Summary

MiRNA de tejidos específicos perfiles de expresión en ratón corazón secciones usando el hibridación In Situ

Published: September 15, 2018
doi:

Summary

micro-RNAs (miRNAs) son cortas y altamente homólogas secuencias de ARN, que sirven como reguladores post-transcripcionales de mensajero RNAs (mRNAs). Los métodos actuales de detección de miRNA varían en sensibilidad y especificidad. Se describe un protocolo que combina en situ el hibridación y el immunostaining para la detección simultánea de moléculas miRNA y la proteína en secciones de tejido de corazón de ratón.

Abstract

micro-RNAs (miRNAs) son transcritos de RNA monocatenario que se unen a mensajero RNAs (mRNAs) e inhiben su traducción o promoción su degradación. Hasta la fecha, miRNAs se han implicado en un gran número de procesos biológicos y enfermedad, que ha significado la necesidad de los métodos de detección fiable de las transcripciones de miRNA. Aquí, describimos un protocolo detallado para marcado con digoxigenina ácido nucleico bloqueado (DIG) (LNA) basada en sondeos miRNA detección, combinada con la proteína immunostaining en secciones de corazón de ratón. En primer lugar, realizamos una técnica de hibridación en situ utilizando la sonda para identificar la expresión del miRNA-182 en las secciones de centro de control y los ratones de la hipertrofia cardiaca. A continuación, realizamos immunostaining para la proteína troponina T (cTnT) cardiaca, en las mismas secciones, localizar Co miRNA-182 con las células de cardiomiocitos. Mediante este protocolo, hemos podido detectar miRNA-182 por una fosfatasa alcalina a base de ensayo colorimétrico y reposo mediante tinción fluorescente. Este protocolo se puede utilizar para detectar la expresión de cualquier miRNA de interés mediante sondas LNA marcada con DIG y expresión de la proteína correspondiente en secciones de tejido de corazón de ratón.

Introduction

son micro-RNAs (miRNAs) corto (18 – 25 nucleótidos), ARN monocatenario, los que funcionan como reguladores negativos de la expresión génica a nivel post-transcripcional por inhibición de la traducción del ARN mensajero (ARNm) o promover la degradación del mRNA 1. miRNAs se transcriben intrones o exones de codificación o los genes y son troceados en el núcleo por DROSHA, miRNAs del precursor (pre-miRNAs), que son estructuras de corto lazo del vástago de 70 nucleótidos2. Después citoplásmica de la exportación, pre-miRNAs más son procesados por DICER en miRNAs maduros que abarcan 18 – 25 nucleótidos3,4. Posteriormente, el complejo de silenciamiento inducido por RNA (RISC) incorpora estos miRNAs como ARN monocatenario, que permite su unión a la región 3′ no traducida (3′-UTR) de sus mRNAs de destino para reprimir su expresión3,5 .

En las últimas tres décadas, puesto que primero fueron identificados, miRNAs han surgido para principales reguladores de la expresión génica, cuyos niveles de expresión están estrechamente controlados6. Papeles de miRNAs se han descrito en órgano desarrollo7,8,9,10,11,12, mantenimiento de la homeostasis13,14 , así como de contextos de enfermedad que incluyen neurológica15,16,17,18,19, cardiovascular20, condiciones autoinmunes21 ,22,23,de cáncer24y otros25. La apreciación creciente de la importancia de los patrones de expresión de miRNA ha presentado la necesidad de métodos de detección fiable de las transcripciones de miRNA. Tales métodos incluyen PCR de tiempo Real, microarrays, norte Blot, hibridación en situ y otros, que varían en sensibilidad, especificidad y potencia cuantitativa, predominante debido a que miRNA transcripciones se componen de corto y secuencias altamente homólogo6.

Nos informó recientemente un papel importante de miRNA-182 en el desarrollo de la hipertrofia del miocardio26, una condición que describe la adaptación estructural del corazón en respuesta a elevadas exigencias hemodinámicas27,28. Hipertrofia cardiaca se caracteriza por el aumento de la masa miocárdica, que, si asociado con remodelación desadaptativas29, puede llevar a un mayor riesgo para la insuficiencia cardíaca, una condición representan 8.5% de todas las muertes atribuibles a cardiovascular enfermedad30.

Aquí, describimos nuestro protocolo que combina en situ el hibridación con una sonda de ácido nucleico bloqueado (DIG) (LNA) y el immunostaining para la detección simultánea de moléculas miRNA y la proteína en secciones de tejido de corazón de ratón, marcados con digoxigenina en nuestro modelo de la hipertrofia cardiaca.

Protocol

Muestras de tejido de corazón de ratón para este estudio fueron obtenidas en conformidad con las leyes pertinentes y las directrices y fueron aprobadas por Yale Universidad institucional Animal cuidado y uso. 1. preparación de la solución Preparar Rnasa ddH gratis2O, por el tratamiento de 5 L de ddH2O con 5 mL de 0.1% diethylpyrocarbonate (DEPC) durante la noche (O/N), a temperatura ambiente (RT). Autoclave (121 ° C) para desactivar la DEPC. Uso tratada con…

Representative Results

miRNA en situ el hibridación se ha optimizado en las secciones de corazón de ratón utilizando un scramble miRNA y U6-snRNA, que sirvieron como controles positivos y negativos respectivamente. Coloración positiva está indicada en azul, mientras que la tinción negativa es indicada por la falta de desarrollo de color (figura 1A-1B). Evaluaron la expresión específica de cardiomiocitos de miRNA-182 en secciones de centro de contro…

Discussion

detección de transcripción miRNA puede lograrse a través de diferentes técnicas que varían en sensibilidad, especificidad y potencia cuantitativa. Aquí, demostramos el acoplamiento de miRNA en situ hibridación con inmunotinción y describe un protocolo que permite la evaluación simultánea de los niveles de expresión de moléculas de proteína y miRNA, en las mismas secciones de corazón. Primero mostramos cómo realizar en situ hibridación de sondas de miRNA LNA marcada con DIG en las seccion…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nos gustaría agradecer a Athanasios Papangelis, por comentarios críticos sobre el manuscrito. FM es apoyado por la biotecnología y el Consejo de investigación de ciencias biológicas (BBSRC; BB/M009424/1). IP se apoya en el corazón Americano Asociación científico desarrollo Grant (17SDG33060002).

Materials

Diethylpyrocarbonate Sigma Aldrich D5758 DEPC
Phosphate buffered saline Sigma Aldrich P4417 PBS
Tween-20 American Bioanalytical AB02038 non-ionic surfactant
Histoclear National Diagnostics HS-200
Proteinase K, recombinant, PCR Grade Sigma Aldrich 3115879001 ProK
Paraformaldehyde Sigma Aldrich P6148 PFA
Sodium Chloride ThermoFisher S271 NaCl
Magnesium Chloride Hexahydrate ThermoFisher M33 MgCl2
Tris Sigma Aldrich T6066
Hydrochloric Acid Solution, 1 N ThermoFisher SA48 HCl
Hydrochloric Acid Solution, 12 N ThermoFisher S25358 HCl
1-Methylimidazole Sigma Aldrich 336092
N-(3-Dimethylaminopropyl)-N′-ethylcarbodiimide hydrochloride Sigma Aldrich 39391 EDC
Hydrogen peroxide solution H2O2 Sigma Aldrich 216763 H2O2
Trisodium citrate dihydrate Sigma Aldrich S1804 Sodium Citrate
miRCURY LNA miRNA ISH Buffer Set (FFPE) Qiagen 339450 scramble miRNA/U6 snRNA
miRCURY LNA mmu-miR-182 detection probe QIagen YD00615701 5'-DIG and 3'-DIG labelled
Levamisol hydrochloride Sigma Aldrich 31742
Bovine Serum Albumin Sigma Aldrich A9647 BSA
NBT/BCIP Tablets Sigma Aldrich 11697471001 NBT-BCIP
Potassium Chloride ThermoFisher P217 KCl
DAPI solution (1mg/ml) ThermoFisher 62248 DAPI
Glass coverslip ThermoFisher 12-545E Glass coverslip
Plastic coverslip Grace Bio-Labs HS40 22mmX40mmX0.25mm RNA-ase free plastic coverslip
Anti-Digoxigenin-AP, Fab fragments Sigma Aldrich 11093274910 DIG antibody
Hydrophobic barrier pen Vector Laboratories H-4000 Pap pen
Anti-Cardiac Troponin T antibody Abcam ab92546 cTnT antibody
Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Cross-Absorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 568 ThermoFisher A-11011 anti-rabbit-568 antibody
Dako Fluorescence Mounting Medium DAKO S3023 mounting medium
Sheep serum Sigma Aldrich S3772
Goat serum Sigma Aldrich G9023
Deionized Formamide American Bioanalytical AB00600
Hybridization Oven ThermoFisher UVP HB-1000 Hybridizer

Referências

  1. Bartel, D. P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 116, 281-297 (2004).
  2. Denli, A. M., Tops, B. B., Plasterk, R. H., Ketting, R. F., Hannon, G. J. Processing of primary microRNAs by the Microprocessor complex. Nature. 432, 231-235 (2004).
  3. Hutvagner, G., Zamore, P. D. A microRNA in a multiple-turnover RNAi enzyme complex. Science. 297, 2056-2060 (2002).
  4. Krol, J., et al. Structural features of microRNA (miRNA) precursors and their relevance to miRNA biogenesis and small interfering RNA/short hairpin RNA design. Journal of Biological Chemistry. 279, 42230-42239 (2004).
  5. Lim, L. P., Glasner, M. E., Yekta, S., Burge, C. B., Bartel, D. P. Vertebrate microRNA genes. Science. 299, 1540 (2003).
  6. Tian, T., Wang, J., Zhou, X. A review: microRNA detection methods. Organic and Biomolecular Chemistry. 13, 2226-2238 (2015).
  7. Fineberg, S. K., Kosik, K. S., Davidson, B. L. MicroRNAs potentiate neural development. Neuron. 64, 303-309 (2009).
  8. Ivey, K. N., et al. MicroRNA regulation of cell lineages in mouse and human embryonic stem cells. Cell stem cell. 2, 219-229 (2008).
  9. Houbaviy, H. B., Murray, M. F., Sharp, P. A. Embryonic stem cell-specific MicroRNAs. Developmental cell. 5, 351-358 (2003).
  10. Kasper, D. M., et al. MicroRNAs Establish Uniform Traits during the Architecture of Vertebrate Embryos. Developmental cell. 40, 552-565 (2017).
  11. Liu, N., Olson, E. N. MicroRNA regulatory networks in cardiovascular development. Developmental cell. 18, 510-525 (2010).
  12. Xiao, C., Rajewsky, K. MicroRNA control in the immune system: basic principles. Cell. 136, 26-36 (2009).
  13. Hartig, S. M., Hamilton, M. P., Bader, D. A., McGuire, S. E. The miRNA Interactome in Metabolic Homeostasis. Trends in endocrinology and metabolism: TEM. 26, 733-745 (2015).
  14. Ying, W., et al. Adipose Tissue Macrophage-Derived Exosomal miRNAs Can Modulate In Vivo and In Vitro Insulin Sensitivity. Cell. 171, 372-384 (2017).
  15. Perkins, D. O., et al. microRNA expression in the prefrontal cortex of individuals with schizophrenia and schizoaffective disorder. Genome biology. 8, R27 (2007).
  16. Miller, B. H., et al. MicroRNA-132 dysregulation in schizophrenia has implications for both neurodevelopment and adult brain function. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, 3125-3130 (2012).
  17. Xu, B., Hsu, P. K., Stark, K. L., Karayiorgou, M., Gogos, J. A. Derepression of a neuronal inhibitor due to miRNA dysregulation in a schizophrenia-related microdeletion. Cell. 152, 262-275 (2013).
  18. Hu, Y., Ehli, E. A., Boomsma, D. I. MicroRNAs as biomarkers for psychiatric disorders with a focus on autism spectrum disorder: Current progress in genetic association studies, expression profiling, and translational research. Autism research : official journal of the International Society for Autism Research. 10, 1184-1203 (2017).
  19. Wu, Y. E., Parikshak, N. N., Belgard, T. G., Geschwind, D. H. Genome-wide, integrative analysis implicates microRNA dysregulation in autism spectrum disorder. Nature neuroscience. 19, 1463-1476 (2016).
  20. Ikeda, S., et al. Altered microRNA expression in human heart disease. Physiological genomics. 31, 367-373 (2007).
  21. Mann, M., et al. An NF-kappaB-microRNA regulatory network tunes macrophage inflammatory responses. Nature Communications. 8, 851 (2017).
  22. O’Connell, R. M., et al. MicroRNA-155 promotes autoimmune inflammation by enhancing inflammatory T cell development. Immunity. 33, 607-619 (2010).
  23. Chan, E., Prado, D. E., Weidhaas, J. B. Cancer microRNAs: from subtype profiling to predictors of response to therapy. Trends in Molecular Medicine. 17, 235-243 (2011).
  24. He, L., et al. A microRNA component of the p53 tumour suppressor network. Nature. 447, 1130-1134 (2007).
  25. Kloosterman, W. P., Plasterk, R. H. The diverse functions of microRNAs in animal development and disease. Developmental cell. 11, 441-450 (2006).
  26. Li, N., et al. miR-182 Modulates Myocardial Hypertrophic Response Induced by Angiogenesis in Heart. Science Reports. 6, 21228 (2016).
  27. Meerson, F. Z. Compensatory hyperfunction of the heart and cardiac insufficiency. Circulation Research. 10, 250-258 (1962).
  28. Tardiff, J. C. Cardiac hypertrophy: stressing out the heart. Journal of Clinical Investigation. 116, 1467-1470 (2006).
  29. Burchfield, J. S., Xie, M., Hill, J. A. Pathological ventricular remodeling: mechanisms: part 1 of 2. Circulation. 128, 388-400 (2013).
  30. Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2017 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 135, e146-e603 (2017).
  31. Pena, J. T., et al. miRNA in situ hybridization in formaldehyde and EDC-fixed tissues. Nature Methods. 6, 139-141 (2009).

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Citar este artigo
Memi, F., Tirziu, D., Papangeli, I. Tissue-specific miRNA Expression Profiling in Mouse Heart Sections Using In Situ Hybridization. J. Vis. Exp. (139), e57920, doi:10.3791/57920 (2018).

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