Nous présentons ici un protocole afin d’étudier le mécanisme moléculaire de la translocation des protons à travers les membranes lipidiques des liposomes unique, à l’aide du cytochrome bo3 à titre d’exemple. Combinant l’électrochimie et la microscopie de fluorescence, les variations de pH dans la lumière des vésicules unique, contenant un seul ou plusieurs enzymes, peuvent être détectés et analysés individuellement.
Enzymes de proton-pompage d’électron transfert chaînes couple rédox de translocation des protons à travers la membrane, création d’une force proton-motrice utilisée pour la production d’ATP. Le caractère amphiphile des protéines membranaires nécessite une attention particulière à leur maniement et reconstitution dans l’environnement lipidique naturel est indispensable lorsque l’on étudie les processus de transport de membrane comme proton translocation. Ici, nous détaillons une méthode qui a été utilisée pour l’étude du mécanisme de proton-pompage des enzymes d’oxydoréduction membranaires, prenant du cytochrome bo3 d’ Escherichia coli par exemple. Une combinaison de microscopie par fluorescence et de l’électrochimie est utilisée pour contrôler l’état redox des quinone piscine et moniteur changements de pH dans la lumière. En raison de la résolution spatiale de la microscopie fluorescente, des centaines de liposomes peuvent être mesurés simultanément, tandis que la teneur enzymatique peut être réduite à une seule enzyme ou le transporteur par liposome. L’analyse respectifs seule enzyme peut révéler des patrons dans la dynamique fonctionnelle d’enzyme qui pourrait sinon être masquée par le comportement de l’ensemble de la population. Nous incluons une description d’un script pour l’analyse d’image automatique.
Informations sur les mécanismes enzymatiques et cinétique sont généralement obtenues au niveau d’ensemble ou échelle macroscopique avec population enzyme par milliers à des millions de molécules, où les mesures représentent une moyenne statistique. On sait, toutefois, que des macromolécules complexes telles que les enzymes peuvent démontrer hétérogénéité dans leur comportement et mécanismes moléculaires observés au niveau de l’ensemble ne sont pas nécessairement valables pour chaque molécule. Ces écarts sur l’échelle de la molécule individuelle ont été largement confirmés par des études sur les enzymes unique avec une variété de méthodes émergent pendant les dernières deux décennies1. Notamment, la détection par fluorescence de l’activité enzymatique individuels a été utilisée pour étudier l’hétérogénéité de l’activité d’enzymes,2,3 et découvrez l’effet de mémoire ce qu’on appelle (périodes d’activité d’enzymes élevés ont réussi par des périodes de faible activité et vice versa)4,5.
De nombreuses études seule enzyme exigent que les enzymes sont immobilisées sur la surface ou dans l’espace fixe dans une autre façon de rester suffisamment longtemps dans le champ de vision pour l’observation continue. Encapsulation d’enzyme dans des liposomes a été démontrée pour permettre l’immobilisation d’enzymes tout en empêchant toute incidence négative due la surface enzymes ou protéines interactions6,7. En outre, les liposomes offrent une possibilité unique pour étudier les protéines de la membrane unique dans leur naturelle lipidique bi-couche environnement8,9,10.
Une classe de protéines membranaires, transporteurs, exerce une translocation directionnelle des substances à travers la membrane de la cellule, un comportement qui ne peut être étudiée lorsque les protéines sont reconstituées dans les lipides des bicouches (p. ex., liposomes)11, 12,13. Par exemple, translocation des protons, exposée par plusieurs enzymes des chaînes de transport d’électrons procaryotes et eucaryotes, joue un rôle important dans la respiration cellulaire en créant une force proton-motrice utilisée pour la synthèse d’ATP. Dans ce cas, le proton de l’activité de pompage est couplé au transfert d’électron, bien que les modalités de ce processus souvent demeure insaisissable.
Récemment, nous avons démontré la possibilité de détection par fluorescence couple avec électrochimie pour étudier l’activité des enzymes unique de l’oxydase d’ubiquinol terminal d’ Escherichia coli ( bo3du cytochrome) de pompage protonique reconstitué dans les liposomes14. Ceci a été réalisé par encapsulation d’un colorant fluorescent membrane imperméable sensibles au pH dans la lumière de liposomes, préparé à partir d’e. coli lipides polaires (Figure 1 a). La quantité de protéines a été optimisée pour que la plupart des liposomes figurant non plus aucun ou qu’une seule molécule d’enzyme reconstituée (selon la distribution de Poisson). Les deux substrats du cytochrome bo3 ont été fournis en ajoutant l’ubiquinone au mélange lipidique qui formaient les liposomes et oxygène (ambiante) en solution. Les liposomes sont ensuite faiblement adsorbés sur une électrode d’or ultra-lisse semi-transparent, recouverte d’un monocouches auto-assemblées de 6-mercaptohexanol. Enfin, l’électrode est monté sur le fond d’une cellule simple spectroélectrochimiques (Figure 1 b). Contrôle électrochimique de l’état redox de quinone piscine permet de déclencher avec souplesse ou de bloquer la réaction enzymatique à tout moment, tandis que le colorant sensibles au pH sert à surveiller les changements de pH à l’intérieur de la lumière des liposomes par suite de la translocation des protons par le enzymes. En utilisant que l’intensité de la fluorescence d’un colorant fluorescent Deuxièmement, liés aux lipides, la taille et le volume des liposomes individuelles peut être déterminée et donc la quantification de l’activité de pompage de protonique enzyme. En utilisant cette technique, nous avons notamment constaté que cytochrome bo3 molécules sont capables d’entrer dans un état de fuite spontanée qui dissipe rapidement la force motrice de proton. Le but de cet article est d’introduire la technique de mesure unique liposome en détail.
La méthode décrite est apte à étudier la proton pompage de protéines membranaires respiratoire qui peuvent être reconstituées dans des liposomes et sont en mesure d’échanger des électrons avec la piscine de la quinone. L’activité de pompage de proton peut être contrôlé au niveau de single-enzymatique à l’aide de colorants sensibles au pH (ratiométrique) encapsulés dans le lumen de liposome (Figure 1 a).
La méthode repose sur la capacité de …
The authors have nothing to disclose.
Les auteurs reconnaissent le BBSRC (BB/P005454/1) pour un soutien financier. NH a été financé par le programme de jeunes chercheurs VILLUM Foundation.
6-Mercapto-1-hexanol (6MH) | Sigma | 451088 | 97% |
8-hydroxypyrene-1,3,6-trisulphonic acid (HPTS) | BioChemika | 56360 | |
Aluminium holder (Electrochemical cell) | Custom-made | 30x30x7 mm; inner diameter: 26 mm; hole diameter: 15 mm | |
Auxiliary electrode | platinum wire | ||
Chloroform | VWR Chemicals | 83627 | |
E.coli polar lipids | Avanti | 100600C | 25 mg/mL in chloroform |
Epoxy | EPO-TEK | 301-2FL | low fluorescence epoxy |
Fiji (ImageJ 1.52d) | Required plugins: StackReg and TurboReg (http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/stackreg/) | ||
Filter cube ("ATTO633") | Chroma Technology Corporation | Ex: 620/60 nm; DM: 660 nm; Em: 700/75 nm | |
Filter cube ("HPTS1") | Chroma Technology Corporation | Ex: 470/20 nm; DM: 500 nm; Em: 535/48 nm | |
Filter cube ("HPTS2") | Chroma Technology Corporation | Ex: 410/300 nm; DM: 500 nm; Em: 535/48 nm | |
Filter cube ("Texas Red") | Chroma Technology Corporation | Ex: 560/55 nm; DM: 595 nm; Em: 645/75 nm | |
Fluorescent dye-labelled lipids (FDLL) | ThermoFisher Scientific | T1395MP | TexasRed-DHPC was used in this work (λexc 595 nm; λem 615 nm) |
Fluorescent dye-labelled lipids (FDLL) (alternative) | ATTO-TEC | AD 633-161 | ATTO633-DOPE can be used as alternative (λexc 630 nm; λem 651 nm) |
Gel filtration column | GE Healthcare | 28-9893-33 | HiLoad 16/600 Superdex 75 pg, for additional protein purification |
Glass coverslips | VWR International | 631-0172 | No 1.5 |
Glass syringe | Hamilton | 1725 RNR | 250 µL |
Glass vials | Scientific Glass Laboratories Ltd | T101/V1 | 1.75 mL capacity |
Gold | GoodFellow | 99.99% | |
Gramacidin | Sigma | G5002 | |
Mercury sulfate reference electrode | Radiometer (Hash) | E21M012 | |
Microcentrifuge | Eppendorf | Minispin NL040 | |
Microscope | Nikon | Eclipse Ti | |
Microscope Camera | Andor | Zyla 5.5 sCMOS | |
Microscope Lamp | Nikon | Intensilight C-HGFI | |
NIS-Elements AR 5.0.2 | Nikon | Microscope acquisition software | |
n-Octyl β-D-glucopyranoside | Melford Laboratories | B2007 | |
Nova 1.10 | Metrohm | Potentiostat control software | |
Objective | Nikon | Plan Apo λ 60x/1.4 oil | |
OriginPro 2017 | OriginLab | Plotting software | |
O-ring (Electrochemical cell) | Orinoko | Inner diameter: 16 mm; cross section: 1.5 mm | |
Plastic tubes | Eppendorf | 3810X | 1.5 mL |
Polystyrene microbeads | Bio-RAD | 152-3920 | Biobeads, 20-50 mesh |
Potentiostat | Metrohm Autolab | PGSTAT 128N | |
Potentiostat | CH Instruments | CHI604C | |
Scripting software | Matlab | R2017a | Required toolboxes: 'Image Processing Toolbox', 'Parallel Computing Toolbox', 'Curve Fitting Toolbox', 'System Identification Toolbox', 'Optimization Toolbox' |
Silicon wafers | IDB Technologies LTD | Si-C2 (N<100>P) | Ø 25 mm, 525 um thick |
Teflon cell (Electrochemical cell) | Custom-made | Outer diameter: 26 mm; inner diameter: 13.5 mm | |
Temple-Stripped Ultra-Flat Gold Surfaces | Platypus Technologies | AU.1000.SWTSG | Alternative ready-to-use ultra-flat gold surfaces (Thickness below 100 nm on demand) |
Thin micropipette tips | Sarstedt | 70.1190.100 | or similar gelloader tips 200 µL |
Ubiquinone-10 | Sigma | C-9538 | |
Ultracentrifuge | Beckman-Coulter | L-80XP | with Ti 45 rotor |
Ultrasonic bath | Fisher Scientific | FB15063 |