Aquí, presentamos un protocolo para estudiar el mecanismo molecular de la translocación de protones a través de membranas lipídica de liposomas sola, usando citocromo bo3 como ejemplo. Combinación electroquímica y microscopia de fluorescencia, cambios en el pH en el lumen de las vesículas individuales, contienen solo o múltiples enzimas, puede ser detectado y analizado individualmente.
Enzimas bombas de protones, de electrones de transferencia cadenas par redox las reacciones de translocación de protón a través de la membrana, creando una fuerza protón-motriz utilizada para la producción de ATP. La naturaleza anfifílicas de proteínas de membrana requiere especial atención para su manejo y reconstitución en el medio lipídico natural es indispensable en el estudio de procesos de transporte de membrana como la translocación de protones. Aquí detallamos un método que se ha utilizado para la investigación del mecanismo de bombeo de protones de las enzimas redox de membrana, teniendo citocromo bo3 de Escherichia coli como ejemplo. Una combinación de microscopía electroquímica y de fluorescencia se utiliza para controlar el estado redox de las quinona piscina y monitorear cambios en el pH en el lumen. Debido a la resolución espacial de la microscopia fluorescente, cientos de liposomas se pueden medir simultáneamente mientras que el contenido de la enzima puede ser reducido a una sola enzima o transportador por liposomas. El análisis de la respectiva enzima solo puede revelar patrones en la dinámica funcional de enzimas que puede estar ocultos si no por el comportamiento de toda la población. Incluimos una descripción de una secuencia de comandos para el análisis de imagen automatizado.
Información sobre mecanismos de enzimas y cinética se obtiene generalmente en el nivel de conjunto o de macroescala con población de enzima en los miles de millones de moléculas, donde las mediciones representan un promedio estadístico. Se sabe, sin embargo, que macromoléculas complejas como las enzimas pueden demostrar heterogeneidad en su comportamiento y mecanismos moleculares observados a nivel de conjunto no son necesariamente válidos para cada molécula. Tales desviaciones en la escala de la molécula individual han sido ampliamente confirmados por estudios de enzimas individuales con una variedad de métodos emergentes durante el último dos décadas1. En particular, detección de la fluorescencia de la actividad enzimática individuales se ha utilizado para investigar la heterogeneidad de la actividad de enzimas2,3 o descubrir el efecto de memoria supuesto (períodos de actividad de las enzimas altas por periodos de baja actividad y viceversa)4,5.
Muchos estudios de la enzima solo requieren que las enzimas son inmovilizadas sobre la superficie o espacial fija de otra manera permanecer suficientemente largo en el campo de visión para la observación continua. Encapsulación de enzima en liposomas se ha demostrado para permitir la inmovilización de la enzima al tiempo que evita cualquier impacto negativo por la superficie enzimas o proteínas interacciones6,7. Además, liposomas ofrecen una posibilidad única para el estudio de proteínas de la membrana solo en sus lípidos naturales bicapa entorno8,9,10.
Una clase de proteínas de membrana, transportadores, ejerce un desplazamiento direccional de sustancias a través de la membrana celular, un comportamiento que sólo puede ser estudiada cuando las proteínas se reconstituyen en el lípido bicapas (por ejemplo, liposomas)11, 12,13. Por ejemplo, translocación de protones, expuesto por varias enzimas de cadenas de transporte del electrón de prokaryotic y eukaryotic, desempeña un papel importante en la respiración celular, mediante la creación de una fuerza protón-motriz utilizada para la síntesis de ATP. En este caso, la actividad de bombeo de protones está acoplado a la transferencia de electrones, aunque el mecanismo detallado de este proceso a menudo sigue siendo elusivo.
Recientemente, hemos demostrado la posibilidad de detección fluorescente par con electroquímica para el estudio de actividad de las enzimas individuales de la oxidasa terminal ubiquinol de Escherichia coli (citocromo bo3) de bombeo de protones reconstituida en liposomas14. Esto se logró mediante la encapsulación de un colorante fluorescente impermeable membrana sensible al pH en el lumen de liposomas preparados a partir de E. coli lípidos polares (figura 1A). La cantidad de proteína fue optimizada para que liposomas mayoría tampoco contienen ninguna o solamente una molécula de enzima reconstituido (según la distribución de Poisson). Los dos sustratos de citocromo bo3 fueron proporcionados mediante la adición de ubiquinona a la mezcla de lípidos que forman los liposomas y el oxígeno (ambiente) en solución. Los liposomas son entonces escasamente fijado por adsorción en un electrodo de oro ultra suave semitransparente, cubierto con una monocapa uno mismo-montado de 6-mercaptohexanol. Finalmente, el electrodo se monta en la parte inferior de una celda electroquímicas simple (figura 1B). Control electroquímico del estado redox quinona piscina permite una flexible activar o detener la reacción enzimática en cualquier momento, mientras que el tinte pH-sensible se utiliza para monitorear cambios en el pH dentro del lumen de los liposomas como resultado de la translocación de protones por el enzimas. Por utilizar que se puede determinar la intensidad de fluorescencia de un colorante fluorescente en segundo lugar, enlazados a lípidos, el tamaño y el volumen de los liposomas y la cuantificación de protones enzima actividad de bombeo. Usando esta técnica, en particular encontramos que citocromo bo3 moléculas son capaces de entrar en un estado de escape espontáneo que rápidamente se disipa la fuerza motriz protónica. El objetivo de este artículo es presentar la técnica de mediciones solo liposomas en detalle.
El método descrito es adecuado para el estudio de las proteínas de la membrana respiratoria que pueden ser reconstituidas en liposomas de bombeo de protones y son capaces de intercambiar electrones con la piscina de la quinona. Actividad de bombeo del protón puede controlarse a nivel individual-enzima con colorantes sensibles al pH (proporcionales) encapsulados en el lumen del liposoma (figura 1A).
El método se basa en la capacidad de ubiquinona (u otras quino…
The authors have nothing to disclose.
Los autores reconocen la BBSRC (BB/P005454/1) para apoyo financiero. NH fue financiado por el programa de VILLUM Fundación joven investigador.
6-Mercapto-1-hexanol (6MH) | Sigma | 451088 | 97% |
8-hydroxypyrene-1,3,6-trisulphonic acid (HPTS) | BioChemika | 56360 | |
Aluminium holder (Electrochemical cell) | Custom-made | 30x30x7 mm; inner diameter: 26 mm; hole diameter: 15 mm | |
Auxiliary electrode | platinum wire | ||
Chloroform | VWR Chemicals | 83627 | |
E.coli polar lipids | Avanti | 100600C | 25 mg/mL in chloroform |
Epoxy | EPO-TEK | 301-2FL | low fluorescence epoxy |
Fiji (ImageJ 1.52d) | Required plugins: StackReg and TurboReg (http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/stackreg/) | ||
Filter cube ("ATTO633") | Chroma Technology Corporation | Ex: 620/60 nm; DM: 660 nm; Em: 700/75 nm | |
Filter cube ("HPTS1") | Chroma Technology Corporation | Ex: 470/20 nm; DM: 500 nm; Em: 535/48 nm | |
Filter cube ("HPTS2") | Chroma Technology Corporation | Ex: 410/300 nm; DM: 500 nm; Em: 535/48 nm | |
Filter cube ("Texas Red") | Chroma Technology Corporation | Ex: 560/55 nm; DM: 595 nm; Em: 645/75 nm | |
Fluorescent dye-labelled lipids (FDLL) | ThermoFisher Scientific | T1395MP | TexasRed-DHPC was used in this work (λexc 595 nm; λem 615 nm) |
Fluorescent dye-labelled lipids (FDLL) (alternative) | ATTO-TEC | AD 633-161 | ATTO633-DOPE can be used as alternative (λexc 630 nm; λem 651 nm) |
Gel filtration column | GE Healthcare | 28-9893-33 | HiLoad 16/600 Superdex 75 pg, for additional protein purification |
Glass coverslips | VWR International | 631-0172 | No 1.5 |
Glass syringe | Hamilton | 1725 RNR | 250 µL |
Glass vials | Scientific Glass Laboratories Ltd | T101/V1 | 1.75 mL capacity |
Gold | GoodFellow | 99.99% | |
Gramacidin | Sigma | G5002 | |
Mercury sulfate reference electrode | Radiometer (Hash) | E21M012 | |
Microcentrifuge | Eppendorf | Minispin NL040 | |
Microscope | Nikon | Eclipse Ti | |
Microscope Camera | Andor | Zyla 5.5 sCMOS | |
Microscope Lamp | Nikon | Intensilight C-HGFI | |
NIS-Elements AR 5.0.2 | Nikon | Microscope acquisition software | |
n-Octyl β-D-glucopyranoside | Melford Laboratories | B2007 | |
Nova 1.10 | Metrohm | Potentiostat control software | |
Objective | Nikon | Plan Apo λ 60x/1.4 oil | |
OriginPro 2017 | OriginLab | Plotting software | |
O-ring (Electrochemical cell) | Orinoko | Inner diameter: 16 mm; cross section: 1.5 mm | |
Plastic tubes | Eppendorf | 3810X | 1.5 mL |
Polystyrene microbeads | Bio-RAD | 152-3920 | Biobeads, 20-50 mesh |
Potentiostat | Metrohm Autolab | PGSTAT 128N | |
Potentiostat | CH Instruments | CHI604C | |
Scripting software | Matlab | R2017a | Required toolboxes: 'Image Processing Toolbox', 'Parallel Computing Toolbox', 'Curve Fitting Toolbox', 'System Identification Toolbox', 'Optimization Toolbox' |
Silicon wafers | IDB Technologies LTD | Si-C2 (N<100>P) | Ø 25 mm, 525 um thick |
Teflon cell (Electrochemical cell) | Custom-made | Outer diameter: 26 mm; inner diameter: 13.5 mm | |
Temple-Stripped Ultra-Flat Gold Surfaces | Platypus Technologies | AU.1000.SWTSG | Alternative ready-to-use ultra-flat gold surfaces (Thickness below 100 nm on demand) |
Thin micropipette tips | Sarstedt | 70.1190.100 | or similar gelloader tips 200 µL |
Ubiquinone-10 | Sigma | C-9538 | |
Ultracentrifuge | Beckman-Coulter | L-80XP | with Ti 45 rotor |
Ultrasonic bath | Fisher Scientific | FB15063 |