Komplekse sygdomme hos mennesker kan være udfordrende at modellere i traditionelle laboratoriemodel systemer. Her beskriver vi en kirurgisk tilgang til model af menneskelig muskelsygdom gennem transplantation af humane skeletmuskulatur biopsier i immundefekt mus.
De behandlingseffekter, der er observeret i dyreforsøg, gentages ofte ikke i kliniske forsøg. Selv om dette problem er mangesidet, er en af grundene til denne fiasko brugen af utilstrækkelige laboratorie modeller. Det er udfordrende at modellere komplekse sygdomme hos mennesker i traditionelle laboratorie organismer, men dette problem kan omgås gennem studiet af humane xenografter. Den kirurgiske metode, vi beskriver her, giver mulighed for at oprette humane skeletmuskulatur xenografts, som kan bruges til at modellere muskelsygdomme og til at udføre præklinisk terapeutisk testning. Under en IRB-godkendt protokol, er skeletmuskulatur prøver erhvervet fra patienter og derefter transplanteret i NOD-Rag1NullIL2rγNull (NRG) Host mus. Disse mus er ideelle værter for transplantation undersøgelser på grund af deres manglende evne til at gøre modne lymfocytter og er derfor ude af stand til at udvikle celle-medierede og humorale adaptive immunrespons. Host mus er bedøvet med isofluran, og musen tibias forreste og extensor digitorum longus muskler fjernes. Et stykke menneskelig muskel placeres derefter i det tomme tibiale rum og sutureres til den proksimale og distale sener af peroneus longus muskel. Den xenograferede muskel er spontant vaskulariseret og innerveret af musen vært, hvilket resulterer i robust regenereret menneskelige muskler, der kan tjene som en model for prækliniske undersøgelser.
Det er blevet rapporteret, at kun 13,8% af alle narkotika udviklingsprogrammer undergår kliniske forsøg er vellykket og føre til godkendte terapier1. Selv om denne succesrate er højere end de 10,4% tidligere rapporterede2, er der stadig betydelige plads til forbedringer. En metode til at øge succesraten for kliniske forsøg er at forbedre laboratorie modeller, der anvendes i præklinisk forskning. Food and Drug Administration (FDA) kræver dyreforsøg for at vise behandlingens virkning og vurdere toksicitet før fase 1 kliniske forsøg. Der er dog ofte begrænset overensstemmelse i behandlingsresultaterne mellem dyreforsøg og kliniske forsøg3. Desuden kan behovet for prækliniske dyreforsøg være en uovervindelig barriere for terapeutisk udvikling i sygdomme, der mangler en accepteret dyremodel, hvilket ofte er tilfældet for sjældne eller sporadiske sygdomme.
En måde at modellere sygdomme hos mennesker på er ved at Trans planterer humant væv til immundefekt mus for at generere xenografts. Der er tre vigtige fordele ved xenograft-modeller: for det første kan de rekapitulere de komplekse genetiske og epigenetiske abnormiteter, der findes i sygdomme hos mennesker, som aldrig kan reproducerbare i andre dyremodeller. For det andet kan xenografter bruges til at modellere sjældne eller sporadiske sygdomme, hvis der er tilgængelige patientprøver. For det tredje modellere xenografter sygdommen inden for et komplet in vivo-system. Af disse grunde har vi en hypotese om, at behandlingseffekt resultater i xenograft-modeller er mere tilbøjelige til at oversætte til forsøg hos patienter. Humane tumor xenografter er allerede blevet udnyttet med succes til at udvikle behandlinger for almindelige kræftformer, herunder multipelt Myeloma, samt personligt tilpassede terapier for individuelle patienter4,5,6, 7.
For nylig, xenografter er blevet brugt til at udvikle en model af human muskelsygdom8. I denne model, humane muskel biopsiprøver er transplanteres i bagbenene af immunodedygtige NRG mus til dannelse af xenografts. De transplanterede humane myofibers dør, men humane muskel stamceller, der er til stede i xenograft, udvider og differentierer efterfølgende til nye humane myofibers, som genbefolker den enpodede humane basal lamina. Derfor er de regenererede myofibers i disse xenografter helt menneskelige og er spontant revaskulariseret og innerveret af musen vært. Vigtigere, fascioscapulohumeral muskuløs dystrofi (FSHD) patient muskelvæv transplanterede i mus rekapitulerer centrale elementer i den menneskelige sygdom, nemlig udtryk for DUX4 transkriptionen faktor8. Fshd er forårsaget af overekspression af DUX4, som er epigenetisk lyddæmpet i normale muskelvæv9,10. I FSHD xenograft-modellen har behandling med en DUX4-specifik morpholino vist sig at undertrykke DUX4 ekspression og funktion med succes og kan være en potentiel terapeutisk mulighed for fshd-patienter11. Disse resultater viser, at humane muskel xenografter er en ny tilgang til model Human muskelsygdom og teste potentielle terapier i mus. Her beskriver vi i detaljer den kirurgiske metode til at skabe humane skeletmuskulatur xenografter i immundefekt mus.
Patient afledte xenografter er en innovativ måde at modellere muskelsygdomme og udføre prækliniske undersøgelser. Den beskrevne metode til at skabe skeletmuskulatur xenografter er hurtig, ligetil og reproducerbar. Ensidige operationer kan udføres i 15 til 25 minutter, eller bilateralt i 30 til 40 minutter. Bilaterale xenografter kan give yderligere eksperimentel fleksibilitet. For eksempel, forskere kan udføre lokaliseret behandling af en xenograft, med den anden venstre som en kontrol. NRG-musene er modstandsdygti…
The authors have nothing to disclose.
Dette arbejde blev støttet af Myositis Association og Peter Buck Foundation. Vi vil gerne takke Dr. Yuanfan Zhang for at dele sin ekspertise og træning i xenograft Operations teknik.
100 mm x 15 mm Petri dish | Fisher Scientific | FB0875712 | |
2-Methylbutane | Fisher | O3551-4 | |
20 x 30 mm micro cover glass | VWR | 48393-151 | |
Animal Weighing Scale | Kent Scientific | SCL- 1015 | |
Antibiotic-Antimycotic Solution | Corning, Cellgro | 30-004-CI | |
AutoClip System | F.S.T | 12020-00 | |
Castroviejo Needle Holder | F.S.T | 12565-14 | |
Chick embryo extract | Accurate | CE650TL | |
CM1860 UV cryostat | Leica Biosystems | CM1860UV | |
Coplin staining jar | Thermo Scientific | 19-4 | |
Dissection Pins | Fisher Scientific | S13976 | |
Dry Ice – pellet | Fisher Scientific | NC9584462 | |
Embryonic Myosin antibody | DSHB | F1.652 | recommended concentration 1:10 |
Ethanol | Fisher Scientific | 459836 | |
Fetal Bovine Serum | GE Healthcare Life Sciences | SH30071.01 | |
Fiber-Lite MI-150 | Dolan-Jenner | Mi-150 | |
Forceps | F.S.T | 11295-20 | |
Goat anti-mouse IgG1, Alexa Fluor 488 | Invitrogen | A-21121 | recommended concentration 1:500 |
Goat anti-mouse IgG2b, AlexaFluor 594 | Invitrogen | A-21145 | recommended concentration 1:500 |
Gum tragacanth | Sigma | G1128 | |
Hams F-10 Medium | Corning | 10-070-CV | |
Histoacryl Blue Topical Skin Adhesive | Tissue seal | TS1050044FP | |
Human specific lamin A/C antibody | Abcam | ab40567 | recommended concentration 1:50-1:100 |
Human specific spectrin antibody | Leica Biosystems | NCLSPEC1 | recommended concentration 1:20-1:100 |
Induction Chamber | VetEquip | 941444 | |
Iris Forceps | F.S.T | 11066-07 | |
Irradiated Global 2018 (Uniprim 4100 ppm) | Envigo | TD.06596 | Antibiotic rodent diet to protect again respiratory infections |
Isoflurane | MWI Veterinary Supply | 502017 | |
Kimwipes | Kimberly-Clark | 34155 | surgical wipes |
Mapleson E Breathing Circuit | VetEquip | 921412 | |
Methanol | Fisher Scientific | A412 | |
Mobile Anesthesia Machine | VetEquip | 901805 | |
Mouse on Mouse Basic Kit | Vector Laboratories | BMK-2202 | mouse IgG blocking reagent |
Nail Polish | Electron Microscopy Sciences | 72180 | |
NAIR Hair remover lotion/oil | Fisher Scientific | NC0132811 | |
NOD-Rag1null IL2rg null (NRG) mice | The Jackson Laboratory | 007799 | 2 to 3 months old |
O.C.T. Compound | Fisher Scientific | 23-730-571 | |
Oxygen | Airgas | OX USPEA | |
PBS (phosphate buffered saline) buffer | Fisher Scientific | 4870500 | |
Povidone Iodine Prep Solution | Dynarex | 1415 | |
ProLong™ Gold Antifade Mountant | Fisher Scientific | P10144 (no DAPI); P36935 (with DAPI) | |
Puralube Ophthalmic Ointment | Dechra | 17033-211-38 | |
Rimadyl (carprofen) injectable | Patterson Veterinary | 10000319 | surgical analgesic, administered subcutaneously at a dose of 5mg/kg |
Scalpel Blades – #11 | F.S.T | 10011-00 | |
Scalpel Handle – #3 | F.S.T | 10003-12 | |
Stereo Microscope | Accu-scope | 3075 | |
Superfrost Plus Microscope Slides | Fisher Scientific | 12-550-15 | |
Suture, Synthetic, Non-Absorbable, 30 inches long, CV-11 needle | Covidien | VP-706-X | |
1ml Syringe (26 gauge, 3/8 inch needle) | BD Biosciences | 329412 | |
Trimmer | Kent Scientific | CL9990-KIT | |
Vannas Spring Scissors, 8.0 mm cutting edge | F.S.T | 15009-08 | |
VaporGaurd Activated Charcoal Filter | VetEquip | 931401 | |
Wound clips, 9 mm | F.S.T | 12022-09 |