Summary

Vorbereitung der murinen mandibulären Speicheldrüse aufrecht Intravitalen Mikroskopie

Published: May 07, 2018
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Summary

Wir beschreiben ein Protokoll zur chirurgisch freizulegen und Stabilisierung der murinen mandibulären Speicheldrüse intravitalen Bildgebung mit aufrechten intravitalen Mikroskopie. Dieses Protokoll ist leicht anpassbar an anderen therapeutisches Drüsen von Kopf und Hals-Bereich der Mäuse und andere kleine Nagetiere.

Abstract

Die submandibulären Speicheldrüse (SMG) ist eines der drei großen Speicheldrüsen und ist von Interesse für viele verschiedene Bereiche der biologischen Forschung, einschließlich der Zelle Biologie, Zahnmedizin, Onkologie und Immunologie. Die SMG ist ein therapeutisches Drüse bestehend aus sekretorische Epithelzellen, Myofibroblasts endothelial Zellen, Nerven und extrazelluläre Matrix. Dynamische zelluläre Prozesse in der Ratte und Maus SMG haben zuvor abgebildet, meist mit Multi-Photonen Mikroskopsystemen invertiert. Hier beschreiben wir eine einfache Protokoll für die chirurgische Vorbereitung und Stabilisierung der murinen SMG im narkotisierten Mäuse für in-Vivo Bildgebung mit aufrechten Multi-Photonen Mikroskopsysteme. Wir präsentieren repräsentative intravitalen Bildsätze endogener und adoptively übertragen fluoreszierende Zellen, einschließlich der Kennzeichnung von Blutgefäßen oder Speichel Kanäle und zweite harmonische Generation Fibrillären Kollagen zu visualisieren. Zusammenfassend lässt sich sagen ermöglicht unser Protokoll chirurgische Vorbereitung der Maus Speicheldrüsen in aufrechte Mikroskopiesysteme, die üblicherweise für intravitalen Bildgebung auf dem Gebiet der Immunologie verwendet werden.

Introduction

Speichel abgesondert durch therapeutisches Drüsen zu essen zu schmieren, schützen die Schleimhaut-Oberflächen des oralen Traktes und liefern Verdauungsenzyme sowie antimikrobielle Substanzen1,2. Neben kleinen Speicheldrüsen in der mündlichen Submukosa durchsetzt gibt es drei bilaterale Sätze von großen Drüsen als Parotis, sublinguale und submandibulären, entsprechend ihrer Lage1,2. Pyramidenförmige Epithelzellen in Kolben-förmigen Säcke (Azini) organisiert oder Lünetten, die myoepithelialen Zellen und einer Basalmembran umgeben sezernieren die serösen und Schleimhaut Komponenten der Speichel1. Die engen luminalen Raum der Azini Gullys in eingefügten Leitungen, die in gekerbten Leitungen zu verbinden, bis sie schließlich in einem einzigen ausführungsgang1teilnehmen. Die wichtigsten ausführungsgang von der SMG heißt Wharton Rohr (WD) und mündet in die sublingual Karunkel3,4. Das SMG epitheliale Fach stellt daher eine stark verzweigten Struktur mit vielfältigen terminal Endpunkte, ähnlich wie ein Bündel Trauben1,5,6. Die SMG Interstitium besteht aus Blut und lymphatische Behälter eingebettet in Bindegewebe7 , die parasympathischen Nerven8 und extrazelluläre Matrix5enthalten. Normale menschliche und Nagetier Speicheldrüsen enthalten auch T-Zellen, Makrophagen und dendritischen Zellen9, sowie Plasmazellen, die Immunglobulin absondern (IgA) in den Speichel9,10. Die SMG ist aufgrund seiner vielfältigen Funktionen in Gesundheit und Krankheit ein Thema von Interesse für viele Bereiche der biologischen Forschung, einschließlich Zahnmedizin4, Immunologie11, Onkologie12, Physiologie8und Zellbiologie 3.

Bildgebung der dynamische zelluläre Prozesse und Wechselwirkungen ist ein mächtiges Werkzeug in der biologischen Forschung13,14. Die Entwicklung der Tiefenmassage Bildgebung und Innovationen Inmicroscopes basierend auf nichtlineare Optik (NLO), die Streuung und Absorption von mehreren Photonen durch die Probe verlassen, darf direkt zelluläre Prozessen in komplexen Gewebe13 untersuchen ,15. Absorption von mehreren Photonen umfasst die Lieferung von insgesamt Anregungsenergie von niederenergetischen Photonen, welche Grenzen Fluorophor Erregung auf der Brennebene und somit tieferes Gewebe eindringen mit reduzierten lichtbedingten und Lärm von außerhalb der Fokus Erregung13,15. Dieses Prinzip wird durch die zwei-Photonen-Mikroskopie (14:00) eingesetzt und ermöglicht die Abbildung von fluoreszierenden Proben in Tiefen von bis zu 1 mm15,16. Während handelsübliche 14:00, die Setups benutzerfreundlich und zuverlässig geworden sind, ist die größte Herausforderung für die intravitalen Bildgebung sorgfältig setzen und stabilisieren das Zielorgan der narkotisierten Mäuse, vor allem für die Darstellung von Time-Lapse-Serie. Mehrere Methoden für digitale Drift-Korrektur nach der Datenerfassung wurden veröffentlicht17,18 und wir vor kurzem entwickelt “VivoFollow”, eine automatische Korrektur-System, die langsame Gewebe Drift in Echtzeit mit entgegenwirkt ein computerisierte Stufe19. Es ist jedoch nach wie vor kritisch für hochwertige Bildgebung zur Minimierung von Gewebe Bewegung, vor allem schnelle Bewegungen, die durch Atmung oder Herzschlag19. Vorbereitung und Stabilisierung Verfahren wurden für mehrere Organe, einschließlich Rückenmark20, Leber21Haut22, Lungen-23und Lymphknoten24veröffentlicht. Darüber hinaus Modelle für die Ratte Speicheldrüse Bildgebung weiter verfeinert für hochauflösende intravitalen Bildgebung der Murine SMG auf einem inversen Mikroskop Setup26, zugeschnitten und wurden entwickelten3,25 27 , 28.

Hier präsentieren wir Ihnen eine praktische und anpassungsfähige Protokoll für intravitalen Bildgebung der murinen SMG mit aufrechten nichtlineare Mikroskopie, die häufig zur intravitalen Bildgebung auf dem Gebiet der Immunologie dient. Zu diesem Zweck haben wir eine weithin eingesetzten Immobilisierung Bühne für popliteal Lymphknoten Vorbereitungen verwendet geändert.

Protocol

Alle tierische Arbeit wurde für Tier-Experimente von der kantonalen Ausschuss genehmigt und nach Richtlinien des Bundes durchgeführt. 1. Betäuben der Maus Persönlichen Schutzausrüstung, einschließlich Kittel und Handschuhe zu tragen. Vermischen Sie Ketamin, Xylazin und Saline, eine arbeiten-Konzentration von 20 mg/mL und 1 mg/mL bzw.. Den Arbeit bestand intraperitoneale Injektion (i.p.) 8-10 µL/g der Maus. Platzieren Sie den Mauszeiger wieder in den Käfig.Hinwei…

Representative Results

Dieses Protokoll ermöglicht die Abbildung von fast der gesamten dorsalen und ventralen Seite von der SMG. Das Sichtfeld umfasst in der Regel auch die sublinguale Speicheldrüse, die etwas von der SMG in zelluläre Zusammensetzung4abweicht. Beide Drüsen sind durch Fibrillären Kollagen eingekapselt und Lappen unterteilt. Die meisten 14:00 Systeme können durch die Messung der 2Nd harmonisches Signal ein markierungsfreie Bild von Fibrillären Kollagen pr…

Discussion

Dieses Protokoll bietet eine einfache Lösung für die in-Vivo Bildgebung der murinen mandibulären und sublingualen Speicheldrüsen mit aufrechten nichtlineare Mikroskopie verwendet oft auf dem Gebiet der Immunologie. Die Methode kann für die Darstellung der anderen therapeutisches Drüsen in der Kopf-Hals-Bereich angepasst werden. Zum Beispiel hat unser Labor Bildgebung die Tränendrüse in analoger Weise (nicht dargestellt) durchgeführt.

Entfernen das Bindegewebe um die SMG ist d…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde vom Schweizerischen Nationalfonds (SNF) Projekt Grant 31003A_135649, 31003A_153457 und 31003A_172994 (zu JVS) und Leopoldina Gemeinschaft LPDS 2011-16 (BS) finanziert. Diese Arbeit profitiert, optische Konfigurationen des “Microscopy Imaging Center” (MIC) der Universität Bern.

Materials

Narketan 10 %  (Ketamine) 20ml (100 mg/ml) Vetoquinol 3605877535982
Rompun 2% (Xylazine) 25 ml (20 mg/ml) Bayer 680538150144
Saline NaCl 0.9% B. Braun 3535789
Prequillan 1% (Acepromazine) 10 ml (10 mg/ml) Fatro 6805671900029
Electric shaver Wahl 9818L or similar
Hair removal cream Veet 4002448090656
Durapore Surgical tape (2.5 cm x 9.1 m and 1.25 cm x 9.1 m) Durapore (3M) 1538-1
Durapore Surgical tape (2.5 cm x 9.1 m and 1.25 cm x 9.1 m) Durapore (3M) 1538-0
Super glue Ultra gel, instantaneous glue Pattex, Henkel 4015000415040
Microscope cover glass slides 20 mm and 22 mm Menzel-Gläser 631-1343/ 631-1344
Grease for laboratories 60 g glisseal N Borer (VWR supplier) DECO514215.00-CA15
Surgical scissors Fine Science Tools (F.S.T ) 14090-09 or similar
Fine Forceps Fine Science Tools (F.S.T ) 11252-20 or similar
Cotton swab Migros 617027988254 or similar
Gauze Gazin 5 x 5 cm Lohmann and Rauscher 18500 or similar
Stereomicroscope Leica MZ16 or similar
Texas Red dextran 70kDa  Molecular Probes D1864
Cascade Blue dextran 10kDa invitrogen D1976
Two-photon system LaVision Biotec TrimScope I and II or similar
XLUMPLANFL 20x/0.95 W objective Olympus n/a or other water immersion objective 
Digital thermometer Fluke 95969077651

Referências

  1. Pakurar, A. S., Bigbee, J. W. Digestive System. Digital Histology. , 101-121 (2005).
  2. Carpenter, G. Role of Saliva in the Oral Processing of Food. Food Oral Processing. , 45-60 (2012).
  3. Masedunskas, A., Weigert, R. Intravital two-photon microscopy for studying the uptake and trafficking of fluorescently conjugated molecules in live rodents. Traffic. 9 (10), 1801-1810 (2008).
  4. Amano, O., Mizobe, K., Bando, Y., Sakiyama, K. Anatomy and histology of rodent and human major salivary glands. Acta Histochem Cytochem. 45 (5), 241-250 (2012).
  5. Sequeira, S. J., Larsen, M., DeVine, T. Extracellular matrix and growth factors in salivary gland development. Front Oral Biol. 14, 48-77 (2010).
  6. Takeyama, A., Yoshikawa, Y., Ikeo, T., Morita, S., Hieda, Y. Expression patterns of CD66a and CD117 in the mouse submandibular gland. Acta Histochem. 117 (1), 76-82 (2015).
  7. Hata, M., Ueki, T., Sato, A., Kojima, H., Sawa, Y. Expression of podoplanin in the mouse salivary glands. Arch Oral Biol. 53 (9), 835-841 (2008).
  8. Proctor, G. B., Carpenter, G. H. Regulation of salivary gland function by autonomic nerves. Auton Neurosci. 133 (1), 3-18 (2007).
  9. Le, A., Saverin, M., Hand, A. R. Distribution of Dendritic Cells in Normal Human Salivary Glands. Acta Histochem Cytochem. 44 (4), 165-173 (2011).
  10. Hofmann, M., Pircher, H. E-cadherin promotes accumulation of a unique memory CD8 T-cell population in murine salivary glands. Proc Natl Acad Sci. 108 (40), 16741-16746 (2011).
  11. Bombardieri, M., Barone, F., Lucchesi, D., et al. Inducible tertiary lymphoid structures, autoimmunity, and exocrine dysfunction in a novel model of salivary gland inflammation in C57BL/6 mice. J Immunol. 189 (7), 3767-3776 (2012).
  12. Szwarc, M. M., Kommagani, R., Jacob, A. P., Dougall, W. C., Ittmann, M. M., Lydon, J. P. Aberrant activation of the RANK signaling receptor induces murine salivary gland tumors. PLoS One. 10 (6), e0128467 (2015).
  13. Weigert, R., Sramkova, M., Parente, L., Amornphimoltham, P., Masedunskas, A. Intravital microscopy: A novel tool to study cell biology in living animals. Histochem Cell Biol. 133 (5), 481-491 (2010).
  14. Masedunskas, A., Milberg, O., Porat-Shliom, N., et al. Intravital microscopy. Bioarchitecture. 2 (5), 143-157 (2012).
  15. Zipfel, W. R., Williams, R. M., Webb, W. W. Nonlinear magic: Multiphoton microscopy in the biosciences. Nat Biotechnol. 21 (11), 1369-1377 (2003).
  16. Theer, P., Hasan, M. T., Denk, W. Two-photon imaging to a depth of 1000 µm in living brains by use of a Ti:Al_2O_3 regenerative amplifier. Opt Lett. 28 (12), 1022 (2003).
  17. Gomez-Conde, I., Caetano, S. S., Tadokoro, C. E., Olivieri, D. N. Stabilizing 3D in vivo intravital microscopy images with an iteratively refined soft-tissue model for immunology experiments. Comput Biol Med. 64, 246-260 (2015).
  18. Parslow, A., Cardona, A., Bryson-Richardson, R. J. Sample drift correction following 4D confocal time-lapse imaging. J Vis Exp. (86), (2014).
  19. Vladymyrov, M., Abe, J., Moalli, F., Stein, J. V., Ariga, A. Real-time tissue offset correction system for intravital multiphoton microscopy. J Immunol Methods. 438, 35-41 (2016).
  20. Haghayegh Jahromi, N., Tardent, H., Enzmann, G., et al. A novel cervical spinal cord window preparation allows for two-photon imaging of T-Cell interactions with the cervical spinal cord microvasculature during experimental autoimmune encephalomyelitis. Front Immunol. 8, 406 (2017).
  21. Heymann, F., Niemietz, P. M., Peusquens, J., et al. Long term intravital multiphoton microscopy imaging of immune cells in healthy and diseased liver using CXCR6.Gfp reporter mice. J Vis Exp. (97), e52607 (2015).
  22. Gaylo, A., Overstreet, M. G., Fowell, D. J. Imaging CD4 T cell interstitial migration in the inflamed dermis. J Vis Exp. (109), e53585 (2016).
  23. Looney, M. R., Thornton, E. E., Sen, D., Lamm, W. J., Glenny, R. W., Krummel, M. F. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nat Methods. 8 (8), 91-96 (2011).
  24. Liou, H. L. R., Myers, J. T., Barkauskas, D. S., Huang, A. Y. Intravital imaging of the mouse popliteal lymph node. J Vis Exp. (60), e3720 (2012).
  25. Sramkova, M., Masedunskas, A., Parente, L., Molinolo, A., Weigert, R. Expression of plasmid DNA in the salivary gland epithelium: novel approaches to study dynamic cellular processes in live animals. Am J Physiol Cell Physiol. 297 (6), C1347-C1357 (2009).
  26. Masedunskas, A., Porat-shliom, N., Tora, M., Milberg, O., Weigert, R. Intravital microscopy for imaging subcellular structures in live mice expressing fluorescent proteins. J Vis Exp. (79), e50558 (2013).
  27. Masedunskas, A., Sramkova, M., Parente, L., et al. Role for the actomyosin complex in regulated exocytosis revealed by intravital microscopy. Proc Natl Acad Sci. 108 (33), 13552-13557 (2011).
  28. Milberg, O., Shitara, A., Ebrahim, S., et al. Concerted actions of distinct nonmuscle myosin II isoforms drive intracellular membrane remodeling in live animals. J Cell Biol. 216 (7), 1925-1936 (2017).
  29. Kuriki, Y., Liu, Y., Xia, D., et al. Cannulation of the mouse submandibular salivary gland via the Wharton’s duct. J Vis Exp. (51), e3074 (2011).
  30. Chen, G. Y., Nuñez, G. Sterile inflammation: Sensing and reacting to damage. Nat Rev Immunol. 10 (12), 826-837 (2010).
  31. McLaren, A. Some causes of variation of body temperature in mice. Q J Exp Physiol Cogn Med Sci. 46 (1), 38-45 (1961).
  32. Baumgart, K., Wagner, F., Gröger, M., et al. Cardiac and metabolic effects of hypothermia and inhaled hydrogen sulfide in anesthetized and ventilated mice. Crit Care Med. 38 (2), 588-595 (2010).
  33. Crouch, A. C., Manders, A. B., Cao, A. A., Scheven, U. M., Greve, J. M. Cross-sectional area of the murine aorta linearly increases with increasing core body temperature. Int J Hyperth. , 1-13 (2017).
  34. Smith, C. J., Caldeira-Dantas, S., Turula, H., Snyder, C. M. Murine CMV infection induces the continuous production of mucosal resident T cells. Cell Rep. 13 (6), 1137-1148 (2015).
  35. Lindquist, R. L., Shakhar, G., Dudziak, D., et al. Visualizing dendritic cell networks in vivo. Nat Immunol. 5 (12), 1243-1250 (2004).
  36. Riedl, J., Flynn, K. C., Raducanu, A., et al. Lifeact mice for studying F-actin dynamics. Nat Methods. 7 (3), 168-169 (2010).
  37. Chtanova, T., Hampton, H. R., Waterhouse, L. A., et al. Real-time interactive two-photon photoconversion of recirculating lymphocytes for discontinuous cell tracking in live adult mice. J Biophotonics. 7 (6), 425-433 (2014).
  38. Kyratsous, N. I., Bauer, I. J., Zhang, G., et al. Visualizing context-dependent calcium signaling in encephalitogenic T cells in vivo by two-photon microscopy. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (31), E6381-E6389 (2017).
  39. Mank, M., Reiff, D. F., Heim, N., Friedrich, M. W., Borst, A., Griesbeck, O. A FRET-based calcium biosensor with fast signal kinetics and high fluorescence change. Biophys J. 90 (5), 1790-1796 (2006).
  40. Tsyboulski, D., Orlova, N., Saggau, P. Amplitude modulation of femtosecond laser pulses in the megahertz range for frequency-multiplexed two-photon imaging. Opt Express. 25 (8), 9435 (2017).
  41. Potma, E. O., Xie, X. S. Detection of single lipid bilayers with coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS) microscopy. J Raman Spectrosc. 34 (9), 642-650 (2003).

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Citar este artigo
Ficht, X., Thelen, F., Stolp, B., Stein, J. V. Preparation of Murine Submandibular Salivary Gland for Upright Intravital Microscopy. J. Vis. Exp. (135), e57283, doi:10.3791/57283 (2018).

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