Summary

Un modello immunologico per il trapianto di cellule cardiache e cardiache cardiache cardiache cardiache cardiache cardiache

Published: May 08, 2020
doi:

Summary

Descriviamo un modello di trapianto di cuore addominale eterotopico nei ratti, implicando modifiche delle strategie attuali, che portano a un approccio chirurgico semplificato. Inoltre, descriviamo un nuovo modello di rigetto mediante iniezione in-ear di cellule muscolari cardiache vitali, consentendo ulteriori analisi immunologiche dei trapianti nei ratti.

Abstract

Il trapianto di cuore eterotopico nei ratti è stato un modello comunemente usato per diversi studi immunologici per più di 50 anni. Dalla prima descrizione del 1964 sono state segnalate diverse modifiche. Dopo 30 anni di esecuzione trapianto di cuore eterotopico nei ratti, abbiamo sviluppato un approccio chirurgico semplificato, che può essere facilmente insegnato ed eseguito senza ulteriore formazione chirurgica o sfondo.

Dopo la dissezione dell’aorta ascendente e l’arteria polmonare e la legatura delle vene cavalleria e polmonare superiori e inferiori, il cuore del donatore viene raccolto e successivamente perfuso con soluzione salina ghiacciata integrata con eparina. Dopo aver bloccato e incitato i vasi addominali ricitati, l’aorta ascendente del donatore e l’arteria polmonare vengono anastomused all’aorta addominale ricevente e vena cava inferiore, rispettivamente, utilizzando suture di corsa continue.

A seconda delle diverse combinazioni donatore-ricevente, questo modello consente di analizzare il rifiuto acuto o cronico degli alloinnesti. Il significato immunologico di questo modello è ulteriormente rafforzato da un nuovo approccio di iniezione nell’orecchio di cellule muscolari cardiache vitali e dalla successiva analisi del tessuto linfatico cervicale drenante.

Introduction

Il trapianto di cuore eterotopico è un modello sperimentale spesso usato per diverse indagini riguardanti la tolleranza ai trapianti, il rigetto degli alloinnesti acuti e cronici, la lesione da ischemia-reperfusione, la perfusione di macchine o il rimodellamento cardiaco. Tra gli altri vantaggi, la funzione di innesto può essere monitorata in modo non invasivo dalla palpazione e l’insufficienza dell’innesto non comporta una compromissione vitale del ricevente in contrasto con altri organi, come reni o fegati.

Nel 1964, Abbott et al. inizialmente descrisse il trapianto di cuore addominale eterotopico nei ratti1. Più tardi, nel 1966, la tecnica end-to-side per le anastomosi è stata descritta da Tomita et al.2. Le basi per il modello attualmente utilizzato sono state riportate da Ono e Lindsey nel 19693. Nel corso degli ultimi decenni, sono state pubblicate diverse modifiche per creare diversi tipi di innesti cardiaci ventricolari lasciati scaricati, parzialmente caricati o caricati, tra cui il trapianto combinato di cuore eterotopico4,5,6. Per le analisi immunologiche, un trapianto di innesto cardiaco caricato non in volume viene più comunemente eseguito. In questo caso, il flusso sanguigno entra retrogradamente nell’aorta ascendente del donatore e successivamente nelle arterie coronarie. Il drenaggio venoso si verifica lungo il seno coronarico nell’atrio destro e nel ventricolo (Figura 1A-B). Pertanto, il ventricolo sinistro è escluso dal flusso sanguigno, a parte le quantità marginali di sangue dalle vene tebesi. Questo lo rende anche un modello utile per studiare i meccanismi patofisiologici durante la terapia dispositivo di assistenza ventricolare sinistra7.

Il trapianto di cuore eterotopico è stato eseguito in varie specie tra cui topi, conigli, maiali ed è stato anche utilizzato come dispositivo di assistenza uni- o biventricolare in esseri umani8,9,10,11. Il ratto rappresenta ancora un popolare animale sperimentale per i modelli di trapianto, soprattutto perché i tempi di sopravvivenza dell’innesto per diverse combinazioni di ceppo di ratto sono stati ben definiti in passato e un gran numero di reagenti immunologici sono accessibili12,13. A differenza dei topi, i ratti sono più grandi rendendo la chirurgia e l’accesso al tessuto linfatico per analisi immunologiche più fattibile12. Inoltre, l’introduzione di tecnologie di clonazione commerciale nei ratti negli ultimi anni porterà molto probabilmente ad un interesse ricorrente per i modelli sperimentali di ratto14.

In generale, gli innesti cardiaci eterotopici possono essere attaccati ai vasi riceventi eseguendo anastomosi cervicale o addominale. Tuttavia, alcuni studi suggeriscono che un anastomosi femorale facilita un migliore monitoraggio grazie a un migliore accesso per la palpazione manuale o l’ecocardiografia transfemorale e permette quindi un rilevamento più preciso del fallimento dell’innesto15,16.

È stato dimostrato che non vi è alcuna differenza per quanto riguarda il tempo di funzionamento, il tasso di complicanza, il risultato e il tempo di sopravvivenza dell’innesto tra entrambe le tecniche di anastomosis17. Chiaramente, la disponibilità di un numero sufficiente di linfonodi drenanti deve essere menzionata come un beneficio dell’anastomosi cervicale; tuttavia, sono necessari periodi di formazione più lunghi. Al contrario, l’anastomosi addominale è meno complicata e altrettanto preziosa per le indagini immunologiche, soprattutto se combinata con i risultati di un nuovo metodo di iniezione in orecchio di cellule muscolari cardiache allogeniche e successiva linfadenectomia cervicale. Una combinazione di entrambi i modelli offre un ampio spettro di analisi immunologiche post-interventistiche.

Il seguente protocollo si riferisce al funzionamento in coppie di chirurghi al fine di ridurre il tempo di ischemia. Tuttavia, tutti gli esperimenti possono essere eseguiti da una singola persona. L’installazione di strumenti e materiali per l’espianto e l’impianto del cuore è esposta nella figura 2A-B.

Protocol

Tutte le esperienze sugli animali sono state effettuate secondo le linee guida del comitato locale Ethics Animal Review Board delle autorità regionali per la protezione dei consumatori e la sicurezza alimentare della Bassa Sassonia (LAVES, Oldenburg, Germania) con le ID di approvazione 12/0768 e 17/2472. 1. Espianto e perfusione cardiaco NOTA: Come donatori di innesto, sono stati utilizzati ratti maschi o femmine all’età di 7-22 settimane. Anestesizzare …

Representative Results

In passato, diverse questioni immunologiche sono state affrontate sulla base del modello, che è stato convalidato nel gruppo di lavoro da più di 500 trapianti con un tasso di sopravvivenza superiore al 95,18,19,20,21,22,2323,…

Discussion

Il metodo precedentemente descritto per il trapianto cardiaco eterotopico nei ratti si basa principalmente sulla descrizione di Ono e Lindsey nel 19693. Da allora, sono state introdotte diverse modifiche in varie specie che hanno portato ad un’ampia varietà di questo modello. Combinando molte di queste modifiche e introducendo la nostra esperienza derivante da oltre 30 anni di esecuzione di trapianti di cuore eterotopici in laboratorio, abbiamo creato un approccio chirurgico fattibile, che non ri…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vogliamo ringraziare Britta Trautewig, Corinna Làbbert e Ingrid Meder per il loro impegno.

Materials

Anesthesia device (including isoflurane vaporizer) Summit Anesthesia Solutions No Catalog Number available
Cannula (27 G) BD Microlance 302200
Carprofen Pfizer Rimadyl 50 mg/mL
Cellstar Tubes (15 mL) GreinerBioOne 188271
Cell strainer (40 µm) BD Falcon 2271680
Collagenase Type CLSII Biochrome C2-22
Compresses 5×5 cm Fuhrmann 31501
Compresses 7.5×7.5 cm Fuhrmann 31505
Cotton swabs Heinz Herenz Medizinalbedarf 1032128
Dexpathenol (5 %) Bayer "Bepanthen"
DPBS BioWhittaker Lonza 17-512F
Forceps B. Braun Aesculap BD557R
Forceps B. Braun Aesculap BD313R
Forceps B. Braun Aesculap BD35
Heating mat Gaymar Industries "T/Pump"
Hemostatic gauze Ethicon Tabotamp
Heparin-Natrium 25 000 I.E. Ratiopharm No Catalog Number available
Isofluran CP CP-Pharma No Catalog Number available
Large-pored sieve (stainless steel) Forschungswerkstätten Hannover Medical School No Catalog Number available
Lidocaine Astra Zeneca 2 % Xylocain
Metamizol-Natrium Ratiopharma Novaminsulfon 500 mg/mL
Micro forceps B. Braun Aesculap BD3361
Micro needle holder Codman, Johnson & Johnson Medical Codmann 80-2003
Micro needle holder B. Braun Aesculap BD336R
Micro needle holder B. Braun Aesculap FD241R
Micro scissors B. Braun Aesculap FD101R
Micro scissors B. Braun Aesculap FM471R
Needle holder B. Braun Aesculap BM221R
Penicillin/Streptomycin/Glutamine (100x) PAA P11-010
Peripheral venous catheter (18 G) B. Braun 4268334B
Peripheral venous catheter (22 G) B. Braun 4268091B
Probe pointed scissors B. Braun Aesculap BC030R
Retractors Forschungswerkstätten Hannover Medical School No Catalog Number available
RPMI culture medium Lonza BE12-702F
Saline solution (NaCl 0.9 %) Baxter No Catalog Number available
Scissors B. Braun Aesculap BC414
Surgical microscope Carl-Zeiss OPMI-MDM
Sutures (anastomoses) Catgut Mariderm 8-0 monofil
Sutures (ligature) Resorba Silk 5-0 polyfil
Sutures (skin, fascia) Ethicon Mersilene 3-0
Syringe (1 mL) B. Braun 9166017V
Syringe (10 mL) B. Braun 4606108V
Syringe (20 mL) B. Braun 4606205V
Vascular clamp B. Braun Aesculap FB708R

Referências

  1. Abbott, C. P., et al. A Technique for Heart Transplantation In the Rat. Archives of Surgery. 89 (4), 645-652 (1964).
  2. Tomita, F. Heart homotransplantation in the rat. Sapporo igaku zasshi. The Sapporo Medical Journal. 30 (4), 165-183 (1966).
  3. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  4. Wen, P., et al. A simple technique for a new working heterotopic heart transplantation model in rats. Transplantation Proceedings. 45 (6), 2522-2526 (2013).
  5. Benke, K., et al. Heterotopic abdominal rat heart transplantation as a model to investigate volume dependency of myocardial remodeling. Transplantation. 101 (3), 498-505 (2017).
  6. Kearns, M. J., et al. Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration. Journal of Visualized Experiments. (99), 52418 (2015).
  7. Ibrahim, M., et al. Heterotopic abdominal heart transplantation in rats for functional studies of ventricular unloading. The Journal of Surgical Research. 179 (1), e31-e39 (2013).
  8. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (6), 238 (2007).
  9. Lu, W., et al. A new simplified volume-loaded heterotopic rabbit heart transplant model with improved techniques and a standard operating procedure. Journal of Thoracic Disease. 7 (4), 653-661 (2015).
  10. Kitahara, H., et al. Heterotopic transplantation of a decellularized and recellularized whole porcine heart. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 22 (5), 571-579 (2016).
  11. Kadner, A., et al. Heterotopic heart transplantation: experimental development and clinical experience. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 17 (4), 474-481 (2000).
  12. Zinöcker, S., et al. Immune reconstitution and graft-versus-host reactions in rat models of allogeneic hematopoietic cell transplantation. Frontiers in Immunology. 3 (NOV), 1-12 (2012).
  13. Klempnauer, J., et al. Genetic control of rat heart allograft rejection: effect of different MHC and non-MHC incompatibilities. Immunogenetics. 30, 81-88 (1989).
  14. Huang, G., et al. Genetic manipulations in the rat: Progress and prospects. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 20 (4), 391-399 (2011).
  15. Gordon, C. R., et al. Pulse doppler and M-mode to assess viability of cardiac allografts using heterotopic femoral heart transplantation in rats. Microsurgery. 27 (4), 240-244 (2007).
  16. Gordon, C. R., et al. A new modified technique for heterotopic femoral heart transplantation in rats. The Journal of Surgical Research. 139 (2), 157-163 (2007).
  17. Ma, Y., Wang, G. Comparison of 2 heterotopic heart transplant techniques in rats: cervical and abdominal heart. Experimental and Clinical Transplantation. 9 (2), 128-133 (2011).
  18. Bektas, H., et al. Differential effect of donor-specific blood transfusions after kidney, heart, pancreas, and skin transplantation in major histocompatibility complex-incompatible rats. Transfusion. 37 (2), 226-230 (1997).
  19. Saiho, K. O., et al. Long-term allograft acceptance induced by single dose anti-leukocyte common antigen (RT7) antibody in the rat. Transplantation. 71 (8), 1124-1131 (2001).
  20. Bektas, H., et al. Blood transfers infectious immunologic tolerance in MHC-incompatible heart transplantation in rats. Journal of Heart and Lung Transplantation. 24 (5), 614-617 (2005).
  21. Jäger, M. D., et al. Sirolimus promotes tolerance for donor and recipient antigens after MHC class II disparate bone marrow transplantation in rats. Experimental Hematology. 35 (1), 164-170 (2007).
  22. Timrott, K., et al. Application of allogeneic bone marrow cells in view of residual alloreactivity: Sirolimus but not cyclosporine evolves tolerogenic properties. PLoS ONE. 10 (4), 1-16 (2015).
  23. Hadamitzky, M., et al. Memory-updating abrogates extinction of learned immunosuppression. Brain, Behavior, and Immunity. 52, 40-48 (2016).
  24. Beetz, O., et al. Recipient natural killer cells alter the course of rejection of allogeneic heart grafts in rats. Plos One. 14 (8), e0220546 (2019).
  25. Hirschburger, M., et al. Nicotine Attenuates Macrophage Infiltration in Rat Lung Allografts. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 28 (5), 493-500 (2009).
  26. Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplantation Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
  27. Wang, D., et al. A simplified technique for heart transplantation in rats: abdominal vessel branch-sparing and modified venotomy. Microsurgery. 26 (6), 470-472 (2006).
  28. Wang, C., et al. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. Journal of Visualized Experiments. (88), (2014).
  29. Al-Amran, F. G., Shahkolahi, M. M. Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model. Transplantation Proceedings. 45 (2), 625-629 (2013).
  30. Hoerstrup, S. P., et al. Modified technique for heterotopic rat heart transplantation under cardioplegic arrest. Journal of Investigative Surgery. 13 (2), 73-77 (2000).
  31. Fry, D. L. Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity gradients. Circulation Research. 22 (2), 165-197 (1968).
  32. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  33. Schmid, C., et al. Successful heterotopic heart transplantation in rat. Microsurgery. 15 (4), 279-281 (1994).
  34. Shan, J., et al. A modified technique for heterotopic heart transplantation in rats. Journal of Surgical Research. 164 (1), 155-161 (2010).
  35. Moris, D., et al. Mechanisms of liver-induced tolerance. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (1), 71-78 (2017).
  36. Bickerstaff, A. A., et al. Murine renal allografts: spontaneous acceptance is associated with regulated T cell-mediated immunity. Journal of Immunology. 167 (9), 4821-4827 (2001).
  37. Mottram, P. L., et al. Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice. Cardiovascular Research. 22 (5), 315-321 (1988).
  38. Torre-Amione, G., et al. Decreased expression of tumor necrosis factor-α in failing human myocardium after mechanical circulatory support: A potential mechanism for cardiac recovery. Circulation. 100 (11), 1189-1193 (1999).
  39. Goldstein, D. J., et al. Circulatory resuscitation with left ventricular assist device support reduces interleukins 6 and 8 levels. The Annals of Thoracic Surgery. 63 (4), 971-974 (1997).
  40. Tang-Quan, K. R., et al. Non-volume-loaded heart provides a more relevant heterotopic transplantation model. Transplant Immunology. 23 (1-2), 65-70 (2010).
  41. Lakhal-Naouar, I., et al. Transcutaneous immunization using SLA or rLACK skews the immune response towards a Th1 profile but fails to protect BALB/c mice against a Leishmania major challenge. Vaccine. 37 (3), 516-523 (2019).
  42. Sousa-Batista, A. J., et al. Novel and safe single-dose treatment of cutaneous leishmaniasis with implantable amphotericin B-loaded microparticles. International Journal for Parasitology: Drugs and Drug Resistance. , (2019).

Play Video

Citar este artigo
Weigle, C. A., Lieke, T., Vondran, F. W. R., Timrott, K., Klempnauer, J., Beetz, O. An Immunological Model for Heterotopic Heart and Cardiac Muscle Cell Transplantation in Rats. J. Vis. Exp. (159), e60956, doi:10.3791/60956 (2020).

View Video