Summary

En in vitro 3D modell og beregningsorientert rørledning å kvantifisere det Vasculogenic potensialet av iPSC-avledet endothelial forfedre

Published: May 13, 2019
doi:

Summary

Endothelial forfedre avledet fra indusert Pluripotent stamceller (iPSC-EPs) har potensial til å revolusjonere hjerte-og karsykdommer behandlinger og for å muliggjøre etablering av mer trofaste hjerte-og karsykdommer modeller. Her beskrives innkapsling av iPSC-EPs i tredimensjonale (3D) kollagen-microenvironments og en kvantitativ analyse av disse cellens vasculogenic potensial.

Abstract

Induserte Pluripotent stamceller (iPSCs) er en pasient spesifikk, proliferativ celle kilde som kan differensiere til en hvilken som helst somatiske celle type. Bipotent endothelial forfedre (EPs), som kan differensiere til celletyper som er nødvendige for å montere modne, funksjonelle blodkar, har blitt avledet fra både embryonale og indusert Pluripotent stamceller. Disse cellene har imidlertid ikke blitt grundig evaluert i tredimensjonale miljøer, og en kvantitativ måling av deres vasculogenic potensial forblir unnvikende. Her er generering og isolering av iPSC-EPs via fluorescerende aktivert celle sortering først skissert, etterfulgt av en beskrivelse av innkapsling og kultur av iPSC-EPs i kollagen hydrogeler. Denne ekstracellulære matrise (ECM)-etterligne mikromiljøet oppmuntrer en robust vasculogenic respons; vaskulære nettverk form etter en uke med kultur. Opprettelsen av en beregningsorientert rørledning som utnytter åpen kildekode-programvare for å kvantifisere dette vasculogenic svaret er avgrenset. Denne rørledningen er spesielt utformet for å bevare 3D-arkitekturen i kapillær plexus å robust identifisere antall grener, forgrening poeng, og den totale nettverks lengden med minimal brukerinndata.

Introduction

Human navle vene endothelial celler (HUVECs) og andre primære endothelial celletyper har blitt benyttet for to ti år å modellere blod fartøy spirende og utvikling i vitro1. Slike vaskulære plattformer lover å belyse molekylær og vev-nivå mekanismer av hjerte-og karsykdommer og kan presentere fysiologiske innsikt i utviklingen av primitive vaskulære nettverk2,3. Selv om feltet av vaskulær modellering har vært vitne til betydelige fremskritt, en “gull standard” analysen som kan kvantitativt modell og vurdere fysiologiske vaskulær utvikling fortsatt unnvikende. De fleste publiserte protokoller ikke tilstrekkelig recapitulate den vaskulære nisje å oppmuntre til dannelse av modne, funksjonelle blodårer eller ikke har en metode for å kvantitativt sammenligne vasculogenic potensialet i vurdert celletyper i tre dimensjoner ( 3D).

Mange aktuelle vaskulære modeller er begrenset i sin evne til å etterligne den fysiologiske vaskulær nisje. En av de mest brukte in vitro plattformer er geléaktige protein blanding-basert rør formasjon analysen. Kort, HUVECs er sådd som enkeltceller på et tynt lag av gel som består av proteiner høstes fra murine sarkom ekstracellulære matrise (ECM); innen en til to dager, det HUVECs selv-montere i primitive rør4. Imidlertid skjer denne prosessen i to dimensjoner (2D) og endothelial celler (ECs) benyttes i denne analysen ikke danner vedlagt, hule lumen, og dermed begrense fysiologiske betydningen av disse studiene. Flere nylig, ECs og støtte celler (for eksempel Mesenchymal stamceller (MSCs) og pericytes) har vært co-kultivert i 3D-microenvironments som simulerer fiber arkitekturen til de innfødte ECM, slik som kollagen eller fibrin hydrogeler5. Å modellere vaskulær utvikling i denne mikromiljøet, polymer perler belagt med ECs er vanligvis ansatt6. Tillegg av eksogene vekstfaktorer og/eller vekstfaktorer skilles ut av andre celler interstitially innebygd i hydrogel kan indusere ECs, belegg på polymer perler, å spire og danne enkelt lumen; antall og diameter på spirer og fartøy kan deretter beregnes. Men disse spirer er entall og ikke danner et vedlagt, tilkoblet nettverk som er sett i fysiologiske forhold og dermed er mer minner om en svulst blodkar modell. Mikrovæskebasert enheter har også blitt benyttet for å etterligne den vaskulære nisje og å fremme dannelsen av blodkar i EC-Laden hydrogeler7,8. Vanligvis brukes en angiogenic vekstfaktor-gradient på sirkulerende cellekultur medium for å indusere EC migrasjon og spirende. ECs som utgjør lumen av utviklede fartøy er følsomme for skjær stresset indusert ved anvendelse av væske strømme gjennom mikrovæskebasert enheten; dermed fanger disse mikrovæskebasert enhetene opp viktige fysiologiske parametre som ikke er tilgjengelige i de statiske modellene. Men disse enhetene krever kostbare microfabrication evner.

Viktigst, alle tre vaskulære modeller (2D, 3D, mikrovæskebasert) overveldende utnytte primære ECs så vel som primære støtte celletyper. Primær-celler kan ikke utvikles til en effektiv kardiovaskulær behandling fordi cellene ville skape en immunrespons ved implantation; Videre, HUVECs og lignende primære celletyper er ikke pasientspesifikke og ikke fange vaskulær unormalt som oppstår hos pasienter med en genetisk disposisjon eller pre-eksisterende helsemessige forhold, for eksempel diabetes mellitus. Indusert Pluripotent stamceller (iPSCs) har dukket opp i det siste tiåret som en pasient-spesifikk, proliferativ celle kilde som kan skilles i alle somatiske celler i menneskekroppen9. Spesielt har protokoller blitt publisert som skisserer generering og isolering av iPSC-avledet endothelial forfedre (iPSC-EPs)10,11; iPSC-EPs er bipotent og kan derfor være ytterligere differensiert i endothelial celler og glatte muskelceller/pericytes, byggesteinene av modne, funksjonelle blodkar. Bare én studie har overbevisende detaljert utvikling av en primær kapillær plexus fra iPSC-EPs i en 3D-mikromiljøet12; Selv om denne studien er avgjørende for en forståelse av iPSC-EP montering og differensiering i naturlige og syntetiske hydrogeler, det gjorde ikke kvantitativt sammenligne nettverket topologi av den resulterende blodkar. En annen fersk studie har brukt polymer perle modell for å sammenligne spirende av HUVECs og iPSC-avledet ECs5. Derfor er det et klart behov for å ytterligere belyse den fysiske og kjemiske signalering mekanismer som regulerer iPSC-EP vasculogenesis i 3D microenvironments og å finne ut om disse cellene er egnet for iskemiske terapi og hjerte-og karsykdommer Modellering.

I det siste tiåret, har ulike åpen kildekodedata samlebånd og skeletonization algoritmer er utviklet for å kvantifisere og sammenligne vaskulær nettverks lengde og tilkobling. For eksempel, Charwat et al. utviklet en Photoshop-basert rørledning for å trekke ut en filtrert, binarized bilde av vaskulære nettverk avledet fra en co-kultur av fett-avledet stamceller og utvekst ECs i en fibrin matrise13,14. Kanskje den mest brukte topologi sammenligningsverktøy er AngioTool, et program utgitt online av National Cancer Institute15; til tross for programmets utbredte adopsjon og godt dokumentert troskap, er programmet begrenset til å analysere fartøy-lignende strukturer i to dimensjoner og andre programmer, inkludert AngioSys og Wimasis, deler samme dimensionality begrensning16. Kraftfull programvare suite som Imaris, Lucis, og programmet ha blitt bebygget å analysere nettverket topologi av konstruert microvasculature; Disse suitene er imidlertid kostnads uoverkommelige for de fleste akademiske laboratorier og begrenser tilgangen til kildekoden, noe som kan hindre muligheten for sluttbrukeren å tilpasse algoritmen til deres spesifikke program. 3D slicer, en åpen kildekode magnetisk resonans imaging/beregnet tomografi pakken inneholder en vaskulær modellering Toolkit som effektivt kan analysere topologien av 3D vaskulære nettverk17; Imidlertid er analysen avhengig av brukeren manuelt plassere endepunktene i nettverket, som kan bli kjedelige når analysere et stort datasett og kan bli påvirket av brukerens underbevissthet fordommer. I dette manuskriptet, en beregningsorientert rørledning som kan kvantifisere 3D vaskulære nettverk er beskrevet i detalj. Å overvinne det over-skissert begrensninger, denne åpen kilde beregningsorientert rørledning utnytter ImageJ å pre-forarbeide ervervet konfokalmikroskopi profilen å belaste det 3D kvantum i en skjelett analyserer. Skjelettet analysator bruker en parallell midtre akse tynning algoritme, og ble opprinnelig utviklet av Kerschnitzki et al. å analysere lengden og tilkobling av osteocyte nettverk18; denne algoritmen kan effektivt brukes til å karakterisere lengden og tilkobling av konstruert microvasculature.

Til sammen skisserer denne protokollen opprettelsen av mikrovaskulær nettverk i 3D-microenvironments og gir en åpen kildekode og bruker-bias gratis datasamlebånd rør for å lett sammenligne vasculogenic potensialet i iPSC-EPs.

Protocol

1. utarbeidelse av kultur Media og belegg løsninger For å forberede vitronectin belegg løsning, fortynne vitronectin 1:100 i Dulbecco ‘ s fosfat-bufret saltvann (DPBS).FORSIKTIG: Når fortynnet, er det ikke anbefalt å lagre denne løsningen for fremtidig bruk. Ved mottak av fenol rød-fri, vekstfaktor-redusert geléaktige protein blanding (se tabell over materialer) fra produsenten, tine på isen ved 4 ° c til blandingen er gjennomsiktig og væske. Å holde blandingen på is …

Representative Results

Etter differensiering (figur 1), FACS og innkapsling av IPSC-EPs i kollagen hydrogeler, vil cellene vanligvis forblir avrundet i 24 timer før du begynner å migrere og danne innledende lumen. Etter ca 6 dager med kultur, en primitiv kapillær plexus vil være synlig i hydrogel sett med brightfield mikroskopi (figur 2). Etter Imaging den faste, farget celle-Laden hydrogeler på en konfokalmikroskopi mikroskop (film 1, sup…

Discussion

Denne protokollen innebærer langsiktig kultur av celler i tre typer cellekultur medier: E8, LaSR basal, og EGM-2. Derfor bør det utvises stor forsiktighet for å sterilisere alle materialer på riktig måte. I tillegg bør laboratorie kåper og etanol-rengjort hansker alltid brukes når du arbeider i laboratoriet er laminær Flow Hood. Det anbefales å ofte teste for mycoplasma forurensning; Hvis en stor mengde rusk er observert under iPSC kultur eller et plutselig fall i differensiering effektivitet er notert, mycopla…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av American Heart Association (Grant nummer 15SDG25740035, tildelt J.Z.), National Institute of Biomedical Imaging og bioteknologi (NIBIB) av National Institutes of Health (Grant nummer EB007507, tildelt C.C.), og Alliansen for regenererende rehabilitering forskning & Training (AR3T, gi nummer 1 P2C HD086843-01, tildelt J.Z.). Vi ønsker å erkjenne Prof. Jeanne Stachowiak (The University of Texas i Austin) for hennes tekniske råd om konfokalmikroskopi mikroskopi. Vi er også takknemlige for diskusjoner med Samuel Mihelic (The University of Texas at Austin), Dr. Alicia Allen (The University of Texas i Austin), Dr. Julie Rytlewski (Adaptive Biotech), og Dr. Leon Bellan (Vanderbilt University) for sin innsikt i beregningsorientert analyse av 3D-nettverk. Til slutt takker vi Dr. Xiaoping Bao (University of California, Berkeley) for hans råd om å skille iPSCs inn i iPSC-EPs.

Materials

µ-Slide Angiogenesis Ibidi N/A A flat, glass bottom tissue-culture plate with side walls enables facile confocal imaging
96 well, round bottom, ultra low attachment microplate, sterile Corning 7007 Prevents the binding of cell-laden collagen hydrogels to the cell culture dish
Accutase STEMCELL Technologies 7920 Gentle cell detachment solution; does not degrade extracellular epitopes vital for FACS
Advanced DMEM/F12 Thermo Scientific 12634010 The base media for iPSC-EP differentiation. 
Barnstead GenPure xCAD Plus  Thermo Fisher Scientific 50136165 Water purification system; others can be readily substituted
Bovine Serum Albumin solution,7.5% in DPBS, sterile-filtered, BioXtra, suitable for cell culture Fisher Scientific A8412 To preserve cell viability when FACs sorting
CD34-PE, human (clone: AC136) Miltenyi Biotec 130-098-140 Antibody used for FACs isolation of iPSC-EPs
CHIR99021 LC Laboratories C-6556 Induces the formation of mesoderm from pluripotent stem cells
Collagen I Rat Tail High Protein 100 mg VWR 354249 Main component of the 3D microenvironment
Conical centrifuge tubes (15/50 mL) Fisher Scientific 14-959-49D/A Used to store and mix relatively large volumes of reagents and cell culture media
DAPI (4',6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride) Thermo Fisher Scientific D1306 To counterstain and visualize cell nuclei
DMEM/F12 Thermo Fisher Scientific 11320-082 For dilution of Matrigel and thawing of pluripotent stem cells
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS) ThermoFisher 14190-250 To wash monolayer cultures
EDTA Sigma-Aldrich E8008 For passaging of pluripotent stem cell colonies and to prevent cell aggregation when FACs sorting
Endothelial Cell Growth Medium 2 PromoCell C-22011 Promotes endothelial cell viability and proliferation
Essential 8 Medium Thermo Fisher Scientific A1517001   For maintenance of pluripotent stem cells
Glycine,BioUltra, for molecular biology, >=99.0% (NT) Sigma-Aldrich 50046 Neutralizes remaining detergent
L-Ascorbic acid 2-phosphate sesquimagnesium salt hydrate,>=95% Sigma-Aldrich A8960 Component of iPSC-EP differentiation medium
MATLAB MathWorks 1.8.0_152 Multi-paradigm numerical computing environment (free available at most academic institutions)
Matrigel Matrix GFR PhenolRF Mouse 10 mL (gelatinous protein mixture) Fisher Scientific 356231 Diluted in DMEM/F12 to coat plates for iPSC-EP differentiation
Medium-199 10X Thermo Fisher Scientific 1825015 Used to balance final hydrogel osmolarity and pH
Microcentrifuge tubes (1.7 mL) VWR 87003-294 Stores small volumes of reagents
Phosphate-buffered saline (PBS) Sigma-Aldrich P3813 The main ingredient of the immunostaining solutions
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Thermo Fisher Scientific 15140122 Antibiotic used after sorting to remove possible contamination from FACS instrument
Recombinant Human VEGF 165 Protein R&D Systems 293-VE Mitogen that stimulates endothelial cell proliferation and tubulogenesis
Rhodamine phalloidin Themo Fisher Scientific R415 To identify F-actin deposition and therfore outline the borders of the vascular networks
Triton X-100 (nonionic surfactant) Sigma-Aldrich X-100 Detergent used to gently permeabilize cells
Tween-20 (emulsifying reagent) Fisher Scientific BP337 Increases the binding specificity of the added antibodies
VE-Cadherin (F-8) Santa Cruz Biotechnology sc-9989  To identify 3D endothelial lumen in collagen hydrogels
Vitronectin ThermoFisher A14700 For maintenance of pluripotent stem cells
Y-27632 Selleck Chemicals S1049 Preserves pluripotent stem cell and iPSC-EP viability when dissociated and re-seeded

Referências

  1. Wang, K., Lin, R. -. Z., Melero-Martin, J. M. Bioengineering human vascular networks: trends and directions in endothelial and perivascular cell sources. Cellular and Molecular Life Sciences. , 1-19 (2018).
  2. Kant, R. J., Coulombe, K. L. K. Integrated approaches to spatiotemporally directing angiogenesis in host and engineered tissues. Acta Biomaterialia. 69, 42-62 (2018).
  3. Briquez, P. S., Clegg, L. E., Martino, M. M., Mac Gabhann, F., Hubbell, J. A. Design principles for therapeutic angiogenic materials. Nature Reviews Materials. 1 (1), 1-15 (2016).
  4. Arnaoutova, I., George, J., Kleinman, H. K., Benton, G. The endothelial cell tube formation assay on basement membrane turns 20: State of the science and the art. Angiogenesis. 12 (3), 267-274 (2009).
  5. Bezenah, J. R., Kong, Y. P., Putnam, A. J. Evaluating the potential of endothelial cells derived from human induced pluripotent stem cells to form microvascular networks in 3D cultures. Scientific Reports. 8 (1), 2671 (2018).
  6. Nakatsu, M. N., et al. VEGF121 and VEGF165 regulate blood vessel diameter through vascular endothelial growth factor receptor 2 in an in vitro angiogenesis model. Laboratory Investigation. 83 (12), 1873-1885 (2003).
  7. Shamloo, A., Heilshorn, S. C. Matrix density mediates polarization and lumen formation of endothelial sprouts in VEGF gradients. Lab on a Chip. 10 (22), 3061 (2010).
  8. Jeon, J. S., et al. Generation of 3D functional microvascular networks with human mesenchymal stem cells in microfluidic systems. Integrative Biology. 6 (5), 555-563 (2014).
  9. Takahashi, K., Yamanaka, S. Induction of Pluripotent Stem Cells from Mouse Embryonic and Adult Fibroblast Cultures by Defined Factors. Cell. 126 (4), 663-676 (2006).
  10. Kusuma, S., Macklin, B., Gerecht, S. Derivation and network formation of vascular cells from human pluripotent stem cells. Methods in Molecular Biology. 1202, 1-9 (2014).
  11. Lian, X., et al. Efficient differentiation of human pluripotent stem cells to endothelial progenitors via small-molecule activation of WNT signaling. Stem Cell Reports. 3 (5), 804-816 (2014).
  12. Kusuma, S., Shen, Y. -. I., Hanjaya-Putra, D., Mali, P., Cheng, L., Gerecht, S. Self-organized vascular networks from human pluripotent stem cells in a synthetic matrix. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 12601-12606 (2013).
  13. Charwat, V., et al. Potential and limitations of microscopy and Raman spectroscopy for live-cell analysis of 3D cell cultures. Journal of Biotechnology. 205, 70-81 (2015).
  14. Holnthoner, W., et al. Adipose-derived stem cells induce vascular tube formation of outgrowth endothelial cells in a fibrin matrix. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 9 (2), 127-136 (2012).
  15. Zudaire, E., Gambardella, L., Kurcz, C., Vermeren, S. A computational tool for quantitative analysis of vascular networks. PLoS ONE. 6 (11), 1-12 (2011).
  16. Khoo, C. P., Micklem, K., Watt, S. M. A comparison of methods for quantifying angiogenesis in the Matrigel assay in vitro. Tissue Engineering Part C: Methods. 17 (9), 895-906 (2011).
  17. Rytlewski, J. A., Geuss, L. R., Anyaeji, C. I., Lewis, E. W., Suggs, L. J. Three-dimensional image quantification as a new morphometry method for tissue engineering. Tissue Engineering Part C: Methods. 18 (7), 507-516 (2012).
  18. Kerschnitzki, M., et al. Architecture of the osteocyte network correlates with bone material quality. Journal of Bone and Mineral Research. 28 (8), 1837-1845 (2013).
  19. Bao, X., Lian, X., Palecek, S. P. Directed endothelial progenitor differentiation from human pluripotent stem cells via Wnt activation under defined conditions. Wnt Signaling: Methods and Protocols. 1481 (1), 183-196 (2016).
  20. Crosby, C. O., et al. Quantifying the vasculogenic potential of iPSC-derived endothelial progenitors in collagen hydrogels. Tissue Engineering Part A. , (2019).
  21. Li, C. H., Tam, P. K. S. An iterative algorithm for minimum cross entropy thresholding. Pattern Recognition Letters. 19 (8), 771-776 (1998).
  22. Kollmannsberger, P., Kerschnitzki, M., Repp, F., Wagermaier, W., Weinkamer, R., Fratzl, P. The small world of osteocytes: Connectomics of the lacuno-canalicular network in bone. New Journal of Physics. 19 (7), (2017).
  23. Crosby, C. O., Zoldan, J. Mimicking the physical cues of the ECM in angiogenic biomaterials. Regenerative Biomaterials. , (2019).
  24. Watanabe, K., et al. A ROCK inhibitor permits survival of dissociated human embryonic stem cells. Nature Biotechnology. 25 (6), 681-686 (2007).
  25. Kniazeva, E., Kachgal, S., Putnam, A. J., Ph, D. Effects of extracellular matrix density and mesenchymal stem cells on neovascularization in vivo. Tissue Engineering Part A. 17 (7-8), 905-914 (2011).
  26. Ghajar, C. M., et al. The effect of matrix density on the regulation of 3-D capillary morphogenesis. Biophysical Journal. 94 (5), 1930-1941 (2008).
  27. Morin, K. T., Smith, A. O., Davis, G. E., Tranquillo, R. T. Aligned human microvessels formed in 3D fibrin gel by constraint of gel contraction. Microvascular Research. 90, 12-22 (2013).
  28. Frantz, C., Stewart, K. M., Weaver, V. M. The extracellular matrix at a glance. Journal of Cell Science. 123 (24), 4195-4200 (2010).
check_url/pt/59342?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Crosby, C. O., Zoldan, J. An In Vitro 3D Model and Computational Pipeline to Quantify the Vasculogenic Potential of iPSC-Derived Endothelial Progenitors. J. Vis. Exp. (147), e59342, doi:10.3791/59342 (2019).

View Video