Summary

식 및 단일 입자 Cryo 전자 현미경 검사 법에 의하여 구조 결심에 대 한 인간의 지질 민감한 양이온 채널 TRPC3의 정화

Published: January 07, 2019
doi:

Summary

이 프로토콜 cryo 전자 현미경 검사 법, 효율적으로 최소한의 노력 및 독성, 단백질 추출, 정화, 포유류 세포에 있는 유전자를 표현 하는 데 사용 되는 잠재 시스템을 포함 하 여 이온 채널 구조를 결정 하는 데 사용 하는 기법을 설명 합니다. 그리고 품질 검사, 샘플 그리드 준비 및 심사, 뿐만 아니라 데이터 수집 및 처리.

Abstract

정식 TRP subfamily의 일시적인 수용 체 잠재력 채널 (TRPCs)은 비선택적 양이온 채널 칼슘 항상성 기능을 유지 하기 위해 중요 한 특히 저장소 운영 칼슘 항목에서에서 필수적인 역할을 시 냅 시스 소포 방출 하 고 세포내 신호 통로입니다. 따라서, TRPC 채널 다양 한 심장 비 대 등 심장 혈관 질환, 파 킨 슨 병 같은 신경 퇴행 성 질환, 척 증과 같은 신경학 적 장애 등 인간의 질병에에서 연루 되었습니다. 따라서, TRPC 채널 인간의 질병에 잠재적인 pharmacologic 대상을 나타냅니다. 그러나,이 채널에서 게이팅의 분자 메커니즘 여전히 명확 하지 않다. 균질, 안정적이 고 순화 된 단백질의 대량 취득에 어려움 특히 TRPC 이온 채널 등 포유류 막 단백질에 대 한 구조 결정 연구에 제한 요인이 되었습니다. 여기, 선물이 포유류 이온 채널 막 단백질 선호도 및 크기 배제 크로마토그래피에 의해 수정 된 잠재 유전자 전달 시스템 및 이러한 단백질의 정화를 사용 하 여 대규모 표현 위한 프로토콜. 선물이 더 순화 된 단백질에서 단일 입자 cryo 전자 현미경 이미지를 수집 하 고 이러한 이미지를 사용 하 여 단백질 구조를 결정 하는 프로토콜. 구조 결정 게이팅 및 기능 이온 채널의 메커니즘을 이해 하는 강력한 방법입니다.

Introduction

칼슘 신호 폭포, 녹음 제어, 신경 전달 물질 방출, 및 호르몬 분자 합성1,2,3등 가장 세포질 과정에서 포함 된다. 무료 cytosolic 칼슘의 항상성 유지 건강 및 세포의 기능에 결정적 이다. 세포내 칼슘 항상성의 주요 메커니즘 중 하나는 칼슘 저장소 운영 항목 (SOCE)는 칼슘의 소모에에서 저장 된 바인딩과 그물 (응급실) 트리거 이온 채널 개방 촉진 하기 위하여 플라즈마 멤브레인에 프로세스는 4,,56더 신호에 사용할 수 있는 ER 칼슘 보충 TRP superfamily 속하는 칼슘 침투성 채널은 일시적인 수용 체 잠재력 채널 (TRPCs), SOCE7,,89 에 주요 참여자로 확인 되었습니다.

TRPC 가족에서 7 멤버 중 TRPC3, TRPC6, 및 TRPC7 homologue 하위 그룹을 형성 하 고 지질 보조 메신저 diacylglycerol (DAG)의 신호 지질 저하 제품에 의해 활성화 될 수 있는 고유 phosphatidylinositol 4, 5 bisphosphate (PIP2)10,11. TRPC3은 매우 부드러운 근육에 영향 neurotransmission 및 성체12,13칼슘 신호에서 필수적인 역할을 재생 하는 두뇌의 대뇌와 소 뇌 영역에 표시 됩니다. TRPC3의 부전 중앙 신 경계 질환, 심혈 관 질환 및 난소 선 암14,,1516등 특정 암에 연결 되었습니다. 따라서, TRPC3는 이러한 질병의 치료에 대 한 제약 대상으로 약속을 보유 하고있다. TRPC3에 특별히 대상된 약물의 개발 등 지질 바인딩 사이트17,18, 분자 활성화 메커니즘의 이해의 부족에 의해 제한 되었습니다. 우리 보고 인간 TRPC3 채널 (hTRPC3)와 닫힌된 상태에 그것의 2 개의 지질 바인딩 사이트의 첫 번째 원자 해결책 구조19이러한 메커니즘 대 한 중요 한 통찰력을 제공.

높은 해상도에서 막 단백질의 구조를 결정 하기 위한 핵심 요소는 높은 품질의 단백질을 얻을 것입니다. 표현과 정화 조건 고품질 단백질을 얻기 위해 필요한의 해당 검사는 시간과 비용이 많이 드는 노력 될 수 있습니다. 여기 우리는 어떻게 우리가 식별 표현과 hTRPC3, 우리의 초기 심사에서 가난 하 게 행동의 정화에 대 한 최적의 조건을 자세히 설명 하는 프로토콜을 제시. 우리는 해결 하 고 누워 우리의 cryo 전자에 대 한 견고한 기초 현미경 (cryo-EM) 연구 하는 단백질 동작을 최적화 하는 방법에 몇 가지 핵심 포인트를 제시. 수정된 baculoviral 생성 하는 벡터 (pEG), Gouaux와 동료에 의해 개발 된 심사 분석 및 포유류 세포20에 잠재의 효율적인 생성에 대 한 최적화를 사용 합니다. 이 식은 메서드는 포유류 세포 막에 있는 단백질의 신속 하 고 비용 효율적인 overexpression에 적합 합니다. 우리는의 사용이 형광 검출 크기-배제 크로마토그래피 기반이 벡터 (FSEC) 방법21prescreening를 결합 한다. 이 메서드와 관심의 구조를 융합 하는 녹색 형광 단백질 (GFP) 태그를 사용 하 여 작은, 전체 셀 solubilized 샘플에서 대상 단백질의 시각화를 향상 시킵니다. 이 다른 세제 및 첨가물, thermostabilizing 돌연변이와 단백질 안정성의 심사 가능 하며 소규모 과도 transfection에서 세포의 작은 숫자의 사용을 허용 한다. 이 방법에서는, 다양 한 조건 수 빠르게 상영 대규모 단백질 정화로 이동 하기 전에. 다음 식, 심사, 그리고 정화, 선물이 및 곳을 알아내는-EM 생성 단백질의 de novo 구조 결심 하에서 이미지를 처리 하는 프로토콜. 우리는 여기에 설명 된 방법을 일반화할 프로토콜 TRP 채널 수용 체와 다른 막 단백질의 구조 연구로 될 것입니다 믿습니다.

Protocol

1. DH10α Bacmid DNA를 생산 하기 위해 유능한 세포의 변화 관심사의 유전자를 합성 하 고 N terminus (pFastBacI)20에서 트 롬 빈 분열 사이트와 트윈 strep 태그, His8-태그 및 GFP를 포함 하는 말뚝 벡터의 수정된 된 버전으로 그것을 subclone. 5 추가 하 여 유능한 세포를 변형 세포 1.5 ml에서 튜브와 얼음에 10 분 동안 품 어 DH10α의 50 μ에 pFastBacI에 원하는 유전자를 포함 하는 플라스…

Representative Results

식에 대 한 프로토콜의 도식 개요 및 hTRPC3의 정화 그림 1A에 표시 됩니다. HTRPC3 bacmid 플레이트 bacmid DNA 정화, 선정 하는 나와 비슷한 이상적인 백색 식민지와의 이미지는 그림 1B에서 표시 됩니다. 우리는 그 48 h는 분명 Bluo 여자 고립 된 식민지의 존재를 유지 하면서 얼룩을 발견. GFP 형광에 의해 시각으로 hTRPC3에 대 한 P2 바이러?…

Discussion

곳을 알아내는-그들에 의해 단백질의 구조 결정은 지난 몇 년 동안, 새로운 카메라와 알고리즘의 개발을 크게 하지 않는 단백질 구조 결정 속도 덕분에 구조 생물학 분야 혁명 쉽게 정보, 특히 막 단백질. 모든 cryo-EM 기술에서 최근의 진보에도 불구 하 고 높은-품질 종종 이미지를 촉진 하기 위하여 순화 된 단백질의 품질과 수량에 충분 한 준비 시간이 걸리는, 비용이 많이 드는, 그리고 도전 남아 ?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리 데이터 수집에는 데이비드 밴 Andel 고급 Cryo 전자 현미경 검사 법에 대 한 지원에 대 한 G. 자오와 X. 멩 감사합니다. VARI-고성능 컴퓨팅 팀을 전산 지원 부탁 드립니다. 우리는이 원고를 크게 개선 하는 의견에 대 한 명. 클레 멘 테, 디 비, 제이 Floramo, 영 황, Y. 김, C. 뮬러, B. 로스, 그리고 Z. Ruan 우리의 감사를 제공 합니다. 이 원고에 대 한 편집 지원에 감사 디 Nadziejka 하 고. 이 작품은 내부 바리에서 지 원하는 자금.

Materials

pEG BacMam vector (pFastBacI) addgene 31488
DH10α cells Life Technologies 10361-012
S.O.C. media Corning 46003CR for transformation of DH10α cells for Bacmid
Bacmam culture plates Teknova L5919 for culture of transformed DH10α cells
Incubation shaker for bacterial cells Infors HT Multitron standard
Incubated orbital shaker for insect cells Thermo-Fisher SHKE8000
Reach-in CO2 incubator for mammalian cells Thermo-Fisher 3951
Table-top orbital shaker Thermo-Fisher SHKE416HP used in Reach-in CO2 incubator for mammalian cells
Incubator VWR 1535 for bacterial plates
QIAprep Spin Miniprep Kit Qiagen 27106 for plasmid extraction and purification
Phenol:Chloroform:Isoamyl alcohol Invitrogen 15593031 for DNA extraction
Sf9 cells Life Technologies 12659017 insect cells for producing virus
Sf-900 media Gibco 12658-027 insect cell media
FBS Atlanta Biologicals S11550
Cellfectin II Gibco 10362100 for transfecting insect cells
lipofectamine 2000 Invitrogen 11668-027 for transfecting mamalian cells
0.2 mm syringe filter VWR 28145-501 for filtering P1 virus
0.2 mm filter flasks 500ml resevoir Corning 430758 for filtering P2 virus
erlenmeyer culture flask (flat bottom 2L) Gene Mate F-5909-2000 for culturing insect cells
erlenmeyer culture flask (baffled 2L) Gene Mate F-5909-2000B for culturing mammalian cells
nanodrop 2000 spectrophotometer Thermo-Fisher ND-2000 for determining DNA and protein concentrations
HEK293 ATCC CRL-3022 mammalian cells for producing protein
Freestyle 293 expression Medium Gibco 1238-018 mammalian cell media for protein expression
Butyric Acid Sodium Salt Acros 263195000 to amplify protein expression
PMSF Acros 215740500 protease inhibitor
Aprotinin from bovine lung Sigma-Aldrich A1153-100MG protease inhibitor
Leupeptin hydrochloride Sigma-Aldrich 24125-16-4 protease inhibitor
pepstatin A Fisher Scientific BP2671-250 protease inhibitor
digitonin EMD Millipore 300410 detergent – to solubilize protein from membrane
imidazole Sigma 792527 to elute protein from resin column
TALON resin Clonetech 635504 for affinity purification by His-tag
superose6 incease columns GE 29091596; 29091597 for HPLC and FPLC
Prominence Modular HPLC System Shimadzu See Below
Controller Module " CBM20A
Solvent Delivery System " LC30AD
Fluorescence Detector " RF20AXS
Autosampler with Cooling " SIL20ACHT
Pure FPLC System with Fractionator Akta
thrombin (alpha) Haematologic Technologies Incorporated HCT-0020 Human alpha for cleaving GFP tag
Amicon Ultra 15 mL 100K centrifugal filter tube Millipore UFC910008 for concentrating protein
EDTA Fisher E478500 for stabilizing protein
400 mesh carbon-coated copper grids Ted Pella Inc. 01754-F grids for negative stain
Quantifoil holey carbon grid (gold, 1.2/1.3 μm size/hole space, 300 mesh) Electron Microscopy Sciences Q3100AR1.3 grids for Cryo-EM
Vitrobot Mark III FEI for preparing sample grids by liquid ethane freezing
liquid nitrogen Dura-Cyl UN1977
ethane gas Airgas UN1035
Solarus Plasma System Gatan Model 950 for cleaning grids before sample freezing
Tecnai Spirit electron microscope FEI for negative stain EM imaging
Talos Arctica electron microsocope FEI for screening and low resolution imaging of Cryo-EM grids
Titan Krios electron microscope FEI for high-resolution Cryo-EM imaging
Software
Gautomatch software http://www.mrc-lmb.cam.ac.uk/kzhang/Gautomatch/ to pick particles from micrographs
Relion 2.1 software https://github.com/3dem/relion to construct 2D and 3D classification
CryoSPARC software https://cryosparc.com/ to generate an initial structure model
Frealign software http://grigoriefflab.janelia.org/frealign to refine particles
Coot software https://www2.mrc-lmb.cam.ac.uk/personal/pemsley/coot/ to build a model
MolProbity software http://molprobity.biochem.duke.edu/ to evaluate the geometries of the atomic model
SerialEM software http://bio3d.colorado.edu/SerialEM/ for automated serial image stack acquisition
MortionCor2 software http://msg.ucsf.edu/em/software/motioncor2.html for motion correction of summed movie stacks
GCTF software https://www.mrc-lmb.cam.ac.uk/kzhang/Gctf/ for measuring defocus values in movie stacks
Phenix.real_space_refine software https://www.phenix-online.org/documentation/reference/real_space_refine.html for real space refinement of the initial 3D model

Referências

  1. Berridge, M. J., Bootman, M. D., Roderick, H. L. Calcium signalling: dynamics, homeostasis and remodelling. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 4 (7), 517-529 (2003).
  2. Kumar, R., Thompson, J. R. The regulation of parathyroid hormone secretion and synthesis. Journal of the American Society of Nephrology. 22 (2), 216-224 (2011).
  3. Sudhof, T. C. Calcium control of neurotransmitter release. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 4 (1), a011353 (2012).
  4. Ong, H. L., de Souza, L. B., Ambudkar, I. S. Role of TRPC Channels in Store-Operated Calcium Entry. Advances in Experimental Medicine and Biology. 898, 87-109 (2016).
  5. Smyth, J. T., et al. Activation and regulation of store-operated calcium entry. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 14 (10), 2337-2349 (2010).
  6. Prakriya, M., Lewis, R. S. Store-Operated Calcium Channels. Physiological Reviews. 95 (4), 1383-1436 (2015).
  7. Liu, X., Singh, B. B., Ambudkar, I. S. TRPC1 is required for functional store-operated Ca2+ channels. Role of acidic amino acid residues in the S5-S6 region. Journal of Biological Chemistry. 278 (13), 11337-11343 (2003).
  8. Zhu, X., Jiang, M., Birnbaumer, L. Receptor-activated Ca2+ influx via human Trp3 stably expressed in human embryonic kidney (HEK)293 cells. Evidence for a non-capacitative Ca2+ entry. Journal of Biological Chemistry. 273 (1), 133-142 (1998).
  9. Zhu, X., et al. trp, a novel mammalian gene family essential for agonist-activated capacitative Ca2+ entry. Cell. 85 (5), 661-671 (1996).
  10. Itsuki, K., et al. Voltage-sensing phosphatase reveals temporal regulation of TRPC3/C6/C7 channels by membrane phosphoinositides. Channels (Austin). 6 (3), 206-209 (2012).
  11. Tang, J., et al. Identification of common binding sites for calmodulin and inositol 1,4,5-trisphosphate receptors on the carboxyl termini of trp channels. Journal of Biological Chemistry. 276 (24), 21303-21310 (2001).
  12. Gonzalez-Cobos, J. C., Trebak, M. TRPC channels in smooth muscle cells. Frontiers in Bioscience (Landmark Edition). 15, 1023-1039 (2010).
  13. Li, H. S., Xu, X. Z., Montell, C. Activation of a TRPC3-dependent cation current through the neurotrophin BDNF). Neuron. 24 (1), 261-273 (1999).
  14. Becker, E. B., et al. Candidate screening of the TRPC3 gene in cerebellar ataxia. Cerebellum. 10 (2), 296-299 (2011).
  15. Kitajima, N., et al. TRPC3 positively regulates reactive oxygen species driving maladaptive cardiac remodeling. Scientific Reports. 6, 37001 (2016).
  16. Yang, S. L., Cao, Q., Zhou, K. C., Feng, Y. J., Wang, Y. Z. Transient receptor potential channel C3 contributes to the progression of human ovarian cancer. Oncogene. 28 (10), 1320-1328 (2009).
  17. Oda, K., et al. Transient receptor potential cation 3 channel regulates melanoma proliferation and migration. Journal of Physiological Sciences. 67 (4), 497-505 (2017).
  18. Xia, M., Liu, D., Yao, C. TRPC3: A New Target for Therapeutic Strategies in Chronic Pain-DAG-mediated Activation of Non-selective Cation Currents and Chronic Pain (Mol Pain 2014;10:43). Journal of Neurogastroenterology and Motility. 21 (3), 445-447 (2015).
  19. Fan, C., Choi, W., Sun, W., Du, J., Lu, W. Structure of the human lipid-gated cation channel TRPC3. Elife. 7, e36852 (2018).
  20. Goehring, A., et al. Screening and large-scale expression of membrane proteins in mammalian cells for structural studies. Nature Protocols. 9 (11), 2574-2585 (2014).
  21. Hattori, M., Hibbs, R. E., Gouaux, E. A fluorescence-detection size-exclusion chromatography-based thermostability assay to identify membrane protein expression and crystallization conditions. Structure (London, England: 1993). 20 (8), 1293-1299 (2012).
  22. Zheng, S. Q., et al. MotionCor2: anisotropic correction of beam-induced motion for improved cryo-electron microscopy. Nature Methods. 14 (4), 331-332 (2017).
  23. Zhang, K. Gctf: Real-time CTF determination and correction. Journal of Structural Biology. 193 (1), 1-12 (2016).
  24. Scheres, S. H. RELION: implementation of a Bayesian approach to cryo-EM structure determination. Journal of Structural Biology. 180 (3), 519-530 (2012).
  25. Punjani, A., Rubinstein, J. L., Fleet, D. J., Brubaker, M. A. cryoSPARC: algorithms for rapid unsupervised cryo-EM structure determination. Nature Methods. 14 (3), 290-296 (2017).
  26. Grigorieff, N. Frealign: An Exploratory Tool for Single-Particle Cryo-EM. Methods in Enzymology. 579, 191-226 (2016).
  27. Emsley, P., Lohkamp, B., Scott, W. G., Cowtan, K. Features and development of Coot. Acta Crystallographica Section D: Biological Crystallography. 66 (Pt 4), 486-501 (2010).
  28. Afonine, P. V., et al. Towards automated crystallographic structure refinement with phenix.refine. Acta Crystallographica Section D: Biological Crystallography. 68 (Pt 4), 352-367 (2012).
  29. Chen, V. B., et al. MolProbity: all-atom structure validation for macromolecular crystallography. Acta Crystallographica Section D: Biological Crystallography. 66 (Pt 1), 12-21 (2010).
  30. Scheres, S. H. W., Chen, S. Prevention of overfitting in cryo-EM structure determination. Nature Methods. 9 (9), 853-854 (2012).
  31. Scheres, S. H. W. RELION: Implementation of a Bayesian approach to cryo-EM structure determination. Journal of Structural Biology. 180 (3), 519-530 (2012).
  32. Grigorieff, N. Frealign: An Exploratory Tool for Single-Particle Cryo-EM. Methods in Enzymology. 579, 191-226 (2016).
  33. Chen, V. B., et al. MolProbity: all-atom structure validation for macromolecular crystallography. Acta Crystallographica Section D-Biological Crystallography. 66, 12-21 (2010).
  34. Emsley, P., Lohkamp, B., Scott, W. G., Cowtan, K. Features and development of Coot. Acta Crystallographica Section D-Biological Crystallography. 66, 486-501 (2010).
  35. Green, E. M., Au, Thermostabilization, Expression, Purification, and Crystallization of the Human Serotonin Transporter Bound to S-citalopram. Journal of Visualized Experiments. (117), e54792 (2016).
  36. Mesa, P., Deniaud, A., Montoya, G., Schaffitzel, C. Directly from the source: endogenous preparations of molecular machines. Current Opinion in Structural Biology. 23 (3), 319-325 (2013).
  37. Bayburt, T. H., Sligar, S. G. Membrane Protein Assembly into Nanodiscs. FEBS letters. 584 (9), 1721-1727 (2010).
  38. Winkler, P. A., Huang, Y., Sun, W., Du, J., Lü, W. Electron cryo-microscopy structure of a human TRPM4 channel. Nature. 552, 200-204 (2017).
  39. Autzen, H. E., et al. Structure of the human TRPM4 ion channel in a lipid nanodisc. Science. 359 (6372), 228-232 (2017).
  40. Guo, J., et al. Structures of the calcium-activated, non-selective cation channel TRPM4. Nature. 552 (7684), 205-209 (2017).
  41. Parmar, M., et al. Using a SMALP platform to determine a sub-nm single particle cryo-EM membrane protein structure. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. 1860 (2), 378-383 (2018).
  42. Gulati, S., et al. Detergent-free purification of ABC (ATP-binding-cassette) transporters. Biochemical Journal. 461 (2), 269-278 (2014).

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Haley, E., Choi, W., Fan, C., Sun, W., Du, J., Lü, W. Expression and Purification of the Human Lipid-sensitive Cation Channel TRPC3 for Structural Determination by Single-particle Cryo-electron Microscopy. J. Vis. Exp. (143), e58754, doi:10.3791/58754 (2019).

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