Wir beschreiben ein Modell der heterotopischen Bauchherztransplantation bei Ratten, was Veränderungen der aktuellen Strategien impliziert, die zu einem vereinfachten chirurgischen Ansatz führen. Zusätzlich beschreiben wir ein neuartiges Abstoßungsmodell durch In-Ear-Injektion lebenswichtiger Herzmuskelzellen, das weitere transplantierte immunologische Analysen bei Ratten ermöglicht.
Die heterotopische Herztransplantation bei Ratten ist seit mehr als 50 Jahren ein häufig verwendetes Modell für verschiedene immunologische Studien. Seit der ersten Beschreibung im Jahr 1964 wurden mehrere Änderungen gemeldet. Nach 30 Jahren heterotopischer Herztransplantation bei Ratten haben wir einen vereinfachten chirurgischen Ansatz entwickelt, der ohne weitere chirurgische Ausbildung oder Hintergrund leicht gelehrt und durchgeführt werden kann.
Nach der Zerlegung der aufsteigenden Aorta und der Lungenarterie und Ligation der überlegenen und minderwertigen Kavaliers- und Lungenvenen wird das Spenderherz geerntet und anschließend mit eiskalter Kochlösung ergänzt mit Heparin durchtränkt. Nach dem Spannen und Einschneiden der Empfänger-Bauchgefäße werden die aufsteigende Aorta und die Lungenarterie des Spenders mit kontinuierlichlaufenden Nähten an die Bauchaorta bzw. die inferiorven cava des Empfängers angeglüst.
Je nach verschiedenen Spender-Empfänger-Kombinationen ermöglicht dieses Modell Analysen der akuten oder chronischen Abstoßung von Allografts. Die immunologische Bedeutung dieses Modells wird durch einen neuartigen Ansatz der In-Ear-Injektion lebenswichtiger Herzmuskelzellen und der anschließenden Analyse der Entwässerung von zervikalen Lymphgewebes noch verstärkt.
Die heterotopische Herztransplantation ist ein häufig verwendetes experimentelles Modell für verschiedene Untersuchungen in Bezug auf Transplantationstoleranz, akute und chronische Allograft-Abstoßung, Ischämie-Reperfusionsverletzung, maschinelle Perfusion oder Herzumbau. Unter anderem kann die Transplantatfunktion nichtinvasiv durch Palpation überwacht werden und Transplantatversagen führt nicht zu einer vitalen Beeinträchtigung des Empfängers im Gegensatz zu anderen Organen, wie Nieren oder Lebern.
1964 beschrieben Abbott et al. zunächst die heterotopische Bauchherztransplantation bei Ratten1. Später, 1966, wurde die End-to-Side-Technik für Anastomosen von Tomita et al.2beschrieben. Die Grundlagen für das derzeit verwendete Modell wurden von Ono und Lindsey im Jahr 1969berichtet 3. In den letzten Jahrzehnten wurden mehrere Modifikationen veröffentlicht, um verschiedene Arten von entladenen, teilweise geladenen oder geladenen linksventrikulären Herztransplantaten zu erstellen, einschließlich kombinierter heterotopischer Herz-Lungen-Transplantation4,5,6. Für immunologische Analysen wird am häufigsten eine nicht volumenbelastete Herztransplantattransplantation durchgeführt. In diesem Fall gelangt der Blutfluss retrograd in die aufsteigende Aorta des Spenders und anschließend in die Herzkranzgefäße. Die venöse Drainage erfolgt entlang der koronaren Sinus in den rechten Vorhof und Ventrikel (Abbildung 1A-B). Daher ist die linke Herzkammer vom Blutfluss ausgeschlossen, abgesehen von marginalen Blutmengen aus Thebesian Venen. Dies macht es auch zu einem nützlichen Modell für die Untersuchung der pathophysiologischen Mechanismen während der linksventrikulären Assist-Gerätetherapie7.
Heterotopische Herztransplantation wurde bei verschiedenen Arten durchgeführt, einschließlich Mäusen, Kaninchen, Schweinen und wurde sogar als uni- oder biventrikuläre Sanitoren beimMenschen8,9,10,11verwendet. Die Ratte stellt immer noch ein beliebtes Versuchstier für Transplantationsmodelle dar, zumal die Transplantat-Überlebenszeiten für verschiedene Rattenstammkombinationen in der Vergangenheit gut definiert waren und eine große Anzahl immunologischer Reagenzien zugänglich sind12,13. Im Gegensatz zu Mäusen sind Ratten größer, was eine Operation und den Zugang zu Lymphgewebe für immunologische Analysen praktikabler macht12. Darüber hinaus wird die Einführung kommerzieller Klontechnologien bei Ratten in den letzten Jahren höchstwahrscheinlich zu einem wiederkehrenden Interesse an experimentellen Rattenmodellen führen14.
Im Allgemeinen können heterotopische Herztransplantate entweder durch Hals- oder Bauchanastomose an den Empfängergefäßen befestigt werden. Einige Studien deuten jedoch darauf hin, dass eine femorale Anastomose eine verbesserte Überwachung durch einen besseren Zugang für manuelle Palpation oder transfemorale Echokardiographie ermöglicht und somit eine genauere Erkennung von Transplantatversagen15,16ermöglicht.
Es hat sich gezeigt, dass es keinen Unterschied in Bezug auf Die Operationszeit, Komplikationsrate, Ergebnis und Transplantat-Überlebenszeit zwischen beiden Anastomose-Techniken17gibt. Natürlich muss die Verfügbarkeit einer ausreichenden Anzahl von entwässernden Lymphknoten als Vorteil der zervikalen Anastomose erwähnt werden; allerdings sind längere Ausbildungszeiten erforderlich. Im Gegensatz dazu ist die Bauchanastomose weniger kompliziert und ebenso wertvoll für immunologische Untersuchungen, insbesondere in Kombination mit Ergebnissen einer neuartigen Methode der In-Ear-Injektion allogener Herzmuskelzellen und der anschließenden zervikalen Lymphadenektomie. Eine Kombination beider Modelle bietet ein breites Spektrum postinterventionaler immunologischer Analysen.
Das folgende Protokoll bezieht sich auf die Bedienung bei Paaren von Chirurgen, um die Ischämiezeit zu reduzieren. Alle Experimente können jedoch von einer einzigen Person durchgeführt werden. Die Einrichtung von Instrumenten und Materialien für die Herzexplantation und Implantation ist in Abbildung 2A-Bdargestellt.
Die zuvor beschriebene Methode der heterotopischen Herztransplantation bei Ratten basiert hauptsächlich auf der Beschreibung von Ono und Lindsey im Jahr 19693. Seitdem wurden mehrere Modifikationen in verschiedenen Arten eingeführt, was zu einer großen Vielfalt dieses Modells führt. Durch die Kombination mehrerer dieser Modifikationen und die Einführung unserer eigenen Erfahrung, die sich aus über 30 Jahren heterotopischer Herztransplantationen im Labor ergibt, haben wir einen praktikablen c…
The authors have nothing to disclose.
Wir danken Britta Trautewig, Corinna Löbbert und Ingrid Meder für ihr Engagement.
Anesthesia device (including isoflurane vaporizer) | Summit Anesthesia Solutions | No Catalog Number available | |
Cannula (27 G) | BD Microlance | 302200 | |
Carprofen | Pfizer | Rimadyl 50 mg/mL | |
Cellstar Tubes (15 mL) | GreinerBioOne | 188271 | |
Cell strainer (40 µm) | BD Falcon | 2271680 | |
Collagenase Type CLSII | Biochrome | C2-22 | |
Compresses 5×5 cm | Fuhrmann | 31501 | |
Compresses 7.5×7.5 cm | Fuhrmann | 31505 | |
Cotton swabs | Heinz Herenz Medizinalbedarf | 1032128 | |
Dexpathenol (5 %) | Bayer | "Bepanthen" | |
DPBS BioWhittaker | Lonza | 17-512F | |
Forceps | B. Braun | Aesculap BD557R | |
Forceps | B. Braun | Aesculap BD313R | |
Forceps | B. Braun | Aesculap BD35 | |
Heating mat | Gaymar Industries | "T/Pump" | |
Hemostatic gauze | Ethicon | Tabotamp | |
Heparin-Natrium 25 000 I.E. | Ratiopharm | No Catalog Number available | |
Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
Large-pored sieve (stainless steel) | Forschungswerkstätten Hannover Medical School | No Catalog Number available | |
Lidocaine | Astra Zeneca | 2 % Xylocain | |
Metamizol-Natrium | Ratiopharma | Novaminsulfon 500 mg/mL | |
Micro forceps | B. Braun | Aesculap BD3361 | |
Micro needle holder | Codman, Johnson & Johnson Medical | Codmann 80-2003 | |
Micro needle holder | B. Braun | Aesculap BD336R | |
Micro needle holder | B. Braun | Aesculap FD241R | |
Micro scissors | B. Braun | Aesculap FD101R | |
Micro scissors | B. Braun | Aesculap FM471R | |
Needle holder | B. Braun | Aesculap BM221R | |
Penicillin/Streptomycin/Glutamine (100x) | PAA | P11-010 | |
Peripheral venous catheter (18 G) | B. Braun | 4268334B | |
Peripheral venous catheter (22 G) | B. Braun | 4268091B | |
Probe pointed scissors | B. Braun | Aesculap BC030R | |
Retractors | Forschungswerkstätten Hannover Medical School | No Catalog Number available | |
RPMI culture medium | Lonza | BE12-702F | |
Saline solution (NaCl 0.9 %) | Baxter | No Catalog Number available | |
Scissors | B. Braun | Aesculap BC414 | |
Surgical microscope | Carl-Zeiss | OPMI-MDM | |
Sutures (anastomoses) | Catgut | Mariderm 8-0 monofil | |
Sutures (ligature) | Resorba | Silk 5-0 polyfil | |
Sutures (skin, fascia) | Ethicon | Mersilene 3-0 | |
Syringe (1 mL) | B. Braun | 9166017V | |
Syringe (10 mL) | B. Braun | 4606108V | |
Syringe (20 mL) | B. Braun | 4606205V | |
Vascular clamp | B. Braun | Aesculap FB708R |