Edición del genoma mediado por CRISPR/Cas9 para el estudio de células hematopoyéticas en modelos de enfermedades
Summary
Se describen protocolos para la edición del genoma altamente eficiente de células madre hematopoyéticas murinas (HSPC) por el sistema CRISPR/Cas9 para desarrollar rápidamente sistemas de modelos de ratón con modificaciones genéticas específicas del sistema hematopoyético.
Abstract
Manipular genes en células madre hematopoyéticas utilizando enfoques de transgénesis convencionales puede llevar mucho tiempo, ser costoso y desafiante. Beneficiándose de los avances en la tecnología de edición del genoma y los sistemas de administración de transgenes mediados por lentivirus, aquí se describe un método eficiente y económico que establece ratones en los que los genes se manipulan específicamente en células madre hematopoyéticas. Los lentivirus se utilizan para transducir células de médula ósea negativas al linaje Cas9 con un ARN guía (GRNA) dirigido a genes específicos y un gen reportero de fluorescencia roja (RFP), luego estas células se trasplantan en ratones C57BL/6 irradiados letalmente. Los ratones trasplantados con lentivirus que expresan un gRNA no objetivo se utilizan como controles. El injerto de células madre hematopoyéticas transducidas se evalúa mediante el análisis citométrico de flujo de leucocitos rFP positivos de sangre periférica. Usando este método, se puede lograr una transducción del 90 % de células mieloides y un 70 % de las células linfoides a las 4 semanas después del trasplante. El ADN genómico está aislado de las células sanguíneas positivas para rFP, y partes del ADN del sitio objetivo son amplificadas por PCR para validar la edición del genoma. Este protocolo proporciona una evaluación de alto rendimiento de los genes reguladores de la hematopoyesis y se puede extender a una variedad de modelos de enfermedad esratonera con afectación de células hematopoyéticas.
Introduction
Muchos estudios en hematología e inmunología se basan en la disponibilidad de ratones modificados genéticamente, incluyendo ratones transgénicos/knock-out convencionales y condicionales que utilizan controladores Cre específicos del sistema hematopoyético como Mx1-Cre, Vav-Cre, y otros 1,2,3,4,5. Estas estrategias requieren el establecimiento de nuevas cepas de ratón, que pueden ser lentas y económicamente pesadas. Si bien los avances revolucionarios en la tecnología de edición del genoma han permitido la generación de nuevas cepas de ratón en tan solo 3-4 meses con la experiencia técnica adecuada6,7,8,9 , se requiere mucho más tiempo para amplificar la colonia de ratones antes de que se lleven a cabo los experimentos. Además, estos procedimientos son costosos. Por ejemplo, Jackson Laboratory enumera el precio actual de los servicios de generación de ratones noqueados en $16,845 por cepa (a diciembre de 2018). Por lo tanto, los métodos que son más económicos y eficientes que los enfoques transgénicos murinos convencionales son más ventajosos.
La tecnología de repeticiones palindrómicas cortas interespaciadas regularmente interesmadas/proteína asociada CRISPR 9 (CRISPR/Cas9) ha llevado al desarrollo de nuevas herramientas para la edición rápida y eficiente del genoma específico de la secuencia basada en ARN. Originalmente descubierto como un mecanismo inmune adaptativo bacteriano para destruir el ADN patógeno invasor, el sistema CRISPR/Cas9 se ha utilizado como una herramienta para aumentar la eficacia de la edición del genoma en células eucariotas y modelos animales. Se han empleado varios enfoques para transmitir maquinaria CRISPR/Cas9 a células madre hematopoyéticas (es decir, electroporación, nucleofección, lipofección, parto viral y otros).
Aquí, se emplea un sistema de lentivirus para transducir las células debido a su capacidad para infectar eficazmente las células madre hematopoyéticas murinas que expresan Cas9 y empaquetar la construcción guía de la expresión de ARN, promotores, secuencias reguladoras y genes que codifican proteínas fluorescentes (es decir, GFP, RFP). Usando este método, se ha logrado la edición genética ex vivo de células madre hematopoyéticas de ratón, seguida de una reconstitución exitosa de la médula ósea en ratones irradiados letalmente10. El vector de lentivirus empleado para este estudio expresa los genes reporteros Cas9 y GFP del promotor de EF1a de núcleo común con un sitio de entrada ribosomal interno aguas arriba del gen del reportero. La secuencia de ARN guía se expresa desde un promotor U6 separado. Este sistema se utiliza entonces para crear mutaciones de inserción y eliminación en los genes conductores de hematopoyesis clonal candidatas Tet2 y Dnmt3a10. Sin embargo, la eficiencia de transducción por este método es relativamente baja (-5%-10%) debido al gran tamaño de la plaquita vectorial (13 Kbps) que limita la eficiencia de transducción y reduce el ticter del virus durante la producción.
En otros estudios, se ha demostrado que un mayor tamaño de ARN viral afecta negativamente tanto a la producción de virus como a la eficiencia de transducción. Por ejemplo, se ha informado de un aumento de 1 kb en el tamaño de la plaquita para disminuir la producción de virus en un 50 %, y la eficiencia de transducción disminuirá a más del 50 % en las células madre hematopoyéticas del ratón11. Por lo tanto, es ventajoso reducir el tamaño del inserto viral tanto como sea posible para mejorar la eficiencia del sistema.
Esta deficiencia puede superarse empleando ratones transgénicos Cas9, en los que la proteína Cas9 se expresa de manera constitutiva o inductible12. Los constitutivos ratones knock-in CRISPR/Cas9 expresan la endonucleasa Cas9 y el EGFP del promotor CAG en el locus Rosa26 de una manera omnipresente. Por lo tanto, una construcción con sgRNA bajo el control del gen promotor U6 y reportero RFP bajo el control del promotor central EF1a puede ser entregada usando el vector lentivirus para lograr la edición del genoma. Con este sistema, los genes de las células madre hematopoyéticas han sido editados con éxito, mostrando una eficiencia de transducción del 90%. Por lo tanto, este protocolo proporciona un método rápido y eficaz para crear ratones en los que se introducen mutaciones genéticas dirigidas en el sistema hematopoyético. Mientras que nuestro laboratorio está utilizando predominantemente este tipo de tecnología para estudiar el papel de la hematopoyesis clonal en los procesos de enfermedades cardiovasculares13,14,15, también es aplicable a los estudios de hematológico neoplasia maligna16. Además, este protocolo puede extenderse al análisis de cómo las mutaciones de ADN en HSPC afectan a otras enfermedades o procesos de desarrollo en el sistema hematopoyético.
Para establecer un sistema de vectores de lentivirus robusto, se requieren existencias virales de alta titer y condiciones optimizadas para la transducción y el trasplante de células hematopoyéticas. En el protocolo, se proporcionan instrucciones sobre la preparación de un stock viral de alto títer en la sección 1, optimizando las condiciones de cultivo de las células madre hematopoyéticas murinas en la sección 2, los métodos para el trasplante de médula ósea en la sección 3, y la evaluación de las injerto en la sección 4.
Protocol
Representative Results
Discussion
La ventaja de este protocolo es la creación de modelos animales que albergan mutaciones específicas en células hematopoyéticas de una manera rápida y altamente rentable en comparación con los enfoques transgénicos de ratón convencionales. Se encontró que esta metodología permite la generación de ratones con manipulaciones genéticas de células hematopoyéticas dentro de 1 mes. Hay varios pasos críticos en este protocolo que requieren una consideración adicional.
Examen de…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
S. S. fue apoyado por una beca postdoctoral de la Asociación Americana del Corazón 17POST33670076. K. W. fue apoyado por las subvenciones NIH R01 HL138014, R01 HL141256 y R01 HL139819.
Materials
| 1/2 cc LO-DOSE INSULIN SYRINGE | EXELINT | 26028 | general supply |
| 293T cells | ATCC | CRL-3216– | Cell line |
| APC-anti-mouse Ly6C (Clone AL-21) | BD Biosciences | 560599 | Antibodies |
| APC-Cy7-anti-mouse CD45R (RA3-6B2) | BD Biosciences | 552094 | Antibodies |
| BD Luer-Lok disposable syringes, 10 ml | BD | 309604 | general supply |
| BD Microtainer blood collection tubes, K2EDTA added | BD Bioscience | 365974 | general supply |
| BD Precisionglide needle, 18 G | BD | 305195 | general supply |
| BD Precisionglide needle, 22 G | BD | 305155 | general supply |
| BV510-anti-mouse CD8a (Clone 53-6.7) | Biolegend | 100752 | Antibodies |
| BV711-anti-mouse CD3e (Clone 145-2C11) | Biolegend | 100349 | Antibodies |
| Collagen from calf skin | Sigma-Aldrich | 9007-34-5 | general supply |
| Corning Costar Ultra-Low Attachment Multiple Well Plate, 6 well | Millipore Sigma | CLS3471 | general supply |
| CRISPR/Cas9 knock-in mice | The Jackson Laboratory | 028555 | mouse |
| DietGel 76A | Clear H2O | 70-01-5022 | general supply |
| Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) – high glucose | Sigma Aldrich | D6429 | Medium |
| eBioscience 1X RBC Lysis Buffer | Thermo fisher Scientific | 00-4333-57 | Solution |
| Falcon 100 mm TC-Treated Cell Culture Dish | Life Sciences | 353003 | general supply |
| Falcon 5 mL round bottom polystyrene test tube | Life Sciences | 352054 | general supply |
| Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes | Fisher Scientific | 352098 | general supply |
| Falcon 6 Well Clear Flat Bottom TC-Treated Multiwell Cell Culture Plate | Life Science | 353046 | general supply |
| Fisherbrand microhematocrit capillary tubes | Thermo Fisher Scientific | 22-362566 | general supply |
| Fisherbrand sterile cell strainers, 70 μm | Fisher Scientific | 22363548 | general supply |
| FITC-anti-mouse CD4 (Clone RM4-5) | Invitrogen | 11-0042-85 | Antibodies |
| Fixation Buffer | BD Bioscience | 554655 | Solution |
| Guide-it Compete sgRNA Screening Systems | Clontech | 632636 | Kit |
| Isothesia (Isoflurane) solution | Henry Schein | 29404 | Solution |
| Lenti-X qRT-PCR Titration Kit | Takara | 631235 | Kit |
| Lineage Cell Depletion Kit, mouse | Miltenyi Biotec | 130-090-858 | Kit |
| Millex-HV Syringe Filter Unit, 0.45 mm | Millipore Sigma | SLHV004SL | general supply |
| PBS pH7.4 (1X) | Gibco | 10010023 | Solution |
| PE-Cy7-anti-mouse CD115 (Clone AFS98) | eBioscience | 25-1152-82 | Antibodies |
| PEI MAX | Polysciences | 24765-1 | Solution |
| Penicillin-Streptomycin Mixture | Lonza | 17-602F | Solution |
| PerCP-Cy5.5-anti-mouse Ly6G (Clone 1A8) | BD Biosciences | 560602 | Antibodies |
| pLKO5.sgRNA.EFS.tRFP | Addgene | 57823 | Plasmid |
| pMG2D | Addgene | 12259 | Plasmid |
| Polybrene Infection/Transfection Reagent | Sigma Aldrich | TR-1003-G | Solution |
| Polypropylene Centrifuge Tubes | BECKMAN COULTER | 326823 | general supply |
| psPAX2 | Addgene | 12260 | Plasmid |
| RadDisk – Rodent Irradiator Disk | Braintree Scientific | IRD-P M | general supply |
| Recombinant Murine SCF | Peprotech | 250-03 | Solution |
| Recombinant Murine TPO | Peprotech | 315-14 | Solution |
| StemSpan SFEM | STEMCELL Technologies | 09600 | Solution |
| TOPO TA cloning kit for sequencing with One Shot TOP10 Chemically Competent E.coli | Thermo fisher Scientific | K457501 | Kit |
| Zombie Aqua Fixable Viability Kit | BioLegend | 423102 | Solution |
Referências
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