Summary

מורפולוגית ופונקציונלית הערכה של הסרט סינפסות בתדר ספציפי אזורים של העכבר שבלול

Published: May 10, 2019
doi:

Summary

כתב יד זה מתאר פרוטוקול ניסיוני להערכת מאפיינים מורפולוגיים ומעמד פונקציונלי של הסינפסות של רצועת הכלים בעכברים נורמליים. המודל הנוכחי מתאים גם לרעש המושרה והקשורות לגיל synaptopathy מודלים מוגבלים. גם התוצאות של לימודי העכבר הקודמים נדונו.

Abstract

שבלול תאים שיער פנימי (IHCs) לשדר אותות אקוסטיים לולייניות גנגליון נוירונים (SGNs) דרך הסינפסות רצועת הכלים. מספר מחקרים ניסיוניים הראו כי הסינפסות תא השיער עשוי להיות המטרות הראשוניות באובדן שמיעה sensorineural (SNHL). מחקרים כאלה הציעו את המושג של שבלול “synaptopathy”, אשר מתייחס שינויים מספר סינפסה בסרט, מבנה, או פונקציה שתוצאתה שידור סינפטית נורמלי בין IHCs ו SGNs. בעוד synaptopathy שבלול הוא בלתי הפיך, זה לא משפיע על סף השמיעה. במודלים ניסיוניים המושרה ברעש, נזק מוגבל לסינפסות IHC באזורי תדר נבחרים מועסק כדי לזהות את הגורמים הסביבתיים הגורמים במיוחד לsynaptopathy, כמו גם להשלכות הפיזיולוגיות של הפרעה לאוזן הפנימית הזו מעגל. כאן, אנו מציגים פרוטוקול לניתוח מורפולוגיה סינפטית שבלול ותפקוד באזור תדר ספציפי בעכברים למבוגרים. בפרוטוקול זה, לוקליזציה של שבלול של אזורים בתדר ספציפי מבוצעת באמצעות מפות מקום תדר בשילוב עם נתונים cochleogram, בעקבות המאפיינים מורפולוגית של סינפסות הסרט מוערכים באמצעות סינפטית חיסוני. הסטטוס התפקודי של הסינפסות ברצועת הכלים נקבע לאחר מכן על בסיס המוני של תגובת המוח השמיעה (ABR) גל I. הדו ח הנוכחי ממחיש כי גישה זו יכולה לשמש כדי להעמיק את ההבנה שלנו של הפתוגנזה ומנגנונים של תפקוד סינפטית ב שבלול, אשר עשוי לסייע בפיתוח התערבויות טיפוליות הרומן.

Introduction

תדרים בטווח של כ 20 \ u201220, 000 הרץ ניתן להיתפס כגירויים שמיעתי על ידי בני אדם. השמיעה האנושית היא בדרך כלל רגיש ביותר בקרבת 1,000 Hz, שבו רמת הלחץ הממוצע הקול הוא 20 μPa במבוגרים צעירים (כלומר, 0 דציבלים של רמת לחץ קול [dB SPL]). בכמה מצבים פתולוגיים, אובדן שמיעה מוגבל לתדרים ספציפיים. לדוגמה, בשלבים המוקדמים של אובדן שמיעה המושרה רעש (NIHL), “חריץ” (כלומר, שמיעה העלאת הסף) ניתן לצפות audiogram ב 4 kHz1. לאורך מחיצת שבלול היונקים, ההדרגתיות של נוקשות והמסה לייצר מפת תדר מעריכי, עם זיהוי צליל בתדר גבוה בבסיס של שבלול ואיתור תדר נמוך בקודקוד2. אכן, יש מפה בתדר המקום שבלול לאורך קרום בזיאר, המוביל מה שמכונה tonotopic הארגון2,3. כל מקום נתון על קרום בזיאר יש את הרגישות הגבוהה ביותר רק אחד תדר צליל מסוים, אשר מכונים בדרך כלל את התדר האופייני3,4, למרות התגובות תדרים אחרים ניתן גם לצפות.

עד כה, מודלים של עכברים שונים המועסקים לחקור פונקציה נורמלית, תהליכים פתולוגיים, ויעילות טיפולית במערכת השמיעה. ידע מדויק של הפרמטרים הפיזיולוגיים של שבלול העכבר הוא תנאי מוקדם עבור מחקרים כאלה של אובדן שמיעה. שבלול העכבר מחולק אנטומית לתוך הפונה הבסיס, באמצע, ו בסיס, המתאימות אזורי תדר שונים. על-ידי תיוג עצבי שמיעתי בתוך הגרעין שבלול לנתח אתרים המתאימים שלהם אינבציה היקפית ב שבלול, מולר ואח ‘ הצליח להקים את מפת תדר שבלול המקום בעכבר רגיל ב vivo5. במרווח של 7.2 – 61.8 kHz, אשר מתאים למיקומים בין 90% ו 10% מהאורך המלא של קרום בזיאר, העכבר שבלול מקום המפה תדר ניתן לתאר על ידי פונקציה רגרסיה פשוטה ליניארית, מציע קשר בין ה מרחק מנורמל מבסיס שבלול והלוגריתם של התדר האופייני5. בעכברי מעבדה, מפת תדר המקום ניתן להשתמש כדי לחקור את הקשר בין סף שמיעה בתוך טווחי תדרים ספציפיים ושבלול מראה את המספרים של תאי שיער חסרים באזורים יחסיים לאורך קרום בזיאר6. חשוב להניח, מפת תדר המקום מספקת מערכת מיקום לחקירה של נזק מבני מינימלי, כגון נזק הסינפסות רצועת הכלים של תאי השיער במקומות ספציפיים תדר שבלול בעכברים עם טראומה שמיעתי היקפית7 ,8.

ב שבלול היונקים, הסינפסות של הסרט מורכבת מסרט טרום סינפטיות, הקרנה צפופה באלקטרון המההילה הילה של שלפוחיות סינפטית מוכנות שחרור המכיל גלוטמט בתוך ה-IHC, ודחיסות פוסט-סינפטית במסוף העצבים של SGN עם קולטני גלוטמט9. במהלך התמרה צליל שבלול, הטיה של החבילה של תא השיער התוצאות ב-IHC depolarization, אשר מוביל גלוטמט לשחרר מ-Ihc אל המסופים הפוסט-סינפטיות, ובכך הפעלת מסלול השמיעה. הפעלת מסלול זה מובילה לטרנספורמציה של אותות מכניים המושרה הקול לתוך קוד תעריף ב-SGN10. אכן, הסרט ה-IHC סינפסה מתמחה במיוחד לשידורי צליל בשיעור של מאות הרץ עם דיוק גבוה בזמן, והוא בעל חשיבות קריטית למנגנון טרום-סינפטית של קידוד קול. מחקרים קודמים גילו כי הסינפסות הסרט להשתנות מאוד בגודל ומספר באזורים תדירות שונים בעכבר למבוגרים שבלול11,12, כנראה המשקף הסתגלות מבנית קידוד צליל מסוים עבור צרכי הישרדות. לאחרונה, ניסויים בבעלי חיים ניסיוניים הוכיחו כי synaptopathy שבלול תורמת לצורות מרובות של ליקויי שמיעה, כולל אובדן שמיעה המושרה רעש, הקשורות לגיל אובדן שמיעה, ואובדן שמיעה תורשתי13, 14. לפיכך, שיטות לזיהוי שינויים בקורלציה במספר סינפטית, מבנה ותפקוד באזורי תדר ספציפיים המועסקים יותר ויותר במחקרים של פיתוח שמיעה ומחלת האוזן הפנימית, באמצעות מודלים שנוצרו באמצעות מניפולציה ניסויית של משתנים גנטיים או סביבתיים15,16,17.

בדוח הנוכחי, אנו מציגים פרוטוקול לניתוח מספר סינפטית, מבנה, ותפקוד באזור תדר מסוים של קרום בזיאר בעכברים למבוגרים. לוקליזציה של תדר שבלול מבוצעת באמצעות מפת תדר מקום נתון בשילוב עם cochleogram. מאפיינים נורמליים מורפולוגית של הסינפסות בסרט שבלול מוערכים באמצעות מערכת החיסונית הפוסט-סינפטית. הסטטוס הפונקציונלי של הסינפסות סרט שבלול נקבע על בסיס המוני suprathreshold של גל ABR I. באמצעות שינויים קלים, ניתן להשתמש בפרוטוקול זה כדי לבחון תנאים פיזיולוגיים או פתולוגיים במודלים של בעלי חיים אחרים, כולל חולדות, שרקנים, וגרבילים.

Protocol

כל ההליכים בוצעו בהתאם NRC/ILAR מדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה (8 ה Edition). פרוטוקול המחקר אושר על ידי טיפול בעלי חיים מוסדיים ועדת השימוש של האוניברסיטה הרפואית ההון, בייג, סין. 1. בחירת חיות לכל הניסויים, השתמשו בעכבר זכר מבוגר C57BL/6J (בן 8 שבועות) כמודל החי.הערה: C57BL/…

Representative Results

ABR בדיקות שמיעה בוצעו עבור 10 C57BL/6J עכברים (8 שבועות של גיל) תחת הרדמה. ABRs היתה היתה באמצעות גירויים פרץ טון ב 4, 8, 16, 32, ו 48 kHz. סף השמיעה של כל חיה זוהה באופן חזותי על ידי הבחנה לפחות אחת צורת גל ברורה ב ABR. כל העכברים הציגו ספי ABR בתגובה התפרצויות טון, נע בין 25 ו 70 dB SPL בהתאם לתדירות של הגירוי. התוצאות …

Discussion

מאז synaptopathy שבלול התאפיין לראשונה בעכברים למבוגרים עם שינוי סף זמני (TTS) המושרה על ידי 8 \ u201216 kHz הלהקה רעש ב 100 dB SPL עבור 2 h31, חוקרים חקרו יותר ויותר את ההשפעות של synaptopathy במגוון יונקים, כולל קופים ובני אדם32,33. בנוסף לחשיפה רעש, מספר תנאים אחרים המשויכ?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכת על ידי הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (81770997, 81771016, 81830030); פרויקט המימון המשותף של קרן בייג למדעי הטבע וועדת החינוך של בייג (KZ201810025040); הקרן למדעי הטבע של בייג (7174291); ואת הקרן למדע פוסט-דוקטורט (2016M601067).

Materials

Ketamine hydrochloride Gutian Pharmaceutical Co., Ltd., Fujian, China H35020148 100mg/kg
Xylazine hydrochloride Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA X-1251 10mg/kg
TDT physiology apparatus Tucker-Davis Technologies, Alachua, FL, USA Auditory Physiology System III
SigGen/BioSig software Tucker-Davis Technologies, Alachua, FL, USA Auditory Physiology System III
Electric Pad Pet Fun 11072931136
Dumont forceps 3# Fine Science Tools, North Vancouver, B.C., Canada 0203-3-PO
Dumont forceps 5# Fine Science Tools, North Vancouver, B.C., Canada 0209-5-PO
Stereo dissection microscope Nikon Corp., Tokyo, Japan SMZ1270
Goat serum ZSGB-BIO, Beijing,China ZLI-9021
Anti-glutamate receptor 2, extracellular, clone 6C4 Millipore Corp., Billerica, MA, USA MAB397 mouse 
Purified Mouse Anti-CtBP2 BD Biosciences, Billerica, MA, USA 612044 mouse 
Alexa Fluor 568 goat anti-mouse IgG1antibody Thermo Fisher Scientific Inc., Waltham, MA, USA A21124 goat
Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG2a antibody Thermo Fisher Scientific Inc., Waltham, MA, USA A21131 goat
Mounting medium containing DAPI ZSGB-BIO, Beijing,China ZLI-9557
Confocal fluorescent microscopy Leica Microsystems, Wetzlar, Germany TCS SP8 II
Image Pro Plus software Media Cybernetics, Bethesda, MD, USA version 6.0
Professional diagnostic pocket otoscope Lude Medical Apparatus and Instruments Trade Co., Ltd., Shanghai,China HS-OT10
Needle electrode Friendship Medical Electronics Co., Ltd., Xi'an,China 1029 20 mm, 28 G
Closed-field speaker Tucker-Davis Technologies, Alachua, FL, USA CF1

Referências

  1. Lie, A., Skogstad, M., Johnsen, T. S., Engdahl, B., Tambs, K. The prevalence of notched audiograms in a cross-sectional study of 12,055 railway workers. Ear and Hearing. 36 (3), 86-92 (2015).
  2. Fettiplace, R. Hair cell transduction, tuning, and synaptic transmission in the mammalian cochlea. Comprehensive Physiology. 7 (4), 1197-1227 (2017).
  3. Liberman, M. C. The cochlear frequency map for the cat: labeling auditory-nerve fibers of known characteristic frequency. Journal of the Acoustical Society of America. 72 (5), 1441-1449 (1982).
  4. Fettiplace, R., Kim, K. X. The physiology of mechanoelectrical transduction channels in hearing. Physiological Reviews. 94 (3), 951-986 (2014).
  5. Muller, M., von Hunerbein, K., Hoidis, S., Smolders, J. W. A physiological place-frequency map of the cochlea in the CBA/J mouse. Hearing Research. 202 (1-2), 63-73 (2005).
  6. Viberg, A., Canlon, B. The guide to plotting a cochleogram. Hearing Research. 197 (1-2), 1-10 (2004).
  7. Paquette, S. T., Gilels, F., White, P. M. Noise exposure modulates cochlear inner hair cell ribbon volumes, correlating with changes in auditory measures in the FVB/nJ mouse. Scientific Reports. 6, 25056 (2016).
  8. Fernandez, K. A., Jeffers, P. W., Lall, K., Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Aging after noise exposure: acceleration of cochlear synaptopathy in “recovered” ears. Journal of Neuroscience. 35 (19), 7509-7520 (2015).
  9. Wichmann, C., Moser, T. Relating structure and function of inner hair cell ribbon synapses. Cell and Tissue Research. 361 (1), 95-114 (2015).
  10. Matthews, G., Fuchs, P. The diverse roles of ribbon synapses in sensory neurotransmission. Nature Reviews Neuroscience. 11 (12), 812-822 (2010).
  11. Liberman, L. D., Liberman, M. C. Postnatal maturation of auditory-nerve heterogeneity, as seen in spatial gradients of synapse morphology in the inner hair cell area. Hearing Research. 339, 12-22 (2016).
  12. Yang, L., et al. Maximal number of pre-synaptic ribbons are formed in cochlear region corresponding to middle frequency in mice. Acta Oto-Laryngologica. 138 (1), 25-30 (2018).
  13. Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Cochlear synaptopathy in acquired sensorineural hearing loss: Manifestations and mechanisms. Hearing Research. 349, 138-147 (2017).
  14. Moser, T., Starr, A. Auditory neuropathy–neural and synaptic mechanisms. Nature Reviews Neurology. 12 (3), 135-149 (2016).
  15. Yu, W. M., et al. A Gata3-Mafb transcriptional network directs post-synaptic differentiation in synapses specialized for hearing. Elife. 2, 01341 (2013).
  16. Buniello, A., et al. Wbp2 is required for normal glutamatergic synapses in the cochlea and is crucial for hearing. EMBO Molecular Medicine. 8 (3), 191-207 (2016).
  17. Gilels, F., Paquette, S. T., Beaulac, H. J., Bullen, A., White, P. M. Severe hearing loss and outer hair cell death in homozygous Foxo3 knockout mice after moderate noise exposure. Scientific Reports. 7 (1), 1054 (2017).
  18. Kane, K. L., et al. Genetic background effects on age-related hearing loss associated with Cdh23 variants in mice. Hearing Research. 283 (1-2), 80-88 (2012).
  19. Jiang, X. W., Li, X. R., Zhang, Y. P. Changes of ribbon synapses number of cochlear hair cells in C57BL/6J mice with age (Delta). International Journal of Clinical and Experimental Medicine. 8 (10), 19058-19064 (2015).
  20. Akil, O., Oursler, A., Fan, K., Lustig, L. Mouse auditory brainstem response testing. BIO-Protocol. 6 (6), (2016).
  21. Zhou, X., Jen, P. H. -. S., Seburn, K. L., Frankel, W. N., Zheng, Q. Y. Auditory brainstem responses in 10 inbred strains of mice. Brain Research. 1091 (1), 16-26 (2006).
  22. Montgomery, S. C., Cox, B. C. Whole mount dissection and immunofluorescence of the adult mouse cochlea. Journal of Visualized Experiments. (107), (2016).
  23. Schmitz, F., Konigstorfer, A., Sudhof, T. C. RIBEYE, a component of synaptic ribbons: a protein’s journey through evolution provides insight into synaptic ribbon function. Neuron. 28 (3), 857-872 (2000).
  24. Suzuki, J., Corfas, G., Liberman, M. C. Round-window delivery of neurotrophin 3 regenerates cochlear synapses after acoustic overexposure. Scientific Reports. 6, 24907 (2016).
  25. Rutherford, M. A. Resolving the structure of inner ear ribbon synapses with STED microscopy. Synapse. 69 (5), 242-255 (2015).
  26. Liberman, L. D., Liberman, M. C. Dynamics of cochlear synaptopathy after acoustic overexposure. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 16 (2), 205-219 (2015).
  27. Gilels, F., Paquette, S. T., Zhang, J., Rahman, I., White, P. M. Mutation of Foxo3 causes adult onset auditory neuropathy and alters cochlear synapse architecture in mice. Journal of Neuroscience. 33 (47), 18409-18424 (2013).
  28. Wan, G., Gomez-Casati, M. E., Gigliello, A. R., Liberman, M. C., Corfas, G. Neurotrophin-3 regulates ribbon synapse density in the cochlea and induces synapse regeneration after acoustic trauma. Elife. 3, (2014).
  29. Sergeyenko, Y., Lall, K., Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Age-related cochlear synaptopathy: an early-onset contributor to auditory functional decline. Journal of Neuroscience. 33 (34), 13686-13694 (2013).
  30. Furman, A. C., Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Noise-induced cochlear neuropathy is selective for fibers with low spontaneous rates. Journal of Neurophysiology. 110 (3), 577-586 (2013).
  31. Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Adding insult to injury: cochlear nerve degeneration after “temporary” noise-induced hearing loss. Journal of Neuroscience. 29 (45), 14077-14085 (2009).
  32. Valero, M. D., et al. Noise-induced cochlear synaptopathy in rhesus monkeys (Macaca mulatta). Hearing Research. 353, 213-223 (2017).
  33. Viana, L. M., et al. Cochlear neuropathy in human presbycusis: Confocal analysis of hidden hearing loss in post-mortem tissue. Hearing Research. 327, 78-88 (2015).
  34. Tong, M., Brugeaud, A., Edge, A. S. Regenerated synapses between postnatal hair cells and auditory neurons. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 14 (3), 321-329 (2013).
  35. Landegger, L. D., Dilwali, S., Stankovic, K. M. Neonatal murine cochlear explant technique as an in vitro screening tool in hearing research. Journal of Visualized Experiments. (124), (2017).
  36. Takeda, S., Mannström, P., Dash-Wagh, S., Yoshida, T., Ulfendahl, M. Effects of Aging and Noise Exposure on Auditory Brainstem Responses and Number of Presynaptic Ribbons in Inner Hair Cells of C57BL/6J Mice. Neurophysiology. 49 (5), 316-326 (2017).
  37. Mehraei, G., et al. Auditory brainstem response latency in noise as a marker of cochlear synaptopathy. Journal of Neuroscience. 36 (13), 3755-3764 (2016).

Play Video

Citar este artigo
Yu, S., Du, Z., Song, Q., Qu, T., Qi, Y., Xiong, W., He, L., Wei, W., Gong, S., Liu, K. Morphological and Functional Evaluation of Ribbon Synapses at Specific Frequency Regions of the Mouse Cochlea. J. Vis. Exp. (147), e59189, doi:10.3791/59189 (2019).

View Video