reviews. , (1973).
  19. Porter, B. A., et al. Repeatedly Pairing Vagus Nerve Stimulation with a Movement Reorganizes Primary Motor Cortex. Cerebral Cortex. 22, 2365-2374 (2011).
  20. Morrison, R. A., et al. Vagus nerve stimulation intensity influences motor cortex plasticity. Brain Stimulationation. , (2018).
  21. Hulsey, D. R., et al. Norepinephrine and serotonin are required for vagus nerve stimulation directed cortical plasticity. Exp. Neurol. , (2019).
  22. Hulsey, D. R., et al. Reorganization of Motor Cortex by Vagus Nerve Stimulation Requires Cholinergic Innervation. Brain Stimulation. 9, 174-181 (2016).
  23. Bouverot, P., Crance, J. P., Dejours, P. Factors influencing the intensity of the breuer-hering inspiration-inhibiting reflex. Respiration Physiology. , (1970).
  24. Fialova, E., Vizek, M., Palecek, F. Inflation reflex in the rat. Physiologia Bohemoslov. , (1975).
  25. Hays, S. A., et al. The bradykinesia assessment task: An automated method to measure forelimb speed in rodents. Journal of Neuroscience Methods. , (2013).
  26. Kim, H., et al. Cuff and sieve electrode (CASE): The combination of neural electrodes for bi-directional peripheral nerve interfacing. Journal of Neuroscience Methods. , (2020).
  27. González-González, M. A., et al. Thin Film Multi-Electrode Softening Cuffs for Selective Neuromodulation. Scientific Reports. , (2018).
  28. Thakur, R., Nair, A. R., Jin, A., Fridman, G. Y. Fabrication of a Self-Curling Cuff with a Soft, Ionically Conducting Neural Interface. Proceedings of the Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, EMBS. , (2019).
  29. Bucksot, J., et al. Flat electrode contacts for vagus nerve stimulation. PLoS One. 14, (2019).
  30. El Tahry, R., et al. Repeated assessment of larynx compound muscle action potentials using a self-sizing cuff electrode around the vagus nerve in experimental rats. Journal of Neuroscience Methods. , (2011).
  31. Bonaz, B., Sinniger, V., Pellissier, S. Anti-inflammatory properties of the vagus nerve: potential therapeutic implications of vagus nerve stimulation. Journal of Physiology. , (2016).
check_url/pt/61128?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Sanchez, C. A., Brougher, J., Rahebi, K. C., Thorn, C. A. Preparation of Peripheral Nerve Stimulation Electrodes for Chronic Implantation in Rats. J. Vis. Exp. (161), e61128, doi:10.3791/61128 (2020).

View Video