Summary

Translaminar autonom systemmodell for modulering av intraokulært og intrakranielt trykk i humane donorplakatsegmenter

Published: April 24, 2020
doi:

Summary

Vi beskriver og beskriver bruken av det translaminar autonome systemet. Dette systemet bruker det menneskelige bakre segmentet til selvstendig å regulere trykket inne i segmentet (intraokulær) og rundt synsnerven (intrakraniell) for å generere en translaminartrykkgradient som etterligner egenskaper av glaucomatous optisk nevropati.

Abstract

Det er et nåværende udekket behov for en ny preklinisk menneskelig modell som kan målrette sykdomsetiologi ex vivo ved hjelp av intrakranielt trykk (ICP) og intraokulært trykk (IOP) som kan identifisere ulike patogene paradigmer relatert til glaukompatogenese. Ex vivo humant fremre segment perfusjon organkultur modeller har tidligere blitt vellykket brukt og anvendt som effektive teknologier for oppdagelsen av glaukom patogenese og testing av terapeutiske midler. Preklinisk legemiddelscreening og forskning utført på ex vivo humane organsystemer kan oversettes mer til klinisk forskning. Denne artikkelen beskriver i detalj generering og drift av en ny utrops menneskelig translaminartrykkmodell kalt translaminar autonome system (TAS). TAS-modellen kan uavhengig regulere ICP og IOP ved hjelp av humane donor posterior segmenter. Modellen gjør det mulig å studere patogenese på en preklinisk måte. Det kan redusere bruken av levende dyr i oftalmisk forskning. I motsetning til in vitro eksperimentelle modeller, kan optisk nervehode (ONH) vevsstruktur, kompleksitet og integritet også opprettholdes i ex vivo TAS-modellen.

Introduction

Globale anslag i nyere undersøkelser tyder på at 285 millioner mennesker lever med synshemming, inkludert 39 millioner som er blinde1. I 2010 dokumenterte Verdens helseorganisasjon at tre av de ni oppførte ledende årsakene til blindhet forekommer i det bakre segmentet av øyet1. Bakre segment øyesykdommer involverer netthinnen, choroid og optisk nerve2. Netthinnen og synsnerven er sentralnervesystemet (CNS) utvidelser av hjernen. Retinal ganglion celle (RGC) axoner er sårbare for skade fordi de går ut av øyet gjennom synsnerven hodet (ONH) for å danne synsnerven3. ONH er fortsatt det mest sårbare punktet for RGC-axonene på grunn av 3D-maskearbeidet til bindevevsbjelker kalt lamina cribrosa (LC)4. ONH er det første stedet for fornærmelse mot RGC-aksoner i glaukom5,6,7, og genuttrykksendringer innen ONH har blitt studert i okulær hypertensjon og glaukommodeller8,9,10. RGC-aksonene er utsatt ved ONH på grunn av trykkforskjeller mellom det intraokulære rommet, kalt intraokulært trykk (IOP), og innenfor det eksterne perioptiske subarachnoid-rommet, kalt intrakranielt trykk (ICP)11. LC-regionen skiller begge områdene, og opprettholder normale trykkforskjeller, med IOP fra 10-21 mmHg og ICP fra 5-15 mmHg12. Trykkforskjellen gjennom lamina mellom de to kamrene kalles translaminartrykkgradienten (TLPG)13. En stor risikofaktor for glaukom er forhøyet IOP14.

Økt IOP øker belastningen innenfor og over hele laminærregionen6,15,16. Eksperimentelle observasjoner hos mennesker og dyremodeller presenterer ONH som det første stedet for axonal skade17,18. Det biomekaniske paradigmet til IOP-relatert stress og belastning som forårsaker glaucomatous skade ved ONH påvirker også patofysiologien til glauoma19,20,21. Selv om trykkinduserte endringer hos mennesker mekanisk skader RGC-axoner22, kan gnagere som mangler kollagenplater i lamina også utvikle glaukom7,23. I tillegg er forhøyet IOP fortsatt den mest fremtredende risikofaktoren hos primære åpenvinkelglaukompasienter, mens normale spenningsglaukompasienter utvikler glaucomatøs optisk nevropati selv uten forhøyet IOP. Videre er det også en undergruppe av okulære hypertensive pasienter som ikke viser noen optisk nerveskade. Det har også blitt antydet at cerebrospinalvæsketrykk (CSFp) kan spille en rolle i glaukompatogenese. Bevis indikerer at ICP senkes til ~ 5 mmHg hos glaukompasienter sammenlignet med normale individer, og forårsaker dermed økt translaminartrykk og spiller en avgjørende rolle i sykdom24,25. Tidligere ble det demonstrert i en hundemodell, at ved å kontrollere IOP- og CSFp-endringer, kan det være store forskyvninger av den optiske platen26. Heving av CSFp i svineøyne har også vist økt hovedstamme i LC-regionen og retrolaminar nevralt vev. Økt belastning på RGC-ene og LC-regionen bidrar til axonal transportblokkering og tap av RGCer27. Progressiv degenerasjon av RGCer har vært forbundet med tap av trofisk støtte28,29, stimulering av inflammatoriske prosesser / immunregulering30,31, og apoptotiske effektorer29,32,33,34,35. I tillegg forårsaker axonal skade (figur 3) skadelige effekter på RGCene, og utløser regenerativ feil36,37,38,39. Selv om effektene av IOP er godt studert, er det utført minimal forskning på unormale translaminartrykkendringer. De fleste behandlinger for glaukom fokuserer på å stabilisere IOP. Men selv om senking av IOP bremser sykdomsprogresjonen, reverserer den ikke synsfelttap og forhindrer fullstendig tap av RGCer. Forstå trykkrelaterte nevrodegenerative endringer i glaukom vil være avgjørende for å forhindre RGC-død.

Nåværende bevis indikerer at translaminartrykkmoduleringer på grunn av ulike mekaniske, biologiske eller fysiologiske endringer hos pasienter som lider av traumatiske eller nevrodegenerative synshemminger, kan forårsake betydelig synstap. For tiden finnes det ingen sann preklinisk menneskelig bakre segmentmodell som kan tillate studiet av glaucomatous biomekanisk skade i ex vivo human ONH. Observasjon og behandling av det bakre segmentet av øyet er en stor utfordring i oftalmologi27. Det er fysiske og biologiske barrierer for å målrette det bakre øyet, inkludert høye eliminasjonsrater, blodretinal barriere og potensielle immunologiske responser40. De fleste effekt- og sikkerhetstester for nye legemiddelmål oppnås ved hjelp av in vitro cellulære og in vivo dyremodeller41. Okulær anatomi er kompleks, og in vitro-studier etterligner ikke nøyaktig de anatomiske og fysiologiske barrierene som presenteres av vevsmodellsystemer. Selv om dyremodeller er en nødvendighet for farmakokinetiske studier, kan den okulære fysiologien til det menneskelige bakre øyet variere mellom ulike dyrearter, inkludert cellulær anatomi i netthinnen, vaskulaturen og ONH41,42.

Bruk av levende dyr krever intensive og detaljerte etiske forskrifter, høy økonomisk forpliktelse og effektiv reproduserbarhet43. Nylig har det oppstått flere andre retningslinjer for etisk bruk av dyr i eksperimentell forskning44,45,46. Et alternativ til dyreforsøk er bruk av ex vivo menneskelige øyemodeller for å undersøke sykdomspatogenese og potensiell analyse av legemidler for å beskytte ONH-skade. Humant postmortem vev er en verdifull ressurs for å studere menneskelige sykdomsparadigmer, spesielt når det gjelder menneskelige nevrodegenerative sykdommer, fordi identifisering av potensielle stoffer utviklet i dyremodeller krever at behovet for å kunne oversettes til mennesker47. Ex vivo human donor vev har blitt mye brukt til studiet av menneskelige lidelser47,48,49, og humant fremre segmentet perfusjon organ kultursystemer har tidligere gitt en unik ex vivo modell for å studere patofysiologi av forhøyet IOP50,51,52.

For å studere translaminartrykk relatert til IOP og ICP i menneskelige øyne, designet og utviklet vi vellykket et tokammertranslaminar autonomt system (TAS) som selvstendig kan regulere IOP og ICP ved hjelp av bakre segmenter fra menneskelige donorøyne. Det er den første ex vivo menneskelige modellen som studerer translaminartrykk og utnytter de biomekaniske effektene av TLPG på ONH.

Denne ex vivo menneskelige TAS-modellen kan brukes til å oppdage og klassifisere cellulære og funksjonelle modifikasjoner som oppstår på grunn av kronisk forhøyelse av IOP eller ICP. I denne rapporten beskriver vi den trinnvise protokollen for dissekering, oppsett og overvåking av TAS human posterior segmentmodell. Protokollen vil tillate andre forskere å effektivt reprodusere denne nye ex vivo trykksatte menneskelige bakre segmentmodellen for å studere biomekanisk sykdomspatogenese.

Protocol

Øyne ble oppnådd i henhold til bestemmelsene i Helsinkideklarasjonen for forskning som involverer menneskelig vev. MERK: Øyne fra anerkjente øyebanker (f.eks. Lions Eye Institute for Transplant, Research, Tampa FL) ble høstet innen 6-12 timer etter død og donorserum ble testet for hepatitt B, hepatitt C og humant immunsviktvirus 1 og 2. Når de ble mottatt, ble øynene dissekert og satt opp i TAS-modellen innen 24 timer. Eksklusjonskriterier inkluderte enhver okulær patologi. Øyne ble …

Representative Results

Design og opprettelse av det autonome translaminarsystemetTranslaminar trykkforskjell er en potensiell nøkkelmekanisme i patogenesen av ulike sykdommer, inkludert glaukom. Bruksområder for modellen som er beskrevet inkluderer, men er ikke begrenset til, studiet av glaukom (forhøyet IOP, kanskje redusert ICP), traumatisk hjerneskade (forhøyet ICP) og langvarig eksponering for mikrogravitetsrelatert synshemming (forhøyet ICP, forhøyet IOP). For å bidra til å oppdage molekylær patogenese rettet…

Discussion

Humant postmortem vev er en spesielt verdifull ressurs for å studere menneskelige nevrodegenerative sykdommer fordi identifisering av potensielle legemidler utviklet i dyremodeller må oversettes til mennesker47. Effektene av menneskelig IOP-høyde er veletablerte, men det er utført minimal forskning på unormale ONH-translaminartrykkendringer. Selv om det finnes flere dyremodeller og endelig modellering av menneskelig ONH, finnes det ingen ex vivo menneskelig modell for å studere translaminart…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Støtten til dette prosjektet var gjennom skjønnsmessige midler fra Dr. Colleen M. McDowell. Dette arbeidet ble delvis støttet av et ubegrenset tilskudd fra Research to Prevent Blindness, Inc. til UW Madison Department of Ophthalmology and Visual Sciences. Vi takker Dr. Abbot F. Clark og Weiming Mao for deres tekniske hjelp med perfusjonsorgankulturmodellen. Vi takker Lions Eye Institute for Transplant and Research (Tampa, FL) for å ha gitt de menneskelige donorøyne.

Materials

#122, 1-1/8" Inside x 1-5/16" Outside Diam, Viton O-Ring, 3/32" Thick,
755 Durometer 50 Pack
Amazon B07DRGPPZJ
114 Buna-N O-Ring, 70A Durometer, Black, 5/8" ID, 13/16" OD, 3/32" Width (Pack of 100) Amazon B000FMYRHK
30 mL Syringes without Needle Vitality Medical 302832
3-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks, Swivel Male Luer Lock, Vented Cap QOSINA 2C6201
4-40 X 1/2 PH PAN MS SS/CHROME & appropriate sized phillips screwdriver Brikksen Stainless Steel Fastners PPMSSSCH4C.5  
ANPROLENE 16 LARGE AMPULE Fisher Scientific NC9085343  
Betadine Purdue PUR1815001EACH  
Corning 100 x 20mm tissue-culture treated culture dishes Sigma-Aldrich CLS430167-100EA  
Corning L-glutamine Solution Fisher Scientific MT25005CI
Covidien 3033 Curity Gauze Sponge, 4" x 4", 12-Ply, Sterile, 1200/CS Med Plus Medical Supply COV-3033-CS
Dressing Forceps Delicate Curved (serrated) Katena K5-4010
Dumont #5 – Fine Forceps F.S.T. 11254-20
Eye Scissors Standard Curved Katena K4-7410
Falcon 150 x 15mm Plain Sterile Disposable Petri Dishes Capitol Scientific 351058
Fisherbrand 4 oz. Specimen Containers Fisher Scientific 16-320-730
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-54
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-55
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher Scientific 01-812-58
HyClone Dulbecco's Modified Eagles Medium Fisher Scientific SH3024302
HyClone Penicillin Streptomycin 100X Solution Fisher Scientific SV30010
Hydrophilic Filter with Female Luer Lock Inlet, Male Luer Slip Outlet, Blue and Clear Qosina 28217
Hydrostatic pressure transducers, DELTRAN ® II, Catalog # DPT-200 with a 3CC/HR flow rate AD instruments DPT-200
JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5" NT Premium Series Dispensing Tip 50/Box Jenson Global JG15-0.5HPX 15
Keyence B2‐X710 microscope Keyence B2-X710
LabChart 8 AD instruments LabChart 8
Leica ST5020 Multi-stainer Leica ST5020
Non-Vented Universal Luer Lock Cap, White QOSINA 65811
Octal Bridge Amp (Model # FE228) AD instruments FE228
Pharmco Products ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF Fisher Scientific NC1675398
Phosphate Buffered Solution (PBS) Sigma-Aldrich D8537-500ML
PowerLab 8/35 (Model # PL3508) AD instruments PL3508
ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI ThermoFisher P36935
Push-to-Connect Tube Fitting for Air and Water Straight Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 NPT Male McMAster-Carr 7880T113
Push-to-Connect Tube Fitting with Universal Thread for Air and Water, Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 Pipe McMAster-Carr 51235K101
Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Flexible Tubing 500 ft. Fisher Scientific 14-171-268
Superblock T20 Fisher Scientific PI37536
Surgical Scissors – Sharp-Blunt F.S.T. 14001-14
Tissue Forceps Delicate 1×2 Teeth Curved Katena K5-4110
Translaminar Autonomous System (TAS) University of North Texas Health Science Center N/A
USA Size 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer, Black, Buna-N
(NBR, Nitrile, Buna)
Marco Rubber & Plastics B1000-030

Referências

  1. Pascolini, D., Mariotti, S. P. Global estimates of visual impairment: 2010. The British Journal of Ophthalmology. 96 (5), 614-618 (2012).
  2. Bastawrous, A., et al. Posterior segment eye disease in sub-Saharan Africa: review of recent population-based studies. Tropical Medicine & International Health. 19 (5), 600-609 (2014).
  3. Morgan, J. E. Circulation and axonal transport in the optic nerve. Eye. 18 (11), 1089-1095 (2004).
  4. Burgoyne, C. F. A biomechanical paradigm for axonal insult within the optic nerve head in aging and glaucoma. Experimental Eye Research. 93 (2), 120-132 (2011).
  5. Quigley, H. A., Addicks, E. M. Chronic experimental glaucoma in primates. II. Effect of extended intraocular pressure elevation on optic nerve head and axonal transport. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 19 (2), 137-152 (1980).
  6. Quigley, H. A., Addicks, E. M., Green, W. R., Maumenee, A. E. Optic nerve damage in human glaucoma. II. The site of injury and susceptibility to damage. Archives of Ophthalmology. 99 (4), 635-649 (1981).
  7. Howell, G. R., et al. Axons of retinal ganglion cells are insulted in the optic nerve early in DBA/2J glaucoma. The Journal of Cell Biology. 179 (7), 1523-1537 (2007).
  8. Johnson, E. C., Jia, L., Cepurna, W. O., Doser, T. A., Morrison, J. C. Global changes in optic nerve head gene expression after exposure to elevated intraocular pressure in a rat glaucoma model. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 48 (7), 3161-3177 (2007).
  9. Howell, G. R., et al. Molecular clustering identifies complement and endothelin induction as early events in a mouse model of glaucoma. Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1429-1444 (2011).
  10. Qu, J., Jakobs, T. C. The Time Course of Gene Expression during Reactive Gliosis in the Optic Nerve. PloS one. 8 (6), 67094 (2013).
  11. Berdahl, J. P., Fautsch, M. P., Stinnett, S. S., Allingham, R. R. Intracranial pressure in primary open angle glaucoma, normal tension glaucoma, and ocular hypertension: a case-control study. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 49 (12), 5412-5418 (2008).
  12. Berdahl, J. P., Allingham, R. R. Intracranial pressure and glaucoma. Current Opinion in Ophthalmology. 21 (2), 106-111 (2010).
  13. Morgan, W. H., et al. The correlation between cerebrospinal fluid pressure and retrolaminar tissue pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 39 (8), 1419-1428 (1998).
  14. Leske, M. C., Connell, A. M., Wu, S. Y., Hyman, L. G., Schachat, A. P. Risk factors for open-angle glaucoma. The Barbados Eye Study. Archives of Ophthalmology. 113 (7), 918-924 (1995).
  15. Quigley, H. A., Green, W. R. The histology of human glaucoma cupping and optic nerve damage: clinicopathologic correlation in 21 eyes. Ophthalmology. 86 (10), 1803-1830 (1979).
  16. Burgoyne, C. F., Downs, J. C., Bellezza, A. J., Hart, R. T. Three-dimensional reconstruction of normal and early glaucoma monkey optic nerve head connective tissues. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 45 (12), 4388-4399 (2004).
  17. Diekmann, H., Fischer, D. Glaucoma and optic nerve repair. Cell and Tissue Research. 353 (2), 327-337 (2013).
  18. Nickells, R. W., Howell, G. R., Soto, I., John, S. W. Under pressure: cellular and molecular responses during glaucoma, a common neurodegeneration with axonopathy. Annual Review of Neuroscience. 35, 153-179 (2012).
  19. Burgoyne, C. F., Downs, J. C. Premise and prediction-how optic nerve head biomechanics underlies the susceptibility and clinical behavior of the aged optic nerve head. Journal of Glaucoma. 17 (4), 318-328 (2008).
  20. Sigal, I. A., Ethier, C. R. Biomechanics of the optic nerve head. Experimental Eye Research. 88 (4), 799-807 (2009).
  21. Sigal, I. A., Flanagan, J. G., Tertinegg, I., Ethier, C. R. Modeling individual-specific human optic nerve head biomechanics. Part I: IOP-induced deformations and influence of geometry. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 8 (2), 85-98 (2009).
  22. Morgan, J. E., Jeffery, G., Foss, A. J. Axon deviation in the human lamina cribrosa. The British Journal of Ophthalmology. 82 (6), 680-683 (1998).
  23. Danias, J., et al. Quantitative analysis of retinal ganglion cell (RGC) loss in aging DBA/2NNia glaucomatous mice: comparison with RGC loss in aging C57/BL6 mice. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 44 (12), 5151-5162 (2003).
  24. Berdahl, J. P., Allingham, R. R., Johnson, D. H. Cerebrospinal fluid pressure is decreased in primary open-angle glaucoma. Ophthalmology. 115 (5), 763-768 (2008).
  25. Fleischman, D., Allingham, R. R. The role of cerebrospinal fluid pressure in glaucoma and other ophthalmic diseases: A review. Saudi Journal of Ophthalmology. 27 (2), 97-106 (2013).
  26. Morgan, W. H., et al. Optic disc movement with variations in intraocular and cerebrospinal fluid pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 43 (10), 3236-3242 (2002).
  27. Feola, A. J., et al. Deformation of the Lamina Cribrosa and Optic Nerve Due to Changes in Cerebrospinal Fluid Pressure. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (4), 2070-2078 (2017).
  28. Koeberle, P. D., Bahr, M. Growth and guidance cues for regenerating axons: where have they gone. Journal of Neurobiology. 59 (1), 162-180 (2004).
  29. Kermer, P., Klocker, N., Bahr, M. Neuronal death after brain injury. Models, mechanisms, and therapeutic strategies in vivo. Cell and Tissue Research. 298 (3), 383-395 (1999).
  30. Koeberle, P. D., Gauldie, J., Ball, A. K. Effects of adenoviral-mediated gene transfer of interleukin-10, interleukin-4, and transforming growth factor-beta on the survival of axotomized retinal ganglion cells. Neurociência. 125 (4), 903-920 (2004).
  31. Kipnis, J., et al. Neuronal survival after CNS insult is determined by a genetically encoded autoimmune response. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 21 (13), 4564-4571 (2001).
  32. Isenmann, S., Wahl, C., Krajewski, S., Reed, J. C., Bahr, M. Up-regulation of Bax protein in degenerating retinal ganglion cells precedes apoptotic cell death after optic nerve lesion in the rat. The European Journal of Neuroscience. 9 (8), 1763-1772 (1997).
  33. Kermer, P., et al. Caspase-9: involvement in secondary death of axotomized rat retinal ganglion cells in vivo. Brain research. Molecular Brain Research. 85 (1-2), 144-150 (2000).
  34. Kermer, P., Klocker, N., Labes, M., Bahr, M. Inhibition of CPP32-like proteases rescues axotomized retinal ganglion cells from secondary cell death in vivo. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 18 (12), 4656-4662 (1998).
  35. Kikuchi, M., Tenneti, L., Lipton, S. A. Role of p38 mitogen-activated protein kinase in axotomy-induced apoptosis of rat retinal ganglion cells. The Journal of Neuroscience : The Official Journal of the Society for Neuroscience. 20 (13), 5037-5044 (2000).
  36. Barron, K. D., Dentinger, M. P., Krohel, G., Easton, S. K., Mankes, R. Qualitative and quantitative ultrastructural observations on retinal ganglion cell layer of rat after intraorbital optic nerve crush. Journal of Neurocytology. 15 (3), 345-362 (1986).
  37. Misantone, L. J., Gershenbaum, M., Murray, M. Viability of retinal ganglion cells after optic nerve crush in adult rats. Journal of Neurocytology. 13 (3), 449-465 (1984).
  38. Bahr, M. Live or let die – retinal ganglion cell death and survival during development and in the lesioned adult CNS. Trends in Neurosciences. 23 (10), 483-490 (2000).
  39. Klocker, N., Zerfowski, M., Gellrich, N. C., Bahr, M. Morphological and functional analysis of an incomplete CNS fiber tract lesion: graded crush of the rat optic nerve. Journal of Neuroscience Methods. 110 (12), 147-153 (2001).
  40. Del Amo, E. M., et al. Pharmacokinetic aspects of retinal drug delivery. Progress in Retinal and Eye Research. 57, 134-185 (2017).
  41. Rousou, C., et al. A technical protocol for an experimental ex vivo model using arterially perfused porcine eyes. Experimental Eye Research. 181, 171-177 (2019).
  42. Vézina, M. . Assessing Ocular Toxicology in Laboratory Animals. , 1-21 (2012).
  43. de Boo, J., Hendriksen, C. Reduction strategies in animal research: a review of scientific approaches at the intra-experimental, supra-experimental and extra-experimental levels. Alternatives to Laboratory Animals. 33 (4), 369-377 (2005).
  44. Kirk, R. G. W. Recovering The Principles of Humane Experimental Technique: The 3Rs and the Human Essence of Animal Research. Science, Technology, & Human Values. 43 (4), 622-648 (2018).
  45. Burden, N., Chapman, K., Sewell, F., Robinson, V. Pioneering better science through the 3Rs: an introduction to the national centre for the replacement, refinement, and reduction of animals in research (NC3Rs). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (2), 198-208 (2015).
  46. Singh, J. The national centre for the replacement, refinement, and reduction of animals in research. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 3 (1), 87-89 (2012).
  47. White, K., et al. Effect of Postmortem Interval and Years in Storage on RNA Quality of Tissue at a Repository of the NIH NeuroBioBank. Biopreservation and Biobanking. 16 (2), 148-157 (2018).
  48. Ervin, J. F., et al. Postmortem delay has minimal effect on brain RNA integrity. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 66 (12), 1093-1099 (2007).
  49. Heinrich, M., Matt, K., Lutz-Bonengel, S., Schmidt, U. Successful RNA extraction from various human postmortem tissues. International Journal of Legal Medicine. 121 (2), 136-142 (2007).
  50. Johnson, D. H., Tschumper, R. C. Human trabecular meshwork organ culture. A new method. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 28 (6), 945-953 (1987).
  51. Gottanka, J., Chan, D., Eichhorn, M., Lutjen-Drecoll, E., Ethier, C. R. Effects of TGF-beta2 in perfused human eyes. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 45 (1), 153-158 (2004).
  52. Pang, I. H., McCartney, M. D., Steely, H. T., Clark, A. F. Human ocular perfusion organ culture: a versatile ex vivo model for glaucoma research. Journal of Glaucoma. 9 (6), 468-479 (2000).
  53. Aryee, M. J., Gutierrez-Pabello, J. A., Kramnik, I., Maiti, T., Quackenbush, J. An improved empirical bayes approach to estimating differential gene expression in microarray time-course data: BETR (Bayesian Estimation of Temporal Regulation). BMC Bioinformatics. 10, 409 (2009).
  54. Feola, A. J., et al. Finite Element Modeling of Factors Influencing Optic Nerve Head Deformation Due to Intracranial Pressure. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 57 (4), 1901-1911 (2016).
  55. Downs, J. C. Optic nerve head biomechanics in aging and disease. Experimental Eye Research. 133, 19-29 (2015).
  56. Downs, J. C., Roberts, M. D., Burgoyne, C. F. Mechanical environment of the optic nerve head in glaucoma. Optometry and Vision Science. 85 (6), 425-435 (2008).
  57. Downs, J. C., et al. Viscoelastic characterization of peripapillary sclera: material properties by quadrant in rabbit and monkey eyes. Journal of Biomechanical Engineering. 125 (1), 124-131 (2003).
  58. Wagner, A. H., et al. Exon-level expression profiling of ocular tissues. Experimental Eye Research. 111, 105-111 (2013).
  59. Pels, E., Beele, H., Claerhout, I. Eye bank issues: II. Preservation techniques: warm versus cold storage. International Ophthalmology. 28 (3), 155-163 (2008).
  60. Reinhard, K., et al. Hypothermia Promotes Survival of Ischemic Retinal Ganglion Cells. Investigative Ophthalmology, Visual Science. 57 (2), 658-663 (2016).
check_url/pt/61006?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Sharma, T. P., Curry, S. M., Lohawala, H., McDowell, C. Translaminar Autonomous System Model for the Modulation of Intraocular and Intracranial Pressure in Human Donor Posterior Segments. J. Vis. Exp. (158), e61006, doi:10.3791/61006 (2020).

View Video