Summary

Quantificação de Efferocytosis por microscopia de fluorescência de célula única

Published: August 18, 2018
doi:

Summary

Efferocytosis, a remoção fagocitária das células apoptóticas, é necessário para manter a homeostase e é facilitado por receptores e vias de sinalização que permitem o reconhecimento, a duração e internalização de pilhas apoptotic. Neste documento, apresentamos um protocolo de microscopia de fluorescência para a quantificação dos efferocytosis e a atividade das vias de sinalização de efferocytic.

Abstract

Estudar o Regulamento de efferocytosis requer métodos que são capazes de quantificar com precisão a absorção de pilhas apoptotic e sondar os processos de sinalização e celulares que controlam o efferocytosis. Esta quantificação pode ser difícil de executar como pilhas apoptotic são frequentemente efferocytosed fragmentada, necessitando de métodos que podem delinear com precisão entre a parte de efferocytosed de um alvo de apoptotic contra residual celular unengulfed fragmentos. A abordagem descrita neste documento utiliza abordagens dual-rotulagem para quantificar com precisão a dinâmica da capacidade de efferocytosis e efferocytic de efferocytes tais como macrófagos. O citoplasma da célula apoptótica é rotulado com uma tintura de seguimento-celular para habilitar o monitoramento de todos os materiais derivado de células apoptóticas, enquanto biotinylation superfície da célula apoptótica permite a diferenciação entre interiorizado e não-internalizada fracções de células apoptóticas. A capacidade de efferocytic de efferocytes é determinada pela tomada de imagens fluorescentes de células vivas ou fixas e quantificar a quantidade de limite contra alvos interiorizados, como diferenciados pela coloração de estreptavidina. Essa abordagem oferece diversas vantagens sobre os métodos tais como citometria de fluxo, ou seja a delimitação exata de não-efferocytosed contra efferocytosed apoptotic fracções de célula, a capacidade de medir efferocytic dinâmica por microscopia de viver-pilha e o capacidade para realizar estudos de sinalização celular em células expressando transgenes fluorescente-etiquetadas. Os métodos descritos neste protocolo combinado, servem como base para uma abordagem experimental flexível que pode ser usada para quantificar com precisão a atividade efferocytic e interrogar as vias de sinalização celulares ativas durante efferocytosis.

Introduction

Apoptose, ou morte celular programada, é um processo fisiológico que ocorre na maioria dos organismos multicelulares e é crucial para seu desenvolvimento e homeostase1altamente regulamentados. Além de estar envolvido na renovação celular normal e o desenvolvimento embrionário, apoptose permite a eliminação de células infectadas ou danificadas de tecidos e pode ser acionado em resposta à infecção, inflamação, câncer e também por intervenções médicas como a radioterapia ou esteroides1. Células apoptóticas expõem “coma-me” sinais em sua superfície celular, que são reconhecidos pelos receptores em um intervalo de fagócitos profissionais e não profissionais, referidos coletivamente como “efferocytes”. Engajamento desses receptores induz a absorção e a degradação da célula apoptótica pelo efferocyte através de um processo conhecido como efferocytosis2,3. A fosfatidilserina é o melhor caracterizadas comer-me sinal de condução efferocytosis. Normalmente é pequeno para o folheto interno da membrana plasmática, com apoptose ativando um scramblase de lipídios que interrompe esta assimetria da membrana, expondo assim a fosfatidilserina na superfície celular4. A fosfatidilserina é encontrada na superfície de algumas células não-apoptotic, tais como os macrófagos maduros extracelular e ativado plaquetas. No entanto, estas células não são efferocytosed devido à presença de sinais “não me coma”, tais como CD47, na sua célula superfície5,6,7. Exposta a fosfatidilserina é reconhecida por uma matriz de receptores efferocytic expressado por efferocytes. Vinculação destes receptores de fosfatidilserina, directamente ou através da ajuda de opsoninas, ativa vias de sinalização que promovem a absorção da célula apoptótica em um vacuole membrana-limite denominado o efferosome8, 9 , 10 , 11 , 12. o efferosome funde-se sequencialmente com endossomos e lisossomos, que entregam a maquinaria molecular necessária acidificar o efferosome e degradar a apoptose de células carga13,14. Uma vez degradados, os materiais de derivado de células apoptóticas são traficados para o endossomo reciclagem — um processo que limita a respostas imunes aos antígenos de apoptotic derivado de células, e que podem permitir recuperação de nutrientes do apoptose celular13, 15. Uma falha no efferocytosis resulta em prejudicada afastamento de pilhas apoptotic; Estas células não compensadas eventualmente sofrem necrose secundária. Necróticas células versão pro-inflamatórios conteúdo citosólico, patógenos e auto-antigénios para o meio extracelular, assim, conduzir a uma gama de doenças infecciosas, inflamatórias e auto-imunes16,17. Juntos, apoptose e efferocytosis facilitar a remoção de células moribundos e mortas e permitir a manutenção da homeostase do tecido.

Investigar os mecanismos moleculares subjacentes efferocytosis requer métodos que fornecem uma clara quantificação da captação de células apoptóticas. Esta quantificação é complicada pelo fato de que, ao contrário de outra absorção mecanismos como endocitose e fagocitose18,19, efferocytosis não podem resultar no engulfment da célula-alvo intacta, tendo por resultado a absorção por etapas da célula apoptótica pelo efferocyte20. O protocolo descrito neste documento descreve um em vitro ensaio de efferocytosis que fornece a delimitação exata do interiorizado versus não-internalizada porções de pilhas apoptotic individuais e pode ser combinado com uma variedade de células fixas e abordagens de microscopia de viver-pilha. Ensaios de fagocitose tradicional Acrescente os anticorpos específicos para o destino fagocitária ao final do experimento para rotular alvos não-internalizada, onde, como nosso método diferem pela rotulagem o alvo de apoptotic com biotina covalentemente ligados21 , 22. enquanto os anticorpos específicos de apoptose celular podem ser usados neste ensaio, a abordagem biotinylation permite qualquer alvo de proteína-rolamento a ser rotulados e evita possíveis problemas com reactividade cruzada do anticorpo secundário se immunostaining é executada . Especificamente, descrevem a preparação de pilhas apoptotic Jurkat que foram dual-manchada com uma tintura de seguimento de célula e biotina. A célula de tintura de rastreamento permite apoptotic materiais derivados de célula a ser controlados durante a efferocytosis, Considerando que a superfície biotinylation permite a discriminação de internalizada de partes não-internalizada de pilhas apoptotic de efferocytosed. Também descrevemos a cultura e a preparação das linhas de células J774.2 e THP-1 para uso como efferocytes murino e humano, derivados de monócitos os macrófagos M2 como um exemplo de célula primária efferocytosis e células Jurkat para uso como alvos de efferocytic. Esses métodos podem ser facilmente aplicados para outras linhas de célula ou células primárias, submetidos a qualquer forma de morte celular (por exemplo, apoptose, necrose e necroptosis) nas células-alvo e imita micro-empresas que simulam células apoptóticas através de revestimentos de lipídios ou revestimento com ligantes específicos a um receptor de efferocytic de interesse.

O método descrito neste protocolo tem várias vantagens sobre os métodos de fluxo cytometry baseado comumente usados no campo23,24. Por imagem diretamente a interação da célula de fagócito-apoptotic, combinada com rotulagem clara de ambos material de célula apoptótica total e não-internalizada, medidas quantitativas de efferocytosis podem ser feitas. Além disso, o uso de pH-insensível fluorophores limita confundimento fatores tais como a supressão da fluorescência FITC e GFP no pH dos lisossomos que confunde alguns métodos alternativos de25. Por último, embora não descrito em detalhe, esses métodos podem ser empregados usando efferocytes expressar transgenes fluorescente-etiquetadas, ou com pós-fixação imunocoloração, para permitir a quantificação da atividade da molécula de sinalização e controlo da processos celulares durante efferocytosis.

Protocol

Coleta de sangue de voluntários saudáveis foi aprovada pelo Conselho de ética de saúde ciência pesquisa da Universidade de Western Ontario. Foi realizada punção venosa em conformidade com as orientações da instrução de diretiva Tri-Conselho na pesquisa humana. 1. cultura e preparação da linha celular THP-1 monócito Monócitos THP-1 de cultura como uma cultura de suspensão em frascos T25 em 37 ° C + 5% de CO2. Células devem ser cultivadas em 5 mL de Roswell…

Representative Results

Uma noite de cultura de células Jurkat com resultados de staurosporine de 1 µM em apoptose de > 95% das células, que podem ser confirmadas com anexina V coloração (Figura 1). Outros tipos de células podem ser usados para estas experiências, embora a concentração de staurosporine e a duração do tratamento staurosporine precisará ser otimizado para cada linha de celular. Para detecção confiável e quantificação de efferocytosis, > 80% das célul…

Discussion

Os métodos descritos neste protocolo permitem que a imagem e a quantificação do processo de efferocytic dinâmico, com abordagens tanto fixo-célula e célula viver. Essas abordagens oferecem diversas vantagens sobre os métodos baseados em citometria de fluxo comumente empregados23,24. O uso de coloração de dentro para fora com amostras fixas fornece uma quantificação mais robusta e precisa da taxa e a extensão da efferocytosis — de fato, muitos métod…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este estudo foi financiado pelos institutos canadenses de saúde (CIHR) de pesquisa operacional Grant MOP-123419, ciências naturais e engenharia pesquisa Conselho de Canadá Discovery Grant 418194 e um Ontario Ministério da investigação e inovação início Research Award para BH. DGW contribuiu com algumas das imagens apresentadas, para a otimização dos protocolos e a escrita do manuscrito; Ele foi financiado por um subsídio de escorva da bomba da Universidade de Liverpool. CY é financiado por uma bolsa de pós-graduação de Vanier e CIHR MD/PhD Studentship. Agências de fomento não tinham qualquer papel no projeto de estudo, coleta de dados e análise, a decisão de publicar ou preparação do manuscrito.

Materials

RPMI 1640 Media Wisent 3500-000-EL
DMEM Media Wisent 319-005-CL
Fetal Bovine Serum (FBS) Wisent 080-150
PBS Wisent 311-010-CL
18 mm circular glass coverslips #1.5 thickness Electron Microscopy Sciences 72290-08 Size and shape of coverslip is not critical, but 18 mm fit into the wells of a standard 12-well plate which simplifies cell culture
Staurosporine Cayman Chemical 81590 Dissolve in DMSO at 1 mM (1,000x stock solution)
Annexin V-Alexa 488 ThermoFisher R37174
EZ-Link NHS-Biotin ThermoFisher 20217 Store in a dessicator. Do not prepare a stock solution.
DMSO Sigma-Aldrich D2650
CellTrace FarRed ThermoFisher C34572
CellTrace Orange ThermoFisher C34851
Hoescht 33342 ThermoFisher 62249
FITC-Streptavadin ThermoFisher SA1001
Lympholyte-poly cell sepration medium Cedarlane Labs CL5071
Recombinant Human M-CSF Peprotech 200-04
Recombinant Human IL-4 Peprotech 300-25
J774.2 Macrophage Cell Line Sigma-Aldrich 85011428-1VL
THP-1 Human Monocyte Cell Line ATCC TIB-202
Jurkat T Cell Line ATCC TIB-152

Referências

  1. Elmore, S. Apoptosis: A review of programmed cell death. Toxicologic Pathology. 35 (4), 495-516 (2007).
  2. Toda, S., Hanayama, R., Nagata, S. Two-step engulfment of apoptotic cells. Molecular and Cellular Biology. 32 (1), 118-125 (2012).
  3. Ravichandran, K. S. Find-me and eat-me signals in apoptotic cell clearance: Progress and conundrums. The Journal of Experimental Medicine. 207 (9), 1807-1817 (2010).
  4. Fadok, V. A., Voelker, D. R., Campbell, P. A., Cohen, J. J., Bratton, D. L., Henson, P. M. Exposure of phosphatidylserine on the surface of apoptotic lymphocytes triggers specific recognition and removal by macrophages. Journal of Immunology. 148 (7), 2207-2216 (1992).
  5. Bevers, E. M., Comfurius, P., van Rijn, J. L., Hemker, H. C., Zwaal, R. F. Generation of prothrombin-converting activity and the exposure of phosphatidylserine at the outer surface of platelets. European Journal of Biochemistry. 122 (2), 429-436 (1982).
  6. Callahan, M. K., Williamson, P., Schlegel, R. A. Surface expression of phosphatidylserine on macrophages is required for phagocytosis of apoptotic thymocytes. Cell Death and Differentiation. 7 (7), 645-653 (2000).
  7. Kojima, Y., et al. CD47-blocking antibodies restore phagocytosis and prevent atherosclerosis. Nature. 536, 86-90 (2016).
  8. Seitz, H. M., Camenisch, T. D., Lemke, G., Earp, H. S., Matsushima, G. K. Macrophages and dendritic cells use different Axl/Mertk/Tyro3 receptors in clearance of apoptotic cells. Journal of Immunology. 178, 5635-5642 (2007).
  9. Ichimura, T., Asseldonk, E. J. P. V., Humphreys, B. D., Gunaratnam, L., Duffield, J. S., Bonventre, J. V. Kidney injury molecule-1 is a phosphatidylserine receptor that confers a phagocytic phenotype on epithelial cells. The Journal of Clinical Investigation. 118 (5), 1657-1668 (2008).
  10. Flannagan, R. S., Canton, J., Furuya, W., Glogauer, M., Grinstein, S. The phosphatidylserine receptor TIM4 utilizes integrins as coreceptors to effect phagocytosis. Molecular Biology of the Cell. 25 (9), 1511-1522 (2014).
  11. Park, D., et al. BAI1 is an engulfment receptor for apoptotic cells upstream of the ELMO/Dock180/Rac module. Nature. 450 (7168), 430-434 (2007).
  12. Elliott, M. R., Koster, K. M., Murphy, P. S. Efferocytosis Signaling in the Regulation of Macrophage Inflammatory Responses. Journal of Immunology. 198 (4), 1387-1394 (2017).
  13. Yin, C., Kim, Y., Argintaru, D., Heit, B. Rab17 mediates differential antigen sorting following efferocytosis and phagocytosis. Cell Death & Disease. 7 (12), e2529 (2016).
  14. Kinchen, J. M., et al. A pathway for phagosome maturation during engulfment of apoptotic cells. Nature Cell Biology. 10 (5), 556-566 (2008).
  15. Yin, C., Argintaru, D., Heit, B. Rab17 mediates intermixing of phagocytosed apoptotic cells with recycling endosomes. Small GTPases. , 1-9 (2017).
  16. Silva, M. T. Secondary necrosis: The natural outcome of the complete apoptotic program. FEBS letters. 584 (22), 4491-4499 (2010).
  17. Thorp, E. B. Mechanisms of failed apoptotic cell clearance by phagocyte subsets in cardiovascular disease. Apoptosis. 15 (9), 1124-1136 (2010).
  18. Sarantis, H., Grinstein, S. Monitoring phospholipid dynamics during phagocytosis: application of genetically-encoded fluorescent probes. Methods in Cell Biology. 108, 429-444 (2012).
  19. Steinberg, B. E., Grinstein, S. Analysis of macrophage phagocytosis: Quantitative assays of phagosome formation and maturation using high-throughput fluorescence microscopy. Methods in Molecular Biology. 531, 45-56 (2009).
  20. Wang, J., Hossain, M., Thanabalasuriar, A., Gunzer, M., Meininger, C., Kubes, P. Visualizing the function and fate of neutrophils in sterile injury and repair. Science. 358 (6359), 111-116 (2017).
  21. Scott, C. C., et al. Phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate hydrolysis directs actin remodeling during phagocytosis. The Journal of Cell Biology. 169 (1), 139-149 (2005).
  22. Greenlee-Wacker, M. C., Rigby, K. M., Kobayashi, S. D., Porter, A. R., DeLeo, F. R., Nauseef, W. M. Phagocytosis of Staphylococcus aureus by human neutrophils prevents macrophage efferocytosis and induces programmed necrosis. Journal of Immunology. 192 (10), 4709-4717 (2014).
  23. Wootton, D. G., et al. Recovery from pneumonia requires efferocytosis which is impaired in smokers and those with low body mass index and enhanced by statins. Thorax. 71 (11), 1052-1054 (2016).
  24. Miksa, M., Komura, H., Wu, R., Shah, K. G., Wang, P. A novel method to determine the engulfment of apoptotic cells by macrophages using pHrodo succinimidyl ester. Journal of Immunological Methods. 342 (1-2), 71-77 (2009).
  25. Kneen, M., Farinas, J., Li, Y., Verkman, A. S. Green fluorescent protein as a noninvasive intracellular pH indicator. Biophysical Journal. 74 (3), 1591-1599 (1998).
  26. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  27. Johnson, D. E., Ostrowski, P., Jaumouillé, V., Grinstein, S. The position of lysosomes within the cell determines their luminal pH. The Journal of Cell Biology. 212 (6), 677-692 (2016).
  28. Evans, A. L., Blackburn, J. W. D., Yin, C., Heit, B. Quantitative efferocytosis assays. Methods in Molecular Biology. 1519, 25-41 (2017).
  29. Icha, J., Weber, M., Waters, J. C., Norden, C. Phototoxicity in live fluorescence microscopy, and how to avoid it. BioEssays. 39 (8), (2017).
  30. Flannagan, R. S., Harrison, R. E., Yip, C. M., Jaqaman, K., Grinstein, S. Dynamic macrophage "probing" is required for the efficient capture of phagocytic targets. The Journal of Cell Biology. 191 (6), 1205-1218 (2010).
  31. Joshi, G. N., Gilberti, R. M., Knecht, D. A. Single cell analysis of phagocytosis, phagosome maturation, phagolysosomal leakage, and cell death following exposure of macrophages to silica particles. Methods in Molecular Biology. 1519, 55-77 (2017).
  32. Karaji, N., Sattentau, Q. J. Efferocytosis of Pathogen-Infected Cells. Frontiers in Immunology. 8 (DEC), 1863 (1863).
  33. Harrison, R. E., Bucci, C., Vieira, O. V., Schroer, T. A., Grinstein, S. Phagosomes fuse with late endosomes and/or lysosomes by extension of membrane protrusions along microtubules: role of Rab7 and RILP. Molecular and Cellular Biology. 23 (18), 6494-6506 (2003).
  34. Reiners, J. J., Kleinman, M., Kessel, D., Mathieu, P. A., Caruso, J. A. Nonesterified cholesterol content of lysosomes modulates susceptibility to oxidant-induced permeabilization. Free Radical Biology & Medicine. 50 (2), 281-294 (2011).
  35. Boya, P., et al. Lysosomal membrane permeabilization induces cell death in a mitochondrion-dependent fashion. The Journal of Experimental Medicine. 197 (10), 1323-1334 (2003).
  36. Fairn, G. D., Grinstein, S. How nascent phagosomes mature to become phagolysosomes. Trends in Immunology. , 1-9 (2012).
  37. Canton, J., Khezri, R., Glogauer, M., Grinstein, S. Contrasting phagosome pH regulation and maturation in human M1 and M2 macrophages. Molecular Biology of the Cell. 25 (21), 3330-3341 (2014).
  38. Phanse, Y., et al. Analyzing cellular internalization of nanoparticles and bacteria by multi-spectral imaging flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (64), e3884 (2012).
  39. Sommer, C., Straehle, C., Kothe, U., Hamprecht, F. A. Ilastik: Interactive learning and segmentation toolkit. 2011 IEEE International Symposium on Biomedical Imaging: From Nano to Macro. , 230-233 (2011).
  40. Davies, S. P., Reynolds, G. M., Stamataki, Z. Clearance of apoptotic cells by tissue epithelia: A putative role for hepatocytes in liver efferocytosis. Frontiers in Immunology. 9, (2018).
  41. Ismail, O. Z., Zhang, X., Bonventre, J. V., Gunaratnam, L. G protein α12(Gα12) is a negative regulator of kidney injury molecule-1-mediated efferocytosis. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 310 (7), F607-F620 (2016).
  42. Vaught, D. B., Stanford, J. C., Cook, R. S. Efferocytosis creates a tumor microenvironment supportive of tumor survival and metastasis. Cancer Cell & Microenvironment. 2 (1), (2015).
  43. Heit, B., Yeung, T., Grinstein, S. Changes in mitochondrial surface charge mediate recruitment of signaling molecules during apoptosis. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 300 (1), C33-C41 (2011).
  44. Múnera, J. O., Wells, J. M. Generation of Gastrointestinal Organoids from Human Pluripotent Stem Cells. Methods in Molecular Biology. 1597, 167-177 (2017).
  45. Truman, L. A., et al. CX3CL1/fractalkine is released from apoptotic lymphocytes to stimulate macrophage chemotaxis. Blood. 112 (13), 5026-5036 (2008).
  46. Evans, A. L., et al. Antagonistic Coevolution of MER Tyrosine Kinase Expression and Function. Molecular Biology and Evolution. , (2017).
  47. Flannagan, R. S., Heit, B., Heinrichs, D. E. Intracellular replication of Staphylococcus aureus in mature phagolysosomes in macrophages precedes host cell death, and bacterial escape and dissemination. Cellular Microbiology. , (2015).
  48. Mubaid, F., Brown, C. M. Less is More: Longer Exposure Times with Low Light Intensity is Less Photo-Toxic. Microscopy Today. 25 (06), 26-35 (2017).
  49. Bogdanov, A. M., Kudryavtseva, E. I., Lukyanov, K. A. Anti-fading media for live cell GFP imaging. PloS One. 7 (12), e53004 (2012).
  50. Rossner, M., Yamada, K. M. What’s in a picture? The temptation of image manipulation. The Journal of Cell Biology. 166 (1), 11-15 (2004).
  51. Sage, D., et al. DeconvolutionLab2: An open-source software for deconvolution microscopy. Methods. 115, 28-41 (2017).
  52. Ma, G. Z. M., Stankovich, J., Kilpatrick, T. J., Binder, M. D., Field, J. Polymorphisms in the receptor tyrosine kinase MERTK gene are associated with multiple sclerosis susceptibility. PloS One. 6 (2), e16964 (2011).
  53. Thorp, E., Cui, D., Schrijvers, D. M., Kuriakose, G., Tabas, I. Mertk receptor mutation reduces efferocytosis efficiency and promotes apoptotic cell accumulation and plaque necrosis in atherosclerotic lesions of apoe-/- mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 28 (8), 1421-1428 (2008).
  54. Nguyen, K. -. Q. N., et al. Overexpression of MERTK Receptor Tyrosine Kinase in Epithelial Cancer Cells Drives Efferocytosis in a Gain-of-Function Capacity. The Journal of Biological Chemistry. 289 (37), 25737-25749 (2014).
  55. Morimoto, K., et al. Lovastatin enhances clearance of apoptotic cells (efferocytosis) with implications for chronic obstructive pulmonary disease. Journal of Immunology. 176 (12), 7657-7665 (2006).
check_url/pt/58149?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Taruc, K., Yin, C., Wootton, D. G., Heit, B. Quantification of Efferocytosis by Single-cell Fluorescence Microscopy. J. Vis. Exp. (138), e58149, doi:10.3791/58149 (2018).

View Video