Tayvan'da Yarasa Popülasyonunun Lyssavirus Gözetimi için Standart Çalışma Prosedürü
Summary
Bu protokol Tayvan yarasalar lyssavirus antijenlerin tanısal test için standart bir laboratuvar işletim prosedürü tanıttı.
Abstract
Lyssavirus cinsinden virüsler zoonotik patojenlerdir ve en az yedi lyssavirüs türü insan vakalarıile ilişkilidir. Yarasalar çoğu lyssaviruses doğal rezervuarlar olduğundan, yarasaların bir lyssavirus izleme programı yarasalar bu virüslerin ekolojianlamak için 2008 yılından bu yana Tayvan’da yürütülmektedir. Bu programda, sivil toplum yarasa koruma örgütleri ve yerel hayvan hastalığı kontrol merkezleri ölü yarasalar veya yarasalar zayıflık veya hastalık tan ölen toplamak için işbirliği yaptı. Yarasaların beyin dokuları nekropsi yoluyla elde edildi ve lyssavirus antijenleri ve nükleik asitlerin saptanması için doğrudan floresan antikor testi (FAT) ve ters transkripsiyon polimeraz zincir reaksiyonuna (RT-PCR) tabi tutuldu. FAT için en az iki farklı kuduz tanı konjugatları önerilir. RT-PCR için lyssavirus nükleoprotein geninin kısmi dizisini yükseltmek için iki set astar (JW12/N165-146, N113F/N304R) kullanılır. Bu gözetim programı yarasalarda lyssaviruses ve diğer zoonotik ajanları izler. Tayvan yarasa lyssavirus 2016-2017 yılında Japon pipistrelle(Pipistrellus abramus)iki olguda bulunmuştur. Bu bulgular halk, sağlık profesyonelleri ve yarasalar ve diğer yaban hayatı temas potansiyel riskleri bilim adamları bilgilendirmek gerekir.
Introduction
Lyssavirus cinsinden virüsler zoonotik patojenlerdir. İnsan vakaları ile ilişkili en az yedi lyssavirus türü vardır1. Bu cins116 türek olarak,2,3, Tayvan yarasa lyssavirus (TWBLV)4 ve Kotalahti yarasa lyssavirus5 son zamanlarda yarasatespit edilmiştir, ancak taksonomik durumları henüz belirlenmelidir.
Yarasalar en lyssaviruses doğal konaklar, Mokola lyssavirus ve Ikoma lyssavirus hariç, henüz herhangi bir yarasa tespit edilmemiştir1,2,3,6. Asya yarasalarında lyssaviruses hakkında bilgi hala sınırlıdır. Asya yarasalar iki tanımsız lyssaviruses (Hindistan ve Taylanddiğer) 7,8 bildirilmiştir. Çin’de bir yarasa ısırığı ile ilişkili bir insan kuduz durumda 2002 yılında bildirilmiştir, ancak tanı sadece klinik gözlem9ile konulmuştu . Orta Asya’da, Aravan lyssavirus 1991 yılında Kırgızistan’da fare kulaklı yarasa(Myotis blythi)ve Khujand lyssavirus 2001 yılında Tacikistan’daki bıyıklıyarasada(Myotis mystacinus)tespit edilmiştir. Güney Asya’da, Gannoruwa yarasa lyssavirus Hint uçan tilki tespit edildi(Pteropus medius) Sri Lanka’da 20153. Güneydoğu Asya’da, Filipinler yarasalar üzerinde çeşitli serolojik çalışmalar, Tayland, Bangladeş, Kamboçya, ve Vietnam değişken seroprevalans11gösterdi,12,13,14, 15. yıl. Irkut lyssavirus jilin eyaleti, Çin 201216yılında büyük tüp burunlu yarasa(Murina leucogaster)tespit edilmiş olmasına rağmen, Doğu Asya yarasa popülasyonlarında lyssaviruses tam türleri ve yerleri bilinmemektedir.
Tayvanyarasa popülasyonlarında lyssavirus varlığını değerlendirmek için, hem doğrudan FAT hem de RT-PCR kullanan bir gözetim programı başlatıldı. Tayvan yarasa lyssavirus 2016-2017 yılında Japon pipistrelle(Pipistrellus abramus)4 iki olgutespit edilmiştir. Bu makalede, Tayvan yarasa nüfusunun lyssavirus gözetim için bir laboratuvar standart işletim prosedürü tanıtıldı. Laboratuvarımızda yarasa lyssavirus tanısının akış şeması Şekil1’de vettir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu laboratuvar standart işletim prosedürü (SOP) Tayvan lyssavirus antijenlerin varlığı için yarasa örnekleri test etmek için bir seri süreç sağlar. Önemli adımlar arasında FAT ve RT-PCR istihdamı yer alıyor. Uygun örneklerin seçilmesi ve virüsün başarılı bir şekilde izole edilmesi de önemlidir. Ayrıca, yarasa lyssaviruses izlenmesi sırasında bazı sorun giderme yapılmıştır. En büyük fark hedef hayvanlardı. Başlangıçta (2008-2009), yarasa lyssavirus gözetim hedef hayvanlar tayvan Ki…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Biz Tien-Cheng Li, Yi-Tang Lin, Chia-Jung Tsai ve Ya-Lan Li bu çalışma sırasında yardım için teşekkür ederiz. Bu çalışma, Hayvan ve Bitki Sağlığı Teftiş ve Karantina Bürosu, Tarım Konseyi, Executive Yuan, Tayvan’dan 107AS-8.7.1-BQ-B2 (1) numaralı hibe ile desteklenmiştir.
Materials
| 2.5% Trypsin (10x) | Gibco | 15090046 | Trppsin |
| 25 cm2 flask | Greiner bio-one | 690160 | |
| Acetone | Honeywell | 32201-1L | |
| Agarose I | VWR Life Science | 97062-250 | |
| Alcohol | NIHON SHIYAKU REAGENT | NS-32294 | |
| AMV Reverse Transcriptase | Promega | M5101 | |
| Antibiotic-Antimycotic(100X) | Gibco | 15240-062 | MEM-10 |
| Blade | Braun | BA215 | |
| Centrifuge | eppendorf | 5424R | |
| Chemilumineance system | TOP BIO CO. | MGIS-21-C2-1M | |
| Collection tube | Qiagen | 990381 | |
| Collection tube | SSI | 2341-SO | |
| Cover slide | Muto Pure chemical Co., LTD. | 24505 | |
| DNA analyzer | Applied Biosystems | 3700XL | |
| Fetal bovine serum | Gibco | 10437028 | MEM-10 |
| FITC Anti-Rabies Monoclonal Globulin | Fujirebio Diagnostic Inc. | 800-092 | FITC-conjugated anti-rabies antibodies: reagent B |
| Four-well Teflon-coating glass slide | Thermo Fisher Scientific | 30-86H-WHITE | |
| Gel Electrophoresis System | Major Science | MJ-105-R | |
| HBSS (1x) | Gibco | 14175095 | Trppsin |
| Incubator | ASTEC | SCA-165DS | |
| Inverted Microscope | Olympus | IX71 | |
| L-Glutamine 200 mM (100x) | Gibco | A2916801 | MEM-10 |
| LIGHT DIAGNOSTICS Rabies FAT reagent | EMD Millipore Corporation | 5100 | FITC-conjugated anti-rabies antibodies: reagent A |
| MagNA Pure Compact Instrument | Roche | 03731146001 | |
| MagNA Pure Compact NA Isolation Kit 1 | Roche | 03730964001 | |
| MEM (10x) | Gibco | 11430030 | MEM-10 |
| MEM NEAA (100x) | Gibco | 11140050 | MEM-10 |
| MEM vitamin solution | Gibco | 11120052 | MEM-10 |
| NaHCO3 | Merck | 1.06329.0500 | MEM-10 |
| Needle | Terumo | NN*2332R9 | |
| PBS | Medicago | 09-8912-100 | |
| Primer synthesis | Mission Biotech | ||
| RNasin ribonuclease inhibitor | Promega | N2111 | |
| Sequencing service | Mission Biotech | ||
| Slide | Thermo Scientific | AA00008032E00MNT10 | |
| Sodium Pyruvate (100 mM) | Gibco | 11360070 | MEM-10 |
| Stainless Steel Beads | QIAGEN | 69989 | |
| Sterile absorbent pad | 3M | 1604T-2 | |
| Syringe filter | Nalgene | 171-0045 | |
| Taq polymerase | JMR Holdings | JMR-801 | |
| Thermal cycler | Applied Biosystems | 2720 | |
| TissueLyser II | QIAGEN | 85300 | |
| Tongue depressor | HONJER CO., LTD. | 122246 | |
| Tweezer | Tennyson medical Instrument developing CO., LTD. | A0601 | |
| Tylosin Tartrate | Sigma | T6271-10G | MEM-10 |
Referências
- Kuzmin, I. V., Rupprecht, C. E., Nagarajan, T. Basic facts about lyssavirus. Current laboratory techniques in rabies diagnosis, research, and prevention, volume 1. , 3-21 (2014).
- Aréchiga Ceballos, N., et al. Novel lyssavirus in bat, Spain. Emerging Infectious Diseases. 19 (5), 793-795 (2013).
- Gunawardena, P. S., et al. Lyssavirus in Indian Flying Foxes, Sri Lanka. Emerging Infectious Diseases. 22 (8), 1456-1459 (2016).
- Hu, S. C., et al. Lyssavirus in Japanese Pipistrelle, Taiwan. Emerging Infectious Diseases. 24 (4), 782-785 (2018).
- Nokireki, T., Tammiranta, N., Kokkonen, U. -. M., Kantala, T., Gadd, T. Tentative novel lyssavirus in a bat in Finland. Transboundary Emerging Diseases. 65 (3), 593-596 (2018).
- Banyard, A. C., Evans, J. S., Luo, T. R., Fooks, A. R. Lyssaviruses and bats: emergence and zoonotic threat. Viruses. 6 (8), 2974-2990 (2014).
- Pal, S. R., et al. Rabies virus infection of a flying fox bat, Pteropus policephalus in Chandigarh, Northern India. Tropical and Geographical Medicine. 32 (3), 265-267 (1980).
- Smith, P. C., Lawhaswasdi, K., Vick, W. E., Stanton, J. S. Isolation of rabies virus from fruit bats in Thailand. Nature. 216 (5113), 384 (1967).
- Tang, X. Pivotal role of dogs in rabies transmission, China. Emerging Infectious Diseases. 11 (12), 1970-1972 (2005).
- Kuzmin, I. V., et al. Bat lyssaviruses (Aravan and Khujand) from Central Asia: phylogenetic relationships according to N, P and G gene sequences. Virus Research. 97 (2), 65-79 (2003).
- Arguin, P. M., et al. Serologic evidence of Lyssavirus infections among bats, the Philippines. Emerging Infectious Diseases. 8 (3), 258-262 (2002).
- Lumlertdacha, B., et al. Survey for bat lyssaviruses, Thailand. Emerging Infectious Diseases. 11 (2), 232-236 (2005).
- Kuzmin, I. V., et al. Lyssavirus surveillance in bats, Bangladesh. Emerging Infectious Diseases. 12 (3), 486-488 (2006).
- Reynes, J. -. M., et al. Serologic evidence of lyssavirus infection in bats, Cambodia. Emerging Infectious Diseases. 10 (12), 2231-2234 (2004).
- Nguyen, A. T., et al. Bat lyssaviruses, northern Vietnam. Emerging Infectious Diseases. 20 (1), 161-163 (2014).
- Liu, Y., Zhang, S., Zhao, J., Zhang, F., Hu, R. Isolation of Irkut virus from a Murina leucogaster bat in China. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (3), 2097 (2013).
- Kaplan, M. M., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Kiprowski, H. Safety precautions in handling rabies virus. Laboratory Techniques in Rabies, 4th Ed. , 3-8 (1996).
- Smith, I., Wang, L. F. Bats and their virome: an important source of emerging viruses capable of infecting humans. Current Opinion in Virology. 3 (1), 84-91 (2013).
- Corbet, G. B., Hill, J. E. . The mammals of the Indomalayan region: a systematic review. , (1992).
- Mayer, F., von Helversen, O. Cryptic diversity in European bats. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 268 (1478), 1825-1832 (2001).
- Epstein, J. H., Field, H. E., Wang, L. F., Cowled, C. Anthropogenic epidemics: the ecology of bat-borne viruses and our role in their emergence. Bats and viruses: a new frontier of emerging infectious diseases. , 249-280 (2016).
- . Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019)
- Hayman, D. T. S., et al. A universal real-time assay for the detection of Lyssaviruses. Journal of Virological Methods. 177 (1), 87-93 (2011).
- Franka, R., et al. A new phylogenetic lineage of rabies virus associated with western pipistrelle bats (Pipistrellus hesperus). Journal of General Virology. 87 (8), 2309-2321 (2006).
- Trimarchi, C. V., Smith, J. S., Press, A., Jackson, A. C., Wunner, W. H. Diagnostic evaluation. Rabies, 1st ed. , 307-349 (2002).
- Moldal, T., et al. First detection of European bat lyssavirus type 2 (EBLV-2) in Norway. BMC Veterinary Research. 13, 216 (2017).
- Robardet, E., et al. Comparative assay of fluorescent antibody test results among twelve European National Reference Laboratories using various anti-rabies conjugates. Journal of Virological Methods. 191 (1), 88-94 (2013).
- Hanlon, C. A., Nadin-Davis, S. A., Jackson, A. C. Laboratory diagnosis of rabies. Rabies, 3rd ed. , 409-459 (2013).
- Fischer, M., et al. A step forward in molecular diagnostics of lyssaviruses–results of a ring trial among European laboratories. PLoS ONE. 8 (3), 58372 (2013).
- David, D., et al. Rabies virus detection by RT-PCR in decomposed naturally infected brains. Veterinary Microbiology. 87 (2), 111-118 (2002).
- Robardet, E., Picard-Meyer, E., Andrieu, S., Servat, A., Cliquet, F. International interlaboratory trials on rabies diagnosis: an overview of results and variation in reference diagnosis techniques (fluorescent antibody test, rabies tissue culture infection test, mouse inoculation test) and molecular biology techniques. Journal of Virological Methods. 177 (1), 15-25 (2011).
