Étude du métabolisme des xénobiotiques dans les feuilles de Salix alba par imagerie par spectrométrie de masse
Summary
Cette méthode utilise l’imagerie par spectrométrie de masse (MSI) pour comprendre les processus métaboliques des feuilles de S. alba exposées aux xénobiotiques. La méthode permet la localisation spatiale des composés d’intérêt et de leurs métabolites prédits dans des tissus spécifiques et intacts.
Abstract
La méthode présentée utilise l’imagerie par spectrométrie de masse (MSI) pour établir le profil métabolique des feuilles de S. alba lorsqu’elles sont exposées à des xénobiotiques. À l’aide d’une approche non ciblée, les métabolites végétaux et les xénobiotiques d’intérêt sont identifiés et localisés dans les tissus végétaux afin de découvrir des modèles de distribution spécifiques. Ensuite, la prédiction in silico des métabolites potentiels (c’est-à-dire les catabolites et les conjugués) à partir des xénobiotiques identifiés est effectuée. Lorsqu’un métabolite xénobiotique est situé dans le tissu, le type d’enzyme impliqué dans son altération par la plante est enregistré. Ces résultats ont été utilisés pour décrire différents types de réactions biologiques survenant dans les feuilles de S. alba en réponse à l’accumulation xénobiotique dans les feuilles. Les métabolites ont été prédits en deux générations, permettant la documentation des réactions biologiques successives pour transformer les xénobiotiques dans les tissus foliaires.
Introduction
Les xénobiotiques sont largement distribués dans le monde entier en raison des activités humaines. Certains de ces composés sont solubles dans l’eau et absorbés par le sol1,et entrent dans la chaîne alimentaire lorsqu’ils s’accumulent dans les tissus végétaux2,3,4. Les plantes sont consommées par les insectes et les herbivores, qui sont la proie d’autres organismes. L’ingestion de certains xénobiotiques et leur impact sur la santé d’une plante ont été décrits5,6,7,8,mais seulement récemment au niveau tissulaire9. Par conséquent, on ne sait toujours pas où ni comment le métabolisme des xénobiotiques se produit, ni si des métabolites végétaux spécifiques sont corrélés à l’accumulation de plantes xénobiotiques dans des tissus spécifiques10. De plus, la plupart des recherches ont négligé le métabolisme des xénobiotiques et de leurs métabolites dans les plantes, de sorte que l’on sait peu de choses sur ces réactions dans les tissus végétaux.
Proposé ici est une méthode pour étudier les réactions enzymatiques dans des échantillons biologiques qui peuvent être associés à la localisation tissulaire des substrats et des produits des réactions. La méthode peut dessiner le profil métabolique complet d’un échantillon biologique dans une expérience, car l’analyse n’est pas ciblée et peut être étudiée à l’aide de listes personnalisées d’analytes d’intérêt. Une liste de candidats suivis dans le jeu de données d’origine est fournie. Si un ou plusieurs analytes d’intérêt sont notés dans l’échantillon, la localisation tissulaire spécifique peut fournir des informations importantes sur les processus biologiques connexes. Les analytes d’intérêt peuvent ensuite être modifiés in silico en utilisant les lois biologiques pertinentes pour rechercher d’éventuels produits/métabolites. La liste des métabolites obtenus est ensuite utilisée pour analyser les données originales en identifiant les enzymes impliquées et en localisant les réactions dans les tissus, aidant ainsi à comprendre les processus métaboliques qui se produisent. Aucune autre méthode ne fournit d’informations sur les types de réactions survenant dans les échantillons biologiques, la localisation des composés d’intérêt et leurs métabolites connexes. Cette méthode peut être utilisée sur n’importe quel type de matériel biologique une fois que des tissus frais et intacts sont disponibles et que les composés d’intérêt peuvent être ionisés. Le protocole proposé a été publié dans Villette et al.12 et est détaillé ici pour être utilisé par la communauté scientifique.
Protocol
Representative Results
Discussion
La partie critique de ce protocole est la préparation de l’échantillon: l’échantillon doit être doux et intact. La coupe est la partie la plus difficile, car la température et l’épaisseur de l’échantillon peuvent varier en fonction du type d’échantillon étudié. Les tissus animaux sont généralement homogènes et plus faciles à couper. Les échantillons de plantes incorporent souvent différentes structures et sont donc plus difficiles à garder intacts car la lame rencontre des tissus vasculaires mo…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous remercions Charles Pineau, Mélanie Lagarrigue et Régis Lavigne pour leurs trucs et astuces concernant la préparation d’échantillons pour l’imagerie MALDI d’échantillons de plantes.
Materials
| Cover slips | Bruker Daltonics | 267942 | |
| Cryomicrotome | Thermo Scientific | ||
| Excel | Microsoft corporation | ||
| flexImaging | Bruker Daltonics | ||
| ftmsControl | Bruker Daltonics | ||
| GTX primescan | GX Microscopes | ||
| HCCA MALDI matrix | Bruker Daltonics | 8201344 | |
| ImagePrep | Bruker Daltonics | ||
| ITO-coated slides | Bruker Daltonics | 237001 | |
| M1-embedding matrix | ThermoScientific | 1310 | |
| Metabolite Predict | Bruker Daltonics | ||
| Metaboscape | Bruker Daltonics | ||
| Methanol | Fisher Chemicals | No specific reference needed | |
| MX 35 Ultra blades | Thermo Scientific | 15835682 | |
| Plastic molds | No specific reference needed | ||
| SCiLS Lab | Bruker Daltonics | ||
| SolariX XR 7Tesla | Bruker Daltonics | The method proposed is not limited to this instrument | |
| Spray sheets for ImagePrep | Bruker Daltonics | 8261614 | |
| TFA | Sigma Aldrich | No specific reference needed |
Referências
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