Summary

Mesure taille de Acinus glandes hypopharyngiennes chez les travailleurs de l’abeille à miel (Apis mellifera)

Published: September 14, 2018
doi:

Summary

Taille d’acinus glandes hypopharyngiennes est une mesure fiable d’infirmière nutrition de miel abeille. Ici, nous fournissons un protocole détaillé pour la dissection, coloration, imagerie et mesurer les acini de glande infirmière abeille laryngée.

Abstract

Les glandes hypopharyngiennes infirmière produisent la fraction protéique du travailleur et la gelée royale qui est alimentée au développement des larves et des reines. Ces glandes jumelés qui sont trouvent dans la tête de l’abeille sont très sensibles à la quantité et qualité de pollen et de pollen suppléants que l’infirmière abeille consomme. Les glandes deviennent plus petits quand les infirmières sont nourris avec une alimentation déficiente et sont grands lorsqu’ils sont nourris avec une alimentation complète. Taille de glandes hypopharyngiennes infirmière étant un indicateur robuste de nutrition de l’infirmière, il est essentiel que ceux qui étudient le miel abeille nutrition savent comment mesurer ces glandes. Ici, nous fournissons des méthodes détaillées pour disséquer, coloration, imagerie et mesurer les glandes hypopharyngiennes d’infirmière abeille. Nous présentons des comparaisons des tissus incolores et colorées et les données qui ont été utilisées pour étudier l’impact du pollen sur la taille de la glande. Cette méthode a été utilisée pour tester comment alimentation impact sur la taille des glandes hypopharyngiennes mais a utilisation ultérieure pour comprendre le rôle de ces glandes en santé de la ruche.

Introduction

Abeilles à miel sont essentielles pour l’agriculture car ils pollinisent une variété de cultures qui sont consommés par les humains et les animaux. Beaucoup d’attention a été payé au déclin des populations d’abeilles de miel comme stationnaire de pertes de colonies autour de 30-40 % chaque année dans les États-Unis d’Amérique1 et 10 à 15 % en Europe2,3. Plusieurs facteurs, y compris la réduction de l’accès à la haute qualité de fourrage, probable acte ensemble pour nuire à la santé des abeilles miel. Monoculture, la sécheresse, les pratiques non durables de l’apiculture et autres facteurs diminuent la diversité et la quantité de pollen naturel disponible aux colonies4,5. Parce que les abeilles la quasi-totalité de leurs protéines alimentaires et lipides dérivent de pollen, accès réduit au pollen peut limiter sévèrement santé individuelle et de la colonie.

Les glandes hypopharyngiennes sont des structures sécrétrices situés en tête de l’abeille entre les yeux et le cerveau6. Dans des circonstances normales, la trajectoire développementale et fonctionnelle des glandes refléter celle de l’abeille se trouvent bien dans. Environ 5 à 10 jours après la naissance, l’abeille effectue des comportements de soins infirmiers dans la ruche. Dans ce même temps, les glandes hypopharyngiennes atteignent leur taille maximale et la capacité sécrétoire, produisant la fraction de protéine majeure de la couvée alimentaire ou la gelée nourri au développement des larves et autres adultes, tels que la Reine. À cette taille maximale, les glandes ressemblent à une grappe de raisin où chaque raisin est une structure discrète lobe appelée l’acinus (pluriel : acini). Comme l’abeille d’ouvrier ages et prend sur les différentes tâches dans la ruche, les glandes hypopharyngiennes rétrécissement et assumer des fonctions différentes, comme faire tomber les sucres dans le nectar7,8. Les glandes hypopharyngiennes sont donc en corrélation avec l’âge de l’abeille et leur tâche liée à l’âge.

Taille de glandes hypopharyngiennes infirmière est sensible à la quantité et la qualité des protéines dans leur alimentation9,10,11. Lorsque l’infirmière abeilles sont bien nourris, leurs glandes sont grandes. Considérant que les glandes sont petites quand l’abeille est privée de pollen, en particulier dans la première semaine de développement adulte. Afin de déterminer l’état nutritionnel d’une abeille d’infirmière, les chercheurs mesurent généralement les glandes hypopharyngiennes, soit en mesurant directement la glande acinus taille11,12,13,14 ou protéine contenu15,16 ou par la mesure de la protéine contenu11 ou poids frais17 de la tête entière où ils se trouvent. Chaque méthode a ses propres avantages et inconvénients. Nous préférons la résolution obtenue de mesurer les acini des glandes, bien que cette méthode peut être difficile de deux manières principales. Le premier défi consiste à identifier correctement et de disséquer la glande. La seconde est d’obtenir une mesure exacte de chaque acinus. Sous un microscope photonique dissection, les glandes apparaissent blanc transparent ou laiteux et des frontières des acini peuvent être difficiles à définir. Avoir des outils pour mieux définir le bord des acini et d’augmenter la probabilité d’obtenir des mesures précises de la glande est bénéfique à quiconque étudie miel abeille nutrition.

Ici, nous montrons les chercheurs intéressés comment disséquer, Angiome, image et mesurer les glandes hypopharyngiennes afin que des mesures précises de la taille de l’acinus est possible. La méthode que nous décrivons offre aux chercheurs une méthode facile, précise et reproductible pour la réalisation de multiples mesures de glande dans une période relativement courte de temps une fois que l’expérimentateur est suffisamment pratiqué. On pourrait en toute confiance mesurer les glandes de près de 10 personnes en un peu plus d’une heure. Nous offrons des détails sur la méthode et le matériel nécessaire à l’obtention de ces mesures. Les aspects les plus importants des méthodes décrites ci-dessous sont la bonne dissection et coloration des glandes. Bien que nous capturer les images grossies et mesurer les acini avec des logiciels commerciaux, les méthodes que nous présentons peuvent facilement être adaptés à d’autres plates-formes18.

Protocol

1. dissection et coloration des glandes hypopharyngiennes des travailleurs de l’infirmière Faire une plaque de dissection de cire de fondre la cire de réglage froid dans un petit (60 mm x 15 mm) ou un verre de grande taille (100 mm x 15 mm) boîte de Pétri. Laisser refroidir complètement la cire avant d’utiliser la plaque pour les dissections. Pour chaque abeille à traiter, préparer 20 µL d’une 01:20 Giemsa solution de travail (01:20 v/v de préparé la coloration de Giemsa dans une solut…

Representative Results

Glandes hypopharyngiennes ont été disséquées de travailleurs de l’infirmière et visualisées avec et sans tache un grossissement de X 60 à 80 (Figure 1). Dans les tissus sans tache, il est difficile de trouver le bon contraste de pleinement se concentrer et de définir les bords des acini. Le tissu taché, les bords des acini sont affûtées en raison du contraste amélioré entre les tissus colorés et le fond blanc. <p class="jove_content" fo:ke…

Discussion

Taille des glandes hypopharyngiennes est sensible à la quantité de protéines et de pollen dans le régime alimentaire et est un marqueur essentiel de l’alimentation chez les jeunes abeilles adultes. Nous démontrons ici, de façon reproductible et peu coûteuse, de disséquer et de mesurer ce tissu. Ces tissus peuvent être difficiles à disséquer, mais avec la pratique, on peut obtenir les dissections nettoyeur de plus en plus avec le tissu relativement intacte. Le principal avantage de la méthode présentée ici…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par des fonds internes de l’USDA-ARS (numéro de projet : 2022-21000-017-00-D). L’ARS/USDA est un employeur d’égalité des chances et le fournisseur.

Materials

Cool setting wax Grobet USA 21.450
Glass petri dish, small VWR 89000-310
Glass petri dish, large VWR 89000-314
Super Max Wax Pen Eurotool PEN-520.00
Breakable razor blades Electron Microscopy Sciences 72004
pin vise BioQuip 4845
2A-SA flat/rounded tip forceps Rubis/BioQuip 4522
Fine point forceps Rubis/BioQuip 4523
5A-SA super fine point forceps Rubis/BioQuip 4525
10 mm micro spring scissors BioQuip 4715
3 mm micro spring Vannas scissors Roboz RS-5610
Glass Depression Slides, Single Cavity GSC International 4-13057-DZ-12
PBS tablets VWR 97062-730
Giemsa stain, modified solution Sigma Aldrich 32884
Insect pins ENTO SPHINX S.R.O. 02.02
Leica Applications Suite measurement software Leica Microsystems any measurement software, including free software, can be used

Referências

  1. Kulhanek, K., et al. A national survey of managed honey bee 2015-2016 annual colony losses in the USA. Journal of Apicultural Research. 56 (4), 328-340 (2017).
  2. Jacques, A., et al. A pan-European epidemiological study reveals honey bee colony survival depends on beekeeper education and disease control. PLoS One. 12 (3), e0172591 (2017).
  3. Zee, R. v. d., et al. Results of international standardised beekeeper surveys of colony losses for winter 2012-2013: analysis of winter loss rates and mixed effects modelling of risk factors for winter loss. Journal of Apicultural Research. 53 (1), 19-34 (2014).
  4. Decourtye, A., Mader, E., Desneux, N. Landscape enhancement of floral resources for honey bees in agro-ecosystems. Apidologie. 41 (3), 264-277 (2010).
  5. Vaudo, A. D., Tooker, J. F., Grozinger, C. M., Patch, H. M. Bee nutrition and floral resource restoration. Current Opinion in Insect Science. 10, 133-141 (2015).
  6. Snodgrass, R. E. . Anatomy of the Honey Bee. , (1984).
  7. Winston, M. L. . The Biology of the Honey Bee. , (1987).
  8. Johnson, B. R. Division of labor in honeybees: form, function, and proximate mechanisms. Behavioral Ecology and Sociobiology. 64 (3), 305-316 (2010).
  9. Crailsheim, K., Stolberg, E. Influence of diet, age and colony condition upon intestinal proteolytic activity and size of the hypopharyngeal glands in the honeybee (Apis mellifera L). Journal of Insect Physiology. 35 (8), 595-602 (1989).
  10. Pernal, S. F., Currie, R. W. Pollen quality of fresh and 1-year-old single pollen diets for worker honey bees (Apis mellifera L). Apidologie. 31 (3), 387-409 (2000).
  11. DeGrandi-Hoffman, G., Chen, Y., Huang, E., Huang, M. H. The effect of diet on protein concentration, hypopharyngeal gland development and virus load in worker honey bees (Apis mellifera L). Journal of Insect Physiology. 56 (9), 1184-1191 (2010).
  12. Corby-Harris, V., Snyder, L., Meador, C., Ayotte, T. Honey bee (Apis mellifera) nurses do not consume pollens based on their nutritional quality. PLoS One. 13 (1), e0191050 (2018).
  13. Corby-Harris, V., et al. Transcriptional, translational, and physiological signatures of undernourished honey bees (Apis mellifera) suggest a role for hormonal factors in hypopharyngeal gland degradation. Journal of Insect Physiology. 85, 65-75 (2016).
  14. Corby-Harris, V., Jones, B. M., Walton, A., Schwan, M. R., Anderson, K. E. Transcriptional markers of sub-optimal nutrition in developing Apis mellifera nurse workers. BMC Genomics. 15, 134 (2014).
  15. Sagili, R. R., Pankiw, T., Zhu-Salzman, K. Effects of soybean trypsin inhibitor on hypopharyngeal gland protein content, total midgut protease activity and survival of the honey bee (Apis mellifera L). Journal of Insect Physiology. 51 (9), 953-957 (2005).
  16. Sagili, R. R., Pankiw, T. Effects of protein-constrained brood food on honey bee (Apis mellifera L.) pollen foraging and colony growth. Behavioral Ecology and Sociobiology. 61 (9), 1471-1478 (2007).
  17. Hrassnigg, N., Crailsheim, K. Adaptation of hypopharyngeal gland development to the brood status of honeybee (Apis mellifera L.) colonies. Journal of Insect Physiology. 44 (10), 929-939 (1998).
  18. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9, 671 (2012).
  19. Jack, C. J., Uppala, S. S., Lucas, H. M., Sagili, R. R. Effects of pollen dilution on infection of Nosema ceranae in honey bees. Journal of Insect Physiology. 87, 12-19 (2016).
  20. Crailsheim, K. The protein balance of the honey bee worker. Apidologie. 21, 417-429 (1990).

Play Video

Citar este artigo
Corby-Harris, V., Snyder, L. A. Measuring Hypopharyngeal Gland Acinus Size in Honey Bee (Apis mellifera) Workers. J. Vis. Exp. (139), e58261, doi:10.3791/58261 (2018).

View Video