Summary

生理活性とエネルギー依存性タンパク質輸送アッセイでの使用の分離

Published: September 28, 2018
doi:

Summary

生理活性チラコイドの高収率分離のためにここのプロトコルおよび葉緑体ツイン アルギニン転流 (cpTat)、分泌 (cpSec1)、およびシグナル認識粒子 (cpSRP) のための蛋白質輸送アッセイを提案します。

Abstract

葉緑体は、緑色植物の多数の重要な代謝経路を運ぶための責任で細胞小器官最も特に光合成。葉緑体には、チラコイド膜システムすべての光合成色素、反応中心複合体、電子キャリアのほとんどを住宅と光依存性 ATP 合成のためあります。葉緑体タンパク質の 90% 以上は、核でエンコードされ、細胞質で翻訳、後葉緑体にインポートします。さらにタンパク質輸送やチラコイド膜は、4 つの転流経路の一つを利用しています。ここでは、3 つのエネルギー依存性 cpTat、cpSec1、および cpSRP を介した経路を介して輸送アッセイと一緒に豆 (エンドウ) からトランスポート主務チラコイドの単離のため高収率手法について述べる。これらのメソッドは、生体膜、チラコイドのタンパク質の局在、輸送エネルギーおよびタンパク質輸送のメカニズムに関する実験を有効にします。

Introduction

適切な葉緑体機能の責任タンパク質機械のほぼすべては細胞質1から移行する必要があります。葉緑体エンベロープでタンパク質は、トランスロコン (TOC) の外側の膜と内膜 (TIC)2トランスロコンを通じてインポートされます。さらに、チラコイドにターゲット膜と内腔がツイン アルギニン転 (cpTat)3、分泌 (cpSec1)4、信号認識粒子 (cpSRP)5自発挿入経路6 を通じて行われます。.生理活性の葉緑体のチラコイド膜高収率分離法はエネルギー論および転流イベント、各経路で多様なトランスポート機構を理解し、ローカライズの体内動態を測定するために必要な葉緑体の六つの異なる区画のいずれかに関心の特定のタンパク質基質です。

葉緑体膜の分離は、輸送エネルギーの測定に影響を与える要因 (塩と基質濃度 ATP/GTP と pH 条件の存在など) をより実験的制御を提供していて、速度論。この体外環境は同じ理由のための転流機構詳細の探査に適しています。さらに、葉緑体タンパク質の局在化の予言するソフトウェアは、78をしましたが、輸送の in vitroアッセイでは、確認のため高速な方法顕微鏡蛍光アッセイ遺伝的コード化蛍光タグ、植物形質転換および/または特定の抗体が必要です。ここでは、輸送アッセイごとエネルギー依存チラコイドの転流経路の最適化のためだけでなく、エンドウ豆 (エンドウ) から葉緑体とチラコイドの隔離のためのプロトコルを提案する.

Protocol

1. 初期の材料 400 mL の水で 3 時間のエンドウ豆の約 55 g を浸漬し、その後、プラスチック製のトレイに種をまく (35 cm × 20 cm × 6 cm) 土バーミキュ ライトの薄層で覆われています。 12/12 h/暗 (50 Με/m2s) サイクル 9 ~ 15 日の下 20 の ° C でエンドウ豆のトレイを成長します。 推奨される方法に従ってタンパク質基板を準備します。注: さまざまな 1 を含む方法を使?…

Representative Results

正常に輸送基質の量を測定するには、1 つまたは複数の「パーセント入力」車線を含めると便利です。以下に示すデータ、最終輸送反応をせずにチラコイドの 10% 使用しています。この「% 入力」前駆体基板のサイズを視覚化することができます。割合に対して輸送比較基板、基板の知られている、定義された量を表すことができます上下にタンパク質を用意して最初?…

Discussion

葉緑体とチラコイドの分離

過度の破損が発生することができます貧しい葉緑体の分離そしてこうして貧しいチラコイドをグラデーションで分離後もたらします。優しくブレンドと完全に均質になるまで 15 秒サイクルでパルスの前にすべての材料を浸漬を確保することによって収穫された組織を均質化することをお勧めします。必要に応じて、各ラウンドで以下の組織とブ?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この原稿は化学専攻、地球科学、生命科学、米国エネルギー省を介してグラント ・ デ ・ SC0017035 の基本的なエネルギー科学の 408 のオフィスで準備されました。

Materials

Pisum sativum seeds Seedway LLC, Hall, NY 8686 – Little Marvel
Miracloth Calbiochem, Gibbstown, NJ 475855-1
80% Acetone Sigma, Saint Louis, MO 67-64-1
Blender with sharpened blades Waring Commercial BB155S
Polytron 10-35 Fischer Sci 13-874-617
Percoll Sigma, Saint Louis, MO GE17-0891-01
Beckman J2-MC with JA 20 rotor Beckman-Coulter 8043-30-1180
Sorvall RC-5B with HB-4 rotor Sorvall 8327-30-1016
100 mM dithiothreitol (DTT) in 1xIB Sigma, Saint Louis, MO 12/3/83 Can be frozen in aliquots for future use
200 mM MgATP in 1xIB Sigma, Saint Louis, MO 74804-12-9 Can be frozen in aliquots for future use
Thermolysin in 1xIB (2mg/mL) Sigma, Saint Louis, MO 9073-78-3 Can be frozen in aliquots for future use
HEPES Sigma, Saint Louis, MO H3375
K-Tricine Sigma, Saint Louis, MO T0377
Sorbitol Sigma, Saint Louis, MO 50-70-4
Magnesium Chloride Sigma, Saint Louis, MO 7791-18-6
Manganese Chloride Sigma, Saint Louis, MO 13446-34-9
EDTA Sigma, Saint Louis, MO 60-00-4
BSA Sigma, Saint Louis, MO 9048-46-8
Tris Sigma, Saint Louis, MO 77-86-1
SDS Sigma, Saint Louis, MO 151-21-3
Glycerol Sigma, Saint Louis, MO 56-81-5
Bromophenol Blue Sigma, Saint Louis, MO 115-39-9
B-Mercaptoethanol Sigma, Saint Louis, MO 60-24-2

Referências

  1. Ellis, R. Chloroplast protein synthesis: principles and problems. Sub-cellular biochemistry. 9, 237 (1983).
  2. Li, H. -. m., Chiu, C. -. C. Protein transport into chloroplasts. Annual review of plant biology. 61, (2010).
  3. Cline, K., Ettinger, W., Theg, S. M. Protein-specific energy requirements for protein transport across or into thylakoid membranes. Two lumenal proteins are transported in the absence of ATP. Journal of Biological Chemistry. 267 (4), 2688-2696 (1992).
  4. Skalitzky, C. A., et al. Plastids contain a second sec translocase system with essential functions. Plant physiology. 155 (1), 354-369 (2011).
  5. Dabney-Smith, C., Storm, A. . Plastid Biology. , 271-289 (2014).
  6. Kim, S. J., Jansson, S., Hoffman, N. E., Robinson, C., Mant, A. Distinct "assisted" and "spontaneous" mechanisms for the insertion of polytopic chlorophyll-binding proteins into the thylakoid membrane. Journal of Biological Chemistry. 274 (8), 4715-4721 (1999).
  7. Emanuelsson, O., Nielsen, H., Von Heijne, G. C. h. l. o. r. o. P. ChloroP, a neural network-based method for predicting chloroplast transit peptides and their cleavage sites. Protein Science. 8 (5), 978-984 (1999).
  8. Emanuelsson, O., Brunak, S., Von Heijne, G., Nielsen, H. Locating proteins in the cell using TargetP, SignalP and related tools. Nature protocols. 2 (4), 953 (2007).
  9. Ling, Q., Jarvis, R. Analysis of protein import into chloroplasts isolated from stressed plants. Journal of Visualized Experiments. (117), e54717 (2016).
  10. Lo, S. M., Theg, S. M. . Photosynthesis Research Protocols. , 139-157 (2011).
  11. Vernon, L. P. Spectrophotometric determination of chlorophylls and pheophytins in plant extracts. Analytical Chemistry. 32 (9), 1144-1150 (1960).
  12. Knott, T. G., Robinson, C. The secA inhibitor, azide, reversibly blocks the translocation of a subset of proteins across the chloroplast thylakoid membrane. Journal of Biological Chemistry. 269 (11), 7843-7846 (1994).
  13. Yuan, J., Henry, R., McCaffery, M., Cline, K. SecA homolog in protein transport within chloroplasts: evidence for endosymbiont-derived sorting. Science. 266 (5186), 796-798 (1994).
  14. Nohara, T., Nakai, M., Goto, A., Endo, T. Isolation and characterization of the cDNA for pea chloroplast SecA Evolutionary conservation of the bacterial-type SecA-dependent protein transport within chloroplasts. FEBS letters. 364 (3), 305-308 (1995).
  15. Endow, J. K., Singhal, R., Fernandez, D. E., Inoue, K. Chaperone-assisted post-translational transport of plastidic type I signal peptidase 1. Journal of Biological Chemistry. 290 (48), 28778-28791 (2015).
  16. Luirink, J., Sinning, I. SRP-mediated protein targeting: structure and function revisited. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Cell Research. 1694 (1-3), 17-35 (2004).
  17. Yuan, J., Henry, R., Cline, K. Stromal factor plays an essential role in protein integration into thylakoids that cannot be replaced by unfolding or by heat shock protein. Hsp70. Proceedings of the National Academy of Sciences. 90 (18), 8552-8556 (1993).
  18. Tjalsma, H., van Dijl, J. M. Proteomics-based consensus prediction of protein retention in a bacterial membrane. Proteomics. 5 (17), 4472-4482 (2005).
  19. Widdick, D. A., Eijlander, R. T., van Dijl, J. M., Kuipers, O. P., Palmer, T. A Facile Reporter System for the Experimental Identification of Twin-Arginine Translocation (Tat) Signal Peptides from All Kingdoms of Life. Journal of Molecular Biology. 375 (3), 595-603 (2008).
  20. Yuan, J., Cline, K. Plastocyanin and the 33-kDa subunit of the oxygen-evolving complex are transported into thylakoids with similar requirements as predicted from pathway specificity. Journal of Biological Chemistry. 269 (28), 18463-18467 (1994).
  21. Kirchhoff, H., Borinski, M., Lenhert, S., Chi, L., Büchel, C. Transversal and lateral exciton energy transfer in grana thylakoids of spinach. Bioquímica. 43 (45), 14508-14516 (2004).
  22. Frielingsdorf, S., Jakob, M., Klösgen, R. B. A stromal pool of TatA promotes Tat-dependent protein transport across the thylakoid membrane. Journal of Biological Chemistry. 283 (49), 33838-33845 (2008).
  23. Tu, C. -. J., Schuenemann, D., Hoffman, N. E. Chloroplast FtsY, chloroplast signal recognition particle, and GTP are required to reconstitute the soluble phase of light-harvesting chlorophyll protein transport into thylakoid membranes. Journal of Biological Chemistry. 274 (38), 27219-27224 (1999).

Play Video

Citar este artigo
Asher, A., Ganesan, I., Klasek, L., Theg, S. M. Isolation of Physiologically Active Thylakoids and Their Use in Energy-Dependent Protein Transport Assays. J. Vis. Exp. (139), e58393, doi:10.3791/58393 (2018).

View Video