<em>In Vitro</em> Rearing of Solitary Bees: A Tool for Assessing Larval Risk Factors

Prarthana S. Dharampal; Caitlin M. Carlson; Luis Diaz-Garcia; Shawn A. Steffan

doi:10.3791/57876

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Ambiente

In Vitro Allevamento di api solitarie: uno strumento per valutare i fattori di rischio larvale

Published: July 16, 2018

doi:

10.3791/57876

Prarthana S. Dharampal¹, Caitlin M. Carlson², Luis Diaz-Garcia^3,4, Shawn A. Steffan^1,5

¹Department of Entomology,University of Wisconsin-Madison, ²Department of Bacteriology,University of Wisconsin-Madison, ³Department of Horticulture,University of Wisconsin-Madison, ⁴Instituto Nacional de Investigaciones Forestales Agricolas y Pecuarias, ⁵USDA-ARS, Vegetable Crop Research Unit

Summary

Spray di fungicida per le piante di fioritura può esporre API solitarie ad alte concentrazioni di residui a carico di polline fungicida. Utilizzando esperimenti di laboratorio che coinvolgono in vitro-larve di ape allevati, questo studio indaga gli effetti interattivi di consumo fungicida-trattati polline derivato da piante ospite e non host.

Abstract

Anche se le api solitarie forniscono servizi di impollinazione cruciale per le colture selvagge e gestite, questo gruppo di specie-ricco è stato ampiamente trascurato negli studi di regolamento dei pesticidi. Il rischio di esposizione ai residui di fungicidi rischia di essere particolarmente elevato se lo spray si verifica su o in prossimità di piante ospiti mentre le api stanno raccogliendo polline per predisporre i loro nidi. Per specie di Osmia che consumano il polline da un selezionato gruppo di piante (oligolecty), l’impossibilità di utilizzare il polline di piante non host possa aumentare il loro fattore di rischio per la tossicità correlata al fungicida. Questo manoscritto descrive protocolli utilizzati per la posteriore con successo oligolectic mason API, lato di sensu di Osmia ribifloris , dall’uovo alla fase di prepupa all’interno di piastre per colture cellulari in condizioni di laboratorio standardizzati. Lo in vitro-api allevate sono successivamente utilizzate per studiare gli effetti della fonte di esposizione e polline di fungicida su fitness ape. Basato su un disegno fattoriale 2 × 2 completamente attraversato, l’esperimento esamina gli effetti principali e interattivi della fonte di esposizione e polline di fungicida su fitness larvale, quantificata dalla biomassa prepupa, tempo dello sviluppo larvale e sopravvivenza. Dei principali vantaggi di questa tecnica è che utilizzando in vitro-api allevate riduce la variabilità del fondo naturale e consente la modifica simultanea di più parametri sperimentali. Il protocollo descritto presenta uno strumento versatile per ipotesi test che coinvolgono la suite di fattori che incidono sulla salute delle API. Per gli sforzi di conservazione essere accolti con successo significativo, duraturo, tali intuizioni la complessa interazione di fattori fisiologici ed ambientali ape declini di guida si rivelerà per essere critici.

Introduction

Dato il loro ruolo come gruppo dominante degli insetti impollinatori¹, la perdita globale delle popolazioni di API rappresenta una minaccia per la sicurezza alimentare ed ecosistema stabilità²^,³^,⁴^,⁵^,⁶ ^,⁷. Le tendenze in declino in entrambe le popolazioni di API gestite e selvatici sono state attribuite a diversi fattori di rischio condivisi tra cui frammentazione degli habitat, emergendo parassiti e agenti patogeni, perdita di diversità genetica e l’introduzione di specie invasive³ ^,⁴^,⁷^,⁸^,⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹². In particolare, l’aumento drammatico nell’uso di pesticidi, (ad es., neonicotinoidi) è stato collegato direttamente agli effetti nocivi tra API¹³^,¹⁴^,¹⁵. Parecchi studi hanno indicato che il sinergismo tra neonicotinoidi e d’inibizione biosintesi dell’ergosterolo fungicidi (EBI) può condurre ad alta mortalità attraverso multiple ape specie¹⁶^,¹⁷^,¹⁸ ^, ¹⁹ ^, ²⁰ ^, ²¹ ^, ²². Tuttavia, fungicidi, a lungo considerati essere ‘bee-safe’, continuano a essere spruzzato sulle colture in fiore senza molto controllo²³. Api bottinatrici sono state documentate per riportare ordinariamente carichi di polline contaminati con fungicida residui²⁴^,²⁵^,²⁶. Il consumo di tali fungicida-ladenpollen può causare elevata mortalità larvale API²⁷^,²⁸^,²⁹^,³⁰e una suite di effetti sub-letali tra API adulte¹⁶ ^, ³¹ ^, ³² ^, ³³ ^, ³⁴. uno studio recente suggerisce che i fungicidi possono causare perdite di API alterando la comunità microbica all’interno alveare-memorizzati polline, quindi interrompere i critici simbiosi tra API e polline-sopportate microbi³⁵.

Sebbene le api solitarie sono vitali per l’impollinazione di varie piante selvatiche e agricoli³⁶^,³⁷^,³⁸, questo gruppo eterogeneo di impollinatori ha ricevuto molta meno attenzione a studi di monitoraggio dei pesticidi. Il nido di una femmina adulta solitaria contiene 5-10 camere coulors stagne, ciascuno fornito di una massa finita di maternamente raccolti di polline e nettare e un singolo uovo³⁹. Dopo la schiusa, le larve si affidano la fornitura di polline allocata e il microbiota associato a carico di polline per ottenere un’adeguata nutrizione⁴⁰^,⁴¹. Perché mancano i vantaggi di uno stile di vita sociale, le api solitarie possono essere più vulnerabili a pesticidi esposizione⁴². Per esempio, mentre i deficit sociali delle API seguendo uno spray possono essere compensati per estendere alcune dai lavoratori ed emergenti Covata, la morte di una donna solitaria adulta sola termina tutte le attività riproduttiva⁴³. Tali differenze nella suscettibilità evidenziano la necessità di incorporare taxa diversi ape in studi ecotossicologici per garantire una protezione adeguata per le API gestite e selvagge allo stesso modo. Tuttavia, a parte una manciata di studi, indagini sugli effetti dell’esposizione di fungicida ha focalizzato il sociale API¹⁸^,²³^,³²^,⁴⁴^,⁴⁵ ^,⁴⁶^,⁴⁷^,⁴⁸^,⁴⁹.

Le api solitarie, appartenenti al genere Osmia (Figura 1) sono state utilizzate in tutto il mondo come impollinatori efficienti di diversi importanti frutta e dado colture³⁹^,⁵⁰^,⁵¹^,⁵³^, ⁵³. come con altri impollinatori gestito gruppi²⁴^,⁵⁴^,⁵⁵^,⁵⁶^,⁵⁷^,⁵⁸, api adulte Osmia sono ordinariamente esposti ai fungicidi spruzzati sulle colture in fiore⁴⁴. Le femmine adulte foraggiamento sulle colture recentemente spruzzati possono raccogliere e stock loro nidiata chambers con fungicida-carichi di polline, che più tardi forma la dieta esclusiva per lo sviluppo larve. Consumando le disposizioni di polline contaminati possa esporre successivamente alle larve di fungicida residui⁴². Il rischio di esposizione può essere maggiore tra oligolectic specie che si nutrono solo a pochi host strettamente correlate piante⁵⁹^,⁶⁰^,⁶¹. Alcuni megachilid API, ad esempio, sembrano preferenzialmente foraggio per polline Asteraceae di bassa qualità, come un mezzo per ridurre il parassitismo⁶². Tuttavia, nella misura in cui fungicidi impatto larvale fitness tra api solitarie oligolectic empiricamente non è stata quantificata. L’obiettivo di questo studio è di sviluppare un protocollo per testare i principali e gli effetti interattivi della fonte di esposizione e polline di fungicida sull’idoneità in vitro allevati api solitarie. Per studiare, uova di lato di sensu di o. ribifloris (s.l.) possono essere ottenute in commercio (tabella materiali). Questa popolazione è ideale per la sua importanza come un impollinatore nativo e la sua forte predilezione per i ricchi di nettare Mahonia aquifolium (Oregon grape) trovati all’interno della regione⁵³^,⁶³^,⁶⁴(Figura 2).

Figura 1. Una foto ad alta risoluzione di un adulto Osmia ribifloris. Foto credit Dr. Jim Cane, ricerca entomologo, USDA-ARS Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2. Nidificazione di canne di Osmia ribifloris (s.l.) con una femmina di nidificazione in primo piano. Phragmite Camera partizioni e terminali di chiusura per le ance sono costruiti da masticated foglie. Foto di credito signor Kimball Clark, NativeBees.com Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Il primo obiettivo di questo studio è di valutare l’effetto del consumo di polline fungicida-trattati sulla forma larvale (misurata in termini di tempi di sviluppo e prepupa biomassa). Mentre l’esposizione per il propiconazolo fungicida comunemente applicata è stato collegato alla mortalità aumentata tra API adulte attraverso diverse specie ²³^,²⁴^,³²^,⁴⁴^,⁴⁵^, ⁵⁴^,⁵⁵^,⁵⁶^,⁵⁷^,⁵⁸^,⁶⁵^,⁶⁶^,⁶⁷, l’impatto sulle API larvale è minore noto. Il secondo obiettivo di questo studio è di valutare gli effetti del consumo di polline non host su fitness larvale. Gli studi precedenti indicano che le larve delle API oligolectic non riescono a svilupparsi quando costretti a consumare polline non host⁶⁸. Tali risultati possono essere attribuiti alle variazioni di ape fisiologia⁶⁹, polline biochimica⁷⁰e il microbioma beneficio associati con polline naturale disposizioni⁷¹. Il terzo obiettivo di questo studio è di valutare gli effetti interattivi di trattamento fungicida e polline dietetico su fitness larvale.

Numerosi tratti biologici tra cui dimensione corporea materna, provisioning di tasso, strategia di foraggiamento e polline quantità⁷²^,⁷³^,⁷⁴^,⁷⁵ sono noti per influenzare larvale fitness tra le api solitarie. Questi fattori possono introdurre variabilità significativa tra canneti, che pone una sfida nello sviluppo di disegni sperimentali difendibile nel valutare salute larvale. Inoltre, dato che lo sviluppo larvale si verifica all’interno di ance nidificazione sigillati, gli effetti di tale variabilità sulla progenie sono difficili da visualizzare e quantificati senza l’utilizzo di tecniche non letali (Figura 3). Per superare questa sfida, tutte le ipotesi all’interno di questo studio sono testate utilizzando larve allevate di fuori della loro nidificazione ance. Il disegno sperimentale rappresenta un completamente attraversato 2 × 2 fattoriale set-up, con ciascun fattore composto da 2 livelli; Fattore 1: Esposizione fungicida (fungicida; Nessun fungicida); Fattore 2: Fonte di polline (Host polline, polline Non-host). Le API vengono generate dall’uovo alla fase di prepupa all’interno di piastre per colture cellulari del multiwell sterile sotto condizioni di laboratorio controllate. Ognuno ben individualmente è fornito con una quantità standardizzata di fornitura di polline e un singolo uovo. Dopo la schiusa, la larva si nutre di polline allocato all’interno del pozzo, completa lo sviluppo larvale e avvia impupamento. Studi precedenti hanno mostrato che la mortalità non spiegata è più bassa tra le API generate all’interno di questo ambiente di allevamento artificiale rispetto a quello rilevato nel selvaggio⁴⁹^,⁷⁶. L’uso di in vitro-api allevate presenta parecchi vantaggi sopra gli studi sul campo: 1) riduce al minimo gli effetti confondenti di variabilità naturale e incontrollati fattori connessi tipicamente con gli studi sul campo; 2) permette più livelli di manipolazione per ogni fattore di interesse per essere testate contemporaneamente tra gruppi di trattamento; 3) il numero delle ripetizioni può essere predeterminato, e fattori sperimentali per ogni replica possono essere manipolati individualmente; 4) variabili di risposta larvale possono essere facilmente visualizzate e registrate in modo indipendente senza inquietante larve adiacenti; 5) il protocollo può essere modificato per ospitare disegni sperimentali più complessi che coinvolgono molteplici fattori e variabili di risposta.

Figura 3. Contenuto all’interno di una canna di nidificazione naturale di Osmia ribifloris (s.l.). Chiuda in su (A) una canna dissecata mostrando singole camere, disposizioni di polline e partizioni e (B) appena raccolto polline disposizioni e le uova associate (indicate con un cerchio nero). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Protocol

1. preparare le soluzioni di propiconazolo per esperimenti di esposizione fungicida Preparate 0,1 x soluzione fungicida sciogliendo volumi appropriati di propiconazolo commercialmente acquistati 14,3% in acqua sterile il giorno dell’esperimento. Assicurarsi che la unica soluzione fungicida preparata al momento è utilizzato per tutti i trattamenti. 23 µ l di 0.1 x soluzione fungicida per grammo di disposizione di polline per ottenere la massima concentrazione di propiconazolo precedentemente segnalat…

Representative Results

Larvale fitness è stato quantificato utilizzando tre metriche tempo inerente allo sviluppo (i) larvale, biomassa (ii) prepupa e (iii) percentuale sopravvivenza. Un ANOVA a due vie è stata condotta utilizzando l’esposizione fungicida (due livelli: nessun fungicida, fungicida) e fonte di polline (due livelli: Host polline, polline Non-host) come variabili indipendenti e dello sviluppo larvale ora come la variabile dipendente. L’effetto principale per l’esposizione di fungicida (F…

Discussion

Allevamento di API fuori loro canne nidificazione naturale, in condizioni di laboratorio, permette il testing di molteplici ipotesi relative al fitness larvale. Nella misura in cui non identificati fattori continuano a causare mortalità delle API, studi di valutazione del rischio utilizzando in vitro esperimenti possono aiutare identificare potenziali minacce e informare le pratiche di gestione per questo gruppo di specie-ricco degli impollinatori selvatici ¹² ^,<sup class="xr…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori ringraziano Kimball Clark e Tim Krogh per fornire Osmia nidificazione ance, Meredith Nesbitt e Molly Bidwell per assistenza in laboratorio, d. ssa Cameron Currie, Christelle Guédot, Terry Griswold, Michael Branstetter e tre utenti anonimi per loro osservazioni utili che il manoscritto è migliorato. Questo lavoro è stato sostenuto USDA-Agricultural Research Service appropriato (attuale ricerca Information System #3655-21220-001), Wisconsin Dipartimento dell’agricoltura, commercio e tutela dei consumatori (#197199), National Science Foundation (sotto Grant No. DEB-1442148), il DOE Great Lakes Bioenergy Research Center (ufficio DOE di scienza BER DE-FC02-07ER64494).

Materials

eggs of O. ribifloris sensu lato (s.l.)			Kaysville, Davis County, Utah, USA
Osmia reeds	Nativebees.com	NA	Freshly plugged reeds
Dissection set	VWR	89259-964	Sterilize before use
Long Nose Pliers	Husky	1006
6 well culture plates	VWR	10062-892	Sterile sealed
48 well culture plates	VWR	10062-898	Sterile sealed
Petri dishes	VWR	25373100	Sterile sealed
Square Weighing Boats	VWR	10770-448
Camel Hair Brush	Bioquip	1153A
Tin capsules	EA Consumables	D1021	Sterilize before use
Sucrose	VWR	470302-808
Propiconazole 14.3	Quali-Ppro	60207-90-1	Propiconazole 14.3%
Honey bee pollen	Bee energised	897098001244	Untreated, natural, raw pollen
Microbalance	VWR	10204-990
Pulverisette	LAB SYNERGY INC.	30334913
Wooden sticks	VWR	470146908	Sterilize before use
Sealing tape	VWR	89097-912
Microscope	VWR	89403-384
Planting tray	VWR	470150-632
Ethanol	VWR	BDH1158-4LP
Centrifuge tube	VWR	21008936
Microsyringe	Cole-Palmer	UX-07940-07
Rubber tweezer	Amazon	B0135HWPN4
Syringe needles	VWR	89219-334
Freeze drier	Labcono	LFZ-1L
Statistical software	SPSS	Version 21.0

Referências

Klein, A. -. M., et al. Importance of pollinators in changing landscapes for world crops. P Roy Soc Lond B Bio. 274 (1608), 303-313 (2007).
Biesmeijer, J. C. J., et al. Parallel declines in pollinators and insect-pollinated plants in Britain and the Netherlands. Science. 313 (5785), 351-354 (2006).
Potts, S. G., Biesmeijer, J. C., Kremen, C., Neumann, P., Schweiger, O., Kunin, W. E. Global pollinator declines: Trends, impacts and drivers. Trends Ecol Evol. 25 (6), 345-353 (2010).
Cameron, S. A., et al. Patterns of widespread decline in North American bumble bees. P Natl Acad Sci USA. 108 (2), 662-667 (2011).
Gallai, N., Salles, J. M., Settele, J., Vaissière, B. E. Economic valuation of the vunerability of world agriculture confronted with pollinator decline. Ecol Econ. 68 (3), 810-821 (2009).
Fontaine, C., Dajoz, I., Meriguet, J., Loreau, M. Functional diversity of plant-pollinator interaction webs enhances the persistence of plant communities. Plos Biol. 4 (1), 0129-0135 (2006).
Kluser, S., Peduzzi, P. . Global pollinator decline: a literature review. , (2007).
Brown, M. J. F., Paxton, R. J. The conservation of bees: a global perspective. Apidologie. 40 (3), (2009).
Lebuhn, G., et al. Detecting insect pollinator declines on regional and global scales. Conserv Biol. 27 (1), (2013).
Vanengelsdorp, D., Meixner, M. D. A historical review of managed honey bee populations in Europe and the United States and the factors that may affect them. J Invertebr Pathol. , S80-S95 (2010).
Pettis, J. S., Delaplane, K. S. Coordinated responses to honey bee decline in the USA. Apidologie. 41 (3), 256-263 (2010).
Sandrock, C., Tanadini, L. G., Pettis, J. S., Biesmeijer, J. C., Potts, S. G., Neumann, P. Sublethal neonicotinoid insecticide exposure reduces solitary bee reproductive success. Agr Forest Entomol. 16 (2), (2014).
Van der Sluijs, J. P., Simon-Delso, N., Goulson, D., Maxim, L., Bonmatin, J. M., Belzunces, L. P. Neonicotinoids, bee disorders and the sustainability of pollinator services. Curr Opin Env Sust. 5 (3), (2013).
Goulson, D., Nicholls, E., Botías, C., Rotheray, E. L. Bee declines driven by combined stress from parasites, pesticides, and lack of flowers. Science. 347 (6229), (2015).
Johnson, R. M., Ellis, M. D., Mullin, C. A., Frazier, M. Pesticides and honey bee toxicity – USA. Apidologie. 41 (3), (2010).
Iwasa, T., Motoyama, N., Ambrose, J. T., Roe, R. M. Mechanism for the differential toxicity of neonicotinoid insecticides in the honey bee, Apis mellifera. Crop Protection. 23 (5), 371-378 (2004).
Glavan, G., Bozic, J. The synergy of xenobiotics in honey bee Apis mellifera: mechanisms and effects. Acta Biol. Slov. 56, 11-27 (2013).
Biddinger, D. J., et al. Comparative toxicities and synergism of apple orchard pesticides to Apis mellifera (L.) and Osmia cornifrons (Radoszkowski). PLoS ONE. 8 (9), e72587 (2013).
Thompson, H. M., Fryday, S. L., Harkin, S., Milner, S. Potential impacts of synergism in honeybees (Apis mellifera) of exposure to neonicotinoids and sprayed fungicides in crops. Apidologie. 45 (5), 545-553 (2014).
Jansen, J. -. P., Lauvaux, S., Gruntowy, J., Denayer, J. Possible synergistic effects of fungicide-insecticide mixtures on beneficial arthropods. IOBC-WPRS Bulletin. 125, 28-35 (2017).
Robinson, A., Hesketh, H., et al. Comparing bee species responses to chemical mixtures: Common response patterns?. PLoS ONE. 12 (6), (2017).
Sgolastra, F., Medrzycki, P., et al. Synergistic mortality between a neonicotinoid insecticide and an ergosterol-biosynthesis-inhibiting fungicide in three bee species. Pest Management Science. 73 (6), 1236-1243 (2017).
Ladurner, E., Bosch, J., Kemp, W. P., Maini, S. Assessing delayed and acute toxicity of five formulated fungicides to Osmia lignaria and Apis mellifera. Apidologie. 36 (3), 449-460 (2005).
Mullin, C. A., et al. High levels of miticides and agrochemicals in North American apiaries: implications for honey bee health. PloS one. 5 (3), e9754 (2010).
Pettis, J. S., Lichtenberg, E. M., Andree, M., Stitzinger, J., Rose, R., Vanengelsdorp, D. Crop pollination exposes honey bees to pesticides which alters their susceptibility to the gut pathogen Nosema ceranae. PloS one. 8 (7), e70182 (2013).
David, A., et al. Widespread contamination of wildflower and bee-collected pollen with complex mixtures of neonicotinoids and fungicides commonly applied to crops. Environ Int. 88, 169-178 (2016).
Zhu, W., Schmehl, D. R., Mullin, C. A., Frazier, J. L. Four common pesticides, their mixtures and a formulation solvent in the hive environment have high oral toxicity to honey bee larvae. PloS one. 9 (1), e77547 (2014).
Simon-Delso, N., Martin, G. S., Bruneau, E., Minsart, L. A., Mouret, C., Hautier, L. Honeybee colony disorder in crop areas: The role of pesticides and viruses. PLoS ONE. 9 (7), (2014).
Park, M. G., Blitzer, E. J., Gibbs, J., Losey, J. E., Danforth, B. N. Negative effects of pesticides on wild bee communities can be buffered by landscape context. P Roy Soc B-Biol Sci. 282 (1809), 20150299-20150299 (2015).
Bernauer, O. M., Gaines-Day, H. R., Steffan, S. A. Colonies of bumble bees (Bombus impatiens) produce fewer workers, less bee biomass, and have smaller mother queens following fungicide exposure. Insects. 6 (2), 478-488 (2015).
Williamson, S. M., Wright, G. A. Exposure to multiple cholinergic pesticides impairs olfactory learning and memory in honeybees. J Exp Biol. 216 (10), 1799-1807 (2013).
Artz, D. R., Pitts-Singer, T. L. Effects of fungicide and adjuvant sprays on nesting behavior in two managed solitary bees, Osmia lignaria and Megachile rotundata. PLoS ONE. 10 (8), e0135688 (2015).
Pilling, E. D., Bromleychallenor, K. A. C., Walker, C. H., Jepson, P. C. Mechanism of synergism between the pyrethroid insecticide lambda-cyhalothrin and the imidazole fungicide prochloraz, in the honeybee (Apis mellifera L). Pestic Biochem Phys. 51 (1), 1-11 (1995).
Johnson, R. M., Wen, Z., Schuler, M. A., Berenbaum, M. R. Mediation of pyrethroid insecticide toxicity to honey bees (Hymenoptera: Apidae) by cytochrome P450 monooxygenases. J. Econ. Entomol. 99 (4), 1046-1050 (2006).
Steffan, S. A., Dharampal, P. S., Diaz-Garcia, L. A., Currie, C. R., Zalapa, J. E., Hittinger, C. T. Empirical, metagenomic, and computational techniques illuminate the mechanisms by which fungicides compromise bee health. JoVE. (128), e54631 (2017).
Batra, S. W. T. Solitary bees. Sci Am. 250 (2), 120-127 (1984).
Linsley, E. G. The ecology of solitary bees. Hilgardia. 27 (19), 543-599 (1958).
Garibaldi, L. A., et al. Wild Pollinators Enhance Fruit Set of Crops Regardless of Honey Bee Abundance. Science. 339 (6127), 1608-1611 (2013).
Bosch, J., Kemp, W. P. . How to manage the blue orchard bee. , (2001).
Keller, A., Grimmer, G., Steffan-Dewenter, I. Diverse microbiota identified in whole intact nest chambers of the red mason bee Osmia bicornis (Linnaeus 1758). PLoS ONE. 8 (10), e78296 (2013).
Bosch, J., Kemp, W. P. Development and Emergence of the Orchard Pollinator Osmia lignaria (Hymenoptera: Megachilidae). Environmental Entomology. 29 (1), 8-13 (2000).
Brittain, C., Potts, S. G. The potential impacts of insecticides on the life-history traits of bees and the consequences for pollination. Basic and Applied Ecology. 12 (4), 321-331 (2011).
Arena, M., Sgolastra, F. A meta-analysis comparing the sensitivity of bees to pesticides. Ecotoxicology. 23 (3), 324-334 (2014).
Ladurner, E., Bosch, J., Kemp, W. P., Maini, S. Foraging and nesting behavior of Osmia lignaria (Hymenoptera: Megachilidae) in the presence of fungicides: cage studies. J Econ Entomol. 101 (3), 647-653 (2008).
Huntzinger, A. C. I., James, R. R., Bosch, J., Kemp, W. P. Fungicide tests on adult alfalfa leafcutting bees (Hymenoptera: Megachilidae). J Econ Entomol. 101 (4), 1088-1094 (2008).
Tsvetkov, N., et al. Chronic exposure to neonicotinoids reduces honey bee health near corn crops. Science. 356 (6345), 1395-1397 (2017).
Mao, W., Schuler, M. A., Berenbaum, M. R. Disruption of quercetin metabolism by fungicide affects energy production in honey bees (Apis mellifera). P Natl Acad Sci. 114 (10), 2538-2543 (2017).
Blacquière, T., Smagghe, G., Van Gestel, C. A. M., Mommaerts, V. Neonicotinoids in bees: A review on concentrations, side-effects and risk assessment. Ecotoxicology. 21 (4), 973-992 (2012).
Sgolastra, F., Tosi, S., Medrzycki, P., Porrini, C., Burgio, G. Toxicity of spirotetramat on solitary bee larvae, Osmia cornuta (Hymenoptera: Megachilidae), in laboratory conditions. Journal of Apicultural Science. 59 (2), 73-83 (2015).
Mader, E., Spivak, M., Evans, E. . Managing Alternative Pollinators. , (2010).
Bosch, J., Kemp, W. P. Developing and establishing bee species as crop pollinators: the example of Osmia spp.(Hymenoptera: Megachilidae) and fruit trees. B Entomol Res. 92 (1), 3-16 (2002).
Sampson, B. J., Rinehart, T. A., Kirker, G. T., Stringer, S. J., Werle, C. T. Phenotypic variation in fitness traits of a managed solitary bee, Osmia ribifloris (Hymenoptera: Megachilidae). J Econ Entomol. 108 (6), 2589-2598 (2015).
Sampson, B. J., Cane, J. H., Kirker, G. T., Stringer, S. J., Spiers, J. M. Biology and management potential for three orchard bee species (Hymenoptera: Megachilidae): Osmia ribifloris Cockerell, O. lignaria (Say) and O.chalybea Smith with emphasis on the former. Acta Hort. 810, 549-555 (2009).
Hladik, M. L., Vandever, M., Smalling, K. L. Exposure of native bees foraging in an agricultural landscape to current-use pesticides. Sci Total Environ. 542, 469-477 (2016).
Long, E. Y., Krupke, C. H. Non-cultivated plants present a season-long route of pesticide exposure for honey bees. Nat Commun. 7, (2016).
Krupke, C. H., Hunt, G. J., Eitzer, B. D., Andino, G., Given, K. Multiple routes of pesticide exposure for honey bees living near agricultural fields. PLoS ONE. 7 (1), e29268 (2012).
Stoner, K. A., Eitzer, B. D. Using a hazard quotient to evaluate pesticide residues detected in pollen trapped from honey bees (Apis mellifera) in Connecticut. PLoS ONE. 8 (10), e77550 (2013).
Sánchez-Bayo, F., Goulson, D., Pennacchio, F., Nazzi, F., Goka, K., Desneux, N. Are bee diseases linked to pesticides? – A brief review. Environ Int. 89, 7-11 (2016).
Steffan-Dewenter, I., Klein, A. -. M., Gaebele, V., Alfert, T., Tscharntke, T. Bee diversity and plant-pollinator interactions in fragmented landscapes. Specialization and generalization in plant-pollinator interactions. , 387-410 (2006).
Kremen, C., Ricketts, T. Global perspectives on pollination disruptions. Conserv Biol. 14 (5), 1226-1228 (2000).
Memmott, J., Waser, N. M., Price, M. V. Tolerance of pollination networks to species extinctions. P Roy Soc B-Biol Sci. 271 (1557), 2605-2611 (2004).
Spear, D. M., Silverman, S., Forrest, J. R. K. Asteraceae pollen provisions protect Osmia mason bees (Hymenoptera: Megachilidae) from brood parasitism. The American Naturalist. 187 (6), 797-803 (2016).
Rust, R. W. Biology of Osmia (Osmia) ribifloris Cockerell (Hymenoptera: Megachilidae). J Kansas Entomol Soc. 59, 89-94 (1986).
Torchio, P. F. Osmia ribifloris, a native bee species developed as a commercially managed pollinator of highbush blueberry (Hymenoptera: Megachilidae). J Kansas Entomol Soc. 63 (633), 427-436 (1990).
Sanchez-Bayo, F., Goka, K. Pesticide residues and bees – A risk assessment. PLoS ONE. 9 (4), e94482 (2014).
Kasiotis, K. M., Anagnostopoulos, C., Anastasiadou, P., Machera, K. Pesticide residues in honeybees, honey and bee pollen by LC-MS/MS screening: Reported death incidents in honeybees. Sci Total Environ. 485 (1), 633-642 (2014).
Stanley, J., Sah, K., Jain, S. K., Bhatt, J. C., Sushil, S. N. Evaluation of pesticide toxicity at their field recommended doses to honeybees, Apis cerana and A. mellifera through laboratory, semi-field and field studies. Chemosphere. 119, 668-674 (2015).
Praz, C. J., Müller, A., Dorn, S. Specialized bees fail to develop on non-host pollen: Do plants chemically protect their pollen?. Ecology. 89 (3), 795-804 (2008).
Sedivy, C., Müller, A., Dorn, S. Closely related pollen generalist bees differ in their ability to develop on the same pollen diet: Evidence for physiological adaptations to digest pollen. Funct Ecol. 25 (3), 718-725 (2011).
Williams, N. M. Use of novel pollen species by specialist and generalist solitary bees (Hymenoptera: Megachilidae). Oecologia. 134, (2003).
Graystock, P., Rehan, S. M., McFrederick, Q. S. Hunting for healthy microbiomes: determining the core microbiomes of Ceratina, Megalopta, and Apis bees and how they associate with microbes in bee collected pollen. Conserv Genet. 18 (3), 1-11 (2017).
Bosch, J., Vicens, N. Relationship between body size, provisioning rate, longevity and reproductive success in females of the solitary bee Osmia cornuta. Behav Ecol Sociobiol. 60 (1), 26-33 (2006).
Bosch, J., Vicens, N. Body size as an estimator of production costs in a solitary bee. Ecol Entomol. 27 (2), 129-137 (2002).
Radmacher, S., Strohm, E. Factors affecting offspring body size in the solitary bee Osmia bicornis (Hymenoptera, Megachilidae). Apidologie. 41 (2), 169-177 (2010).
Seidelmann, K. Open-cell parasitism shapes maternal investment patterns in the Red Mason bee Osmia rufa. Behav Ecol. 17 (5), (2006).
Becker, M. C., Keller, A. Laboratory rearing of solitary bees and wasps. Insect Science. 23 (6), 918-923 (2016).
Bosch, J. The nesting behaviour of the mason bee Osmia cornuta (Latr) with special reference to its pollinating potential (Hymenoptera, Megachilidae). Apidologie. 25, 84-93 (1994).
Krunić, M., Stanisavljević, L., Pinzauti, M., Felicioli, A. The accompanying fauna of Osmia cornuta and Osmia rufa and effective measures of protection. B Insectol. 58 (2), 141-152 (2005).
Elliott, S. E., Irwin, R. E., Adler, L. S., Williams, N. M. The nectar alkaloid, gelsemine, does not affect offspring performance of a native solitary bee, Osmia lignaria (Megachilidae). Ecol Entomol. 33 (2), 298-304 (2008).
Hendriksma, H. P., Härtel, S., Steffan-Dewenter, I. Honey bee risk assessment: New approaches for in vitro larvae rearing and data analyses. Methods Ecol and Evol. 2 (5), 509-517 (2011).
Aupinel, P., et al. Improvement of artificial feeding in a standard in vitro method for rearing Apis mellifera larvae. B Insectol. 58 (2), 107-111 (2005).
Beekman, M., Ratnieks, F. L. W. Long-range foraging by the honey-bee, Apis mellifera L. Funct Ecol. 14 (4), 490-496 (2000).
Gathmann, A., Tscharntke, T. Foraging ranges of solitary bees. J Anim Ecol. 71 (5), 757-764 (2002).
Greenleaf, S. S., Williams, N. M., Winfree, R., Kremen, C. Bee foraging ranges and their relationship to body size. Oecologia. 153 (3), 589-596 (2007).
. Bee Pollen Supplement – Bee Rescued Available from: https://beerescued.com/product/bee-rescued-bee-pollen-supplement/ (2018)
Cane, J. H., Griswold, T., Parker, F. D. Substrates and Materials Used for Nesting by North American Osmia Bees (Hymenoptera: Apiformes: Megachilidae). Annals of the Entomological Society of America. 100 (3), 350-358 (2007).

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Dharampal, P. S., Carlson, C. M., Diaz-Garcia, L., Steffan, S. A. In Vitro Rearing of Solitary Bees: A Tool for Assessing Larval Risk Factors. J. Vis. Exp. (137), e57876, doi:10.3791/57876 (2018).