A fim de estudar a composição celular e características morfológicas dos ovários de mamíferos, os cientistas muitas vezes dependem de experiências na vivo seguidas de reagidos coloração dos ovários de parafina incorporado. Mais recentemente, porém, cultura de ovário todo órgão tem provado para ser uma alternativa eficaz para estudar a função ovárica^1,2,3,4 , porque a técnica pode ser acoplada com melhor visualização e ferramentas de quantificação. Tradicionalmente, a análise da morfologia ovariana depende reconstrução tridimensional arquitetura de ovário de parafina incorporada seções serial, mas, além de ser trabalhosa e demorada, serialmente seccionamento tecido parafina incorporado é que não garantia a reconstrução adequada do órgão, e seções são muitas vezes perdidas ou mis ordenou no processo.

Além dos desafios técnicos associados com seccionamento serial, também há variações nos métodos usados rotineiramente para quantificar números do folículo por ovário^5,6. A variabilidade metodológica utilizada atualmente prejudica a meta-análise da reserva ovariana através de estudos de^5,7. Por exemplo, números de folículo de artigos de pesquisa diferentes podem variar por 10 vezes ou mais entre as idades de desenvolvimento semelhantes dentro de uma cepa específica de⁶. Estas grandes diferenças na quantificação do folículo relatado podem levar a confusão e tem impedido o estudo transversal comparações. Experimentalmente, as abordagens tradicionais para quantificação de folículo de seções seriais são executadas pela contagem de folículos de um número pré-definido de seções (por exemplo, cada quinto, décimo, ou outra seção). Variabilidade nas contagens de folículo usando esta abordagem surge não só de periodicidade em quais seções são contadas, mas também de variações na espessura de corte e a experiência técnica na geração de seções serial^5,6. Além de sua variabilidade, outra desvantagem de seccionamento de tecido tradicional é que o seccionamento dos ovários pequenos de animais jovens é especialmente desafiador e altamente dependente de orientação de tecido⁸.

O protocolo abaixo descreve uma técnica de cultura de ovário rotineiramente utilizados¹ mas grandemente melhora a quantificação de folículo tradicional substituindo seccionamento físico com tecido de compensação e seccionamento óptico utilizando microscopia confocal^{8 ,9}. Limpar utilizando a imersão de tecido (sem a necessidade de perfusão transcraniana ou electroforese) em um e sorbitol-à base de ureia solução (por exemplo, ScaleS(0)¹⁰) provou ser compatível com a imunocoloração e permitiu a redução do tempo de compensação sem comprometer a profundidade da imagem. Outros métodos relatados (por exemplo, ScaleA2^8,10, SeeDB¹¹, Clear¹²e ClearT2¹²) estão mais tempo consumindo ou não permitem resolução óptica em profundidade da amostra. Seccionamento óptico é vantajoso porque é menos trabalhoso e mantém arquitetura tridimensional^{7,8 do órgão}. Outra vantagem desta abordagem é que a preparação das amostras não requer reagentes caros para limpar o tecido e pode ser realizada com relativa facilidade.

Especificamente, o protocolo descrito foi otimizado para ovários rato cultivados em cinco dias pós-natal, mas tem sido conduzido nos ovários desde dia pós-natal 0 – 10. O método faz uso de um sistema de cultura de ovário em que o tecido naturalmente anexa à membrana no qual é culta, facilitando a manipulação de órgãos e manipulação. O sistema de cultura descrito pode ser usado para manter explantados ovários durante 10 dias e para avaliar como diferentes condições experimentais podem interferir com o oócito sobrevivência¹³. O procedimento de quantificação descrito é executado usando a pacote FIJI-ImageJ¹⁴ de processamento de imagem não-comercial e pode ser realizado na maioria dos computadores pessoais. Além disso, imagens usadas para quantificação podem ser feitas amplamente disponíveis para a comunidade científica, permitindo assim para meta-análise futura.