Summary

ルシファー黄イオン球形成を用いてアストロサイト形態を可視化

Published: September 14, 2019
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Summary

アストロサイトは形態的に複雑な細胞であり、その複数のプロセスとふさふさした領域によって例示される。彼らの精巧な形態を分析するために、我々は軽く固定された組織で細胞内ルシファー黄色イオントフォレシスを行う信頼性の高いプロトコルを提示する。

Abstract

アストロサイトは神経回路の必須成分です。彼らは中枢神経系全体(CNS)をタイル化し、神経伝達物質のクリアランス、イオン調節、シナプス変調、ニューロンへの代謝サポート、血流調節を含む様々な機能に関与しています。アストロサイトは、大豆、いくつかの主要な枝、および神経ピル内の多様な細胞要素に接触する多数の微細なプロセスを有する複雑な細胞です。アストロサイトの形態を評価するためには、その構造を可視化する信頼性と再現性の高い方法が必要です。成体マウスの軽く固定された脳組織に蛍光ルシファーイエロー(LY)色素を用いてアストロサイトの細胞内イオントフォレシスを行う信頼性の高いプロトコルを報告する。この方法には、アストロサイト形態を特徴付けるために有用ないくつかの特徴があります。これは、個々の星状細胞の三次元再構成を可能にし、その構造の異なる側面で形態学的分析を行うために有用である。また、LYイオントフォアシスと共に免疫組織化学を利用して、神経系の異なる構成要素とのアストロサイトの相互作用を理解し、標識された星状細胞内のタンパク質の発現を評価することができます。このプロトコルは、光顕微鏡でアストロサイト形態を厳密に調べるために、CNS障害の様々なマウスモデルで実装することができる。LYイオントフォレシスは、特にこれらの細胞が有意な形態変化を受けることが提案されている傷害または疾患の文脈において、星状細胞構造を評価するための実験的アプローチを提供する。

Introduction

アストロサイトは、中枢神経系(CNS)で最も豊富なグリア細胞です。彼らはイオン恒常性、血流調節、シナプス形成だけでなく、排除、および神経伝達物質の取り込み1で役割を果たしています。アストロサイト機能の広い範囲は、その複雑な形態構造2、3に反映されます。アストロサイトには、シナプス、デンドライト、軸、血管、および他のグリア細胞と直接相互作用する何千もの細かい枝とリーフレットに分かれたいくつかの一次および二次枝が含まれています。アストロサイトの形態は、異なる脳領域によって異なり、神経回路4でその機能を差別的に実行する能力を示唆する可能性がある。さらに、アストロサイトは、発達中、生理的状態の間、および複数の疾患状態3、5、6において形態を変化させる知られている。

アストロサイト形態の複雑さを正確に解決するには、一貫性のある再現性の高い方法が必要です。伝統的に、免疫組織化学は、アストロサイト特異的またはアストロサイト濃縮タンパク質マーカーを使用して星細胞を視覚化するために使用されてきました。しかし、これらの方法は、アストロサイトの構造ではなくタンパク質発現のパターンを明らかにする。グリア線維性酸性タンパク質(GFAP)およびS100カルシウム結合タンパク質β(S100β)のような一般的に使用されるマーカーは、細胞体積全体で発現しないため、完全な形態7を解決しない。アストロサイト(ウイルス注射またはトランスジェニックマウスレポーターライン)で蛍光タンパク質をユビキタスに発現する遺伝的アプローチは、より細かい枝および全体的な領域を同定することができる。しかしながら、個々の星状細胞を区別することは困難であり、分析は特定のプロモーター8によって標的となる星状細胞集団によって偏りが生じよい。シリアルセクション電子顕微鏡は、シナプスとの星状細胞プロセスの相互作用の詳細な画像を明らかにするために使用されています。シナプスに接触する何千ものアストロサイトプロセスのため、現在、この技術9で細胞全体を再構築することは不可能ですが、これはデータ分析のための機械学習アプローチの使用によって変化することが期待されます。

本報告では、CA1層ラジエータムを例にルシファー黄色(LY)色素を用いて細胞内イオントフォレシスを用いてマウスアストロサイトを特徴付ける手順に焦点を当てる。この方法は、エリック・ブソンとマーク・エリスマン10、11による先駆的な過去の作品に基づいています。軽く固定された脳のスライスからのアストロサイトは、その独特のソマ形状によって識別され、LYで満たされます。細胞は、その後、共焦点顕微鏡で画像化されます。LYイオントフォレシスを用いて個々の星状細胞を再構築し、そのプロセスと領域の詳細な形態学的解析を行う方法を示す。また、この方法は、免疫組織化学と組み合わせて、アストロサイトとニューロン、他のグリア細胞、脳血管系との空間的関係と相互作用を同定するために適用することができる。LYイオントフォレシスは、健康または疾患状態7、12、13の異なる脳領域およびマウスモデルの形態を分析するのに非常に適したツールであると考える。

Protocol

本研究の動物実験は、実験動物のケアと使用に関する国立衛生研究所に従って行われ、カリフォルニア大学ロサンゼルス校の首相動物研究委員会によって承認されました。全ての実験で混合性の成体マウス(6−8週齢)を用いた。 1. ソリューションの準備 人工脳脊髄液(ACSF)溶液 各実験の前に新鮮なACSF溶液(135 mM NaCl、5 mM KCl、1mM MgCl 2、14.7 mM NaHCO<…

Representative Results

本研究で報告されたデータは、各実験における4匹のマウスから7~12個の細胞から採取された。平均データは、必要に応じて図パネルに報告されます。 アストロサイト形態を評価するために、図1に要約されたCA1層ラジエータムのアストロサイトを満たすためにLY色素を用いて細胞内イオントフォレシスを行った。図2は、代表的な星状細胞…

Discussion

本論文で概説する方法は、LY色素の細胞内イオン球形成を軽く固定された脳スライスで用いてアストロサイト形態を可視化する方法について述べた。このプロトコルで強調されているいくつかの重要な要因は、細胞のLYイオントフォレシスおよび形態的再構成の成功に寄与する。1つの要因は、主にマウスの年齢と灌流の結果によって決定される画像の品質と再現性です。本研究では、生後6~8?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者は、ソト氏、ユウ博士、オクトー博士に対する指導とテキストに対するコメントに感謝しています。この作業は NS060677 によってサポートされています。

Materials

10% Buffered Formalin Phosphate Fisher SF 100-20 An identical alternative can be used
Acrodisc Syringe Filters with Supor Membrane Pall 4692 An identical alternative can be used
Ag/AgCl ground pellet WPI EP2 A similar alternative can be used
Alexa Fluor 546 goat anti-chicken IgG (H+L) Thermo Scientific A-11040 A similar alternative can be used
Alexa Fluor 647 goat anti-rabbit IgG (H+L) Thermo Scientific A27040 A similar alternative can be used
Anti Aquaporin-4 antibody Novus Biologicals NBP1-87679 A similar alternative can be used
Anti GFAP antibody Abcam ab4674 A similar alternative can be used
Borosilicate glass pipettes with filament World precision instruments 1B150F-4
C57BL/6NTac mice Taconic Stock B6 A similar alternative can be used
Calcium Chloride Sigma 21108 An identical alternative can be used
Confocal laser-scanning microscope Olympus FV1000MPE A similar alternative can be used
D-glucose Sigma G7528 An identical alternative can be used
Disodium Phosphate Sigma 255793 An identical alternative can be used
Electrode puller- Model P-97 Sutter P-97 A similar alternative can be used
Fluoromount-G Southern Biotech 0100-01 An identical alternative can be used
Heparin sodium injection (1,000 USP per mL) Sagent Pharmaceuticals 400-10 An identical alternative can be used
Imaris software (Version 7.6.5) Bitplane Inc. A similar alternative can be used
Isofluorane Henry Schein Animal Health 29404 An identical alternative can be used
Lidocaine Hydrochloride Injectable (2%) Clipper 1050035 An identical alternative can be used
Lucifer Yellow CH dilithium salt Sigma L0259
Lucifer Yellow CH dipotassium salt Sigma L0144
Magnesium Chloride Sigma M8266 An identical alternative can be used
Microscope Cover Glass Thermo Scientific 24X60-1 An identical alternative can be used
Microscope Slides Fisher 12-544-2 An identical alternative can be used
Normal Goat Serum Vector Laboratories S-1000 An identical alternative can be used
Objective lens (40x) Olympus LUMPLFLN 40XW A similar alternative can be used
Objective lens (60x) Olympus PlanAPO 60X A similar alternative can be used
PBS tablets, 100 mL VWR VWRVE404 An identical alternative can be used
Pipette micromanipulator- Model ROE-200 Sutter MP-285 / ROE-200 / MPC-200 A similar alternative can be used
Potassium Chloride Sigma P3911 An identical alternative can be used
Sodium Bicarbonate Sigma S5761 An identical alternative can be used
Sodium Chloride Sigma S5886 An identical alternative can be used
Stimulator- Model Omnical 2010 World precision instruments Omnical 2010 A similar alternative can be used
Triton X 100 Sigma T8787 An identical alternative can be used
Vibratome- Model #3000 Pelco 100-S A similar alternative can be used

Referências

  1. Khakh, B. S., Sofroniew, M. V. Diversity of astrocyte functions and phenotypes in neural circuits. Nature Neuroscience. 18 (7), 942-952 (2015).
  2. Ben Haim, L., Rowitch, D. H. Functional diversity of astrocytes in neural circuit regulation. Nature Reviews Neuroscience. 18 (1), 31-41 (2017).
  3. Schiweck, J., Eickholt, B. J., Murk, K. Important Shapeshifter: Mechanisms Allowing Astrocytes to Respond to the Changing Nervous System During Development, Injury and Disease. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 261 (2018).
  4. Chai, H., et al. Neural Circuit-Specialized Astrocytes: Transcriptomic, Proteomic, Morphological, and Functional Evidence. Neuron. 95 (3), 531-549 (2017).
  5. Sun, D., Jakobs, T. C. Structural remodeling of astrocytes in the injured CNS. Neuroscientist. 18 (6), 567-588 (2012).
  6. Naskar, S., Chattarji, S. Stress Elicits Contrasting Effects on the Structure and Number of Astrocytes in the Amygdala versus Hippocampus. eNeuro. 6 (1), (2019).
  7. Sun, D., Lye-Barthel, M., Masland, R. H., Jakobs, T. C. The morphology and spatial arrangement of astrocytes in the optic nerve head of the mouse. Journal of Comparative Neurology. 516 (1), 1-19 (2009).
  8. Grosche, A., et al. Versatile and simple approach to determine astrocyte territories in mouse neocortex and hippocampus. PLoS ONE. 8 (7), 69143 (2013).
  9. Kaynig, V., et al. Large-scale automatic reconstruction of neuronal processes from electron microscopy images. Medical Image Analysis. 22 (1), 77-88 (2015).
  10. Bushong, E. A., Martone, M. E., Jones, Y. Z., Ellisman, M. H. Protoplasmic astrocytes in CA1 stratum radiatum occupy separate anatomical domains. Journal of Neuroscience. 22 (1), 183-192 (2002).
  11. Wilhelmsson, U., et al. Redefining the concept of reactive astrocytes as cells that remain within their unique domains upon reaction to injury. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (46), 17513-17518 (2006).
  12. Williams, M. E., et al. Cadherin-9 regulates synapse-specific differentiation in the developing hippocampus. Neuron. 71 (4), 640-655 (2011).
  13. Ogata, K., Kosaka, T. Structural and quantitative analysis of astrocytes in the mouse hippocampus. Neurociência. 113 (1), 221-233 (2002).
  14. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
  15. Hubbard, J. A., Hsu, M. S., Seldin, M. M., Binder, D. K. Expression of the Astrocyte Water Channel Aquaporin-4 in the Mouse Brain. ASN Neuro. 7 (5), (2015).
  16. Benediktsson, A. M., et al. Ballistic labeling and dynamic imaging of astrocytes in organotypic hippocampal slice cultures. Journal of Neuroscience Methods. 141 (1), 41-53 (2005).
  17. Fouquet, C., et al. Improving axial resolution in confocal microscopy with new high refractive index mounting media. PLoS ONE. 10 (3), 0121096 (2015).
  18. Luna, G., et al. Astrocyte structural reactivity and plasticity in models of retinal detachment. Experimental Eye Research. 150, 4-21 (2016).
  19. Octeau, J. C., et al. An Optical Neuron-Astrocyte Proximity Assay at Synaptic Distance Scales. Neuron. 98 (1), 49-66 (2018).
  20. Sosunov, A. A., et al. Phenotypic heterogeneity and plasticity of isocortical and hippocampal astrocytes in the human brain. Journal of Neuroscience. 34 (6), 2285-2298 (2014).
  21. Park, Y. M., et al. Astrocyte Specificity and Coverage of hGFAP-CreERT2 [Tg(GFAP-Cre/ERT2)13Kdmc] Mouse Line in Various Brain Regions. Experimental Neurobiology. 27 (6), 508-525 (2018).
  22. Koeppen, J., et al. Functional Consequences of Synapse Remodeling Following Astrocyte-Specific Regulation of Ephrin-B1 in the Adult Hippocampus. Journal of Neuroscience. 38 (25), 5710-5726 (2018).
  23. Jefferis, G. S., Livet, J. Sparse and combinatorial neuron labelling. Current Opinion in Neurobiology. 22 (1), 101-110 (2012).
  24. Lanjakornsiripan, D., et al. Layer-specific morphological and molecular differences in neocortical astrocytes and their dependence on neuronal layers. Nature Communications. 9 (1), 1623 (2018).
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Citar este artigo
Moye, S. L., Diaz-Castro, B., Gangwani, M. R., Khakh, B. S. Visualizing Astrocyte Morphology Using Lucifer Yellow Iontophoresis. J. Vis. Exp. (151), e60225, doi:10.3791/60225 (2019).

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