Summary

Cromatina diffusa i preparativi per l'analisi della progressione di ovocita Mouse dalla profase alla metafase II

Published: February 26, 2018
doi:

Summary

Oogenesi nei mammiferi sono noto per essere soggetta a errori, particolarmente dovuto malsegregazione di cromosoma. Questo manoscritto descrive metodi di preparazione di cromatina diffusa per profase mouse, metafase I e II-messa in scena di ovociti. Queste tecniche fondamentali consentono per lo studio della cromatina-proteine e morfologia del cromosoma in tutto mammiferi oogenesi.

Abstract

Tecniche di diffusione della cromatina sono stati ampiamente usati per valutare la localizzazione dinamica di varie proteine durante la gametogenesi, particolarmente per la spermatogenesi. Queste tecniche permettono per visualizzazione della proteina e modelli di localizzazione del DNA durante eventi meiotici quali cromosomi omologhi abbinamento, synapsis e riparazione del DNA. Mentre alcuni protocolli sono stati descritti nella letteratura, tecniche di diffusione generale della cromatina usando i oocytes profase mammiferi sono limitate e difficile dovuto i tempi di apertura di meiosi nelle ovaie fetali. In confronto, spermatociti profase possono essere raccolti da topi giovani maschi con rendimenti più alti senza l’esigenza di microdissection. Tuttavia, è difficile ottenere una popolazione pura sincronizzata delle cellule alle fasi specifiche a causa dell’eterogeneità delle popolazioni meiotica e post-meiotic delle cellule di germe nel testicolo giovanile e adulto. Per le successive fasi della meiosi, è vantaggioso per valutare gli ovociti che subiscono meiosi I (MI) o meiosi II (MII), perché gruppi di ovociti maturi possono essere raccolti da topi femminili adulti e stimolati per riprendere la meiosi nella cultura. Qui, metodi per le preparazioni di cromatina meiotica sviluppa usando i oocytes sezionato da fetale, neonatale e adulte ovaie sono descritti con dimostrazioni video di accompagnamento. Gli eventi di malsegregazione di cromosoma in mammiferi ovociti sono frequenti, specialmente durante MI. Queste tecniche possono essere utilizzate per valutare e caratterizzare gli effetti di mutazioni differenti o esposizioni ambientali durante le varie fasi dell’oogenesi. Come ci sono chiare differenze tra oogenesi e spermatogenesi, le tecniche descritte all’interno hanno un valore inestimabile per aumentare la nostra comprensione dell’oogenesi dei mammiferi e il sessualmente dimorphic caratteristiche delle dinamiche del cromosoma e della proteina durante la meiosi .

Introduction

Durante la spermatogenesi, grandi onde semisincrona meiotiche delle cellule di germe sono rapidamente e continuamente rifornite nel testicolo all’inizio della pubertà e durante l’età adulta1. In contrasto con i maschi, meiosi nelle femmine sono avviato esclusivamente durante lo sviluppo fetale. Dopo la nascita, gli ovociti rimangono arrestati in una fase prolungata dictyate di Profase I con un’intatto della vescicola germinale (GV; involucro nucleare) fino alla pubertà. Al momento della comparsa della pubertà, un sottoinsieme degli ovociti vengono selezionati ciclicamente a subire la crescita e la maturazione, segnando l’inizio della ripresa meiotica. Meiotica ripresa negli ovociti adulti si manifesta con la scomparsa del GV in un processo noto come rottura della vescicola germinale (GVBD). L’ovocita subisce quindi condensazione cromosomica e segregazione, seguita da estrusione corpo polare. Ovociti diventano arrestati sulla progressione di MII e sono stimolati per completare la divisione meiotica seconda e definitiva solo dopo la fecondazione.

Fertilità femminile è altamente dipendente dal successo della Profase Meiotica I progressione. Chiave di questo è la formazione di un collegamento fisico tra cromosomi omologhi, conosciuto come i chiasme, che è mediata dalla riparazione dell’indotto del DNA doppio filo (DSBs) tramite crossover ricombinazione2. Questo processo si verifica nel contesto di un’impalcatura proteico dinamico conosciuto come il complesso Sinaptonemale (SC) che si forma tra cromosomi omologhi per facilitare loro synapsis3. Lo SC è una struttura tripartita della chiusura lampo-come costituito da due elementi laterali paralleli collegati da proteine regione centrale che tiene gli omologhi insieme durante la riparazione del DNA in corso. Prima sinapsi, precursori degli elementi laterali, chiamati elementi assiali, formano tra la sorella cromatidi. Complesso Sinaptonemale proteine quali SYCP2 e SYCP3 formano elementi assiali che colocalize agli assi sorella-cromatidio coesione durante la profase precoce. Successivamente i servire come siti per la proteina del filamento trasversale, SYCP1, che facilita il montaggio di elemento centrale e sinapsi tra omologhi allineati4di legame. Nei oocytes del mouse, synapsis completa è indicata dalla presenza di 20 completamente sovrapposti tratti SYCP3 e SYCP1, che possono essere visualizzati utilizzando cromatina diffondere preparazioni. Synapsis è completato con l’entrata in sotto il tavolino di pachitene, per cui maturo crossover che sono destinati a chiasmata forma tra omologhi sono decorate con mutL dimeri di omologo (MLH1/3) per promuovere la loro accurata lavorazione5,6 , 7. la manutenzione strutturale dei complessi di cromosomi (SMC), tra cui coesina, condensin e il SMC5/6 complessi, sono importanti per la regolazione della dinamica di cromosoma e struttura durante meiosi8,9, 10,11,12. Collettivamente, questi eventi garantiscono bi-orientamento corretto di cromosomi omologhi a opposte pali dell’alberino dopo smontaggio della SC.

Il ciclo cellulare meiotico è un potente modello per esaminare i ruoli delle varie proteine in manutenzione di genoma a causa dell’induzione programmata e la successiva riparazione di DNA DSBs. Inoltre, la meiosi dei mammiferi sono anche un modello rilevante per lo studio delle modificazioni epigenetiche e imprinting13. Tuttavia, è tecnicamente difficile valutare questi eventi durante la meiosi femminile, che si svolge nelle ovaie fetali e neonatali nei mammiferi (Figura 1). Profase I posso essere divisa in 5 sottostadi: leptonema, zygonema, pachynema, diplonema e dictyate. Qui, descriviamo come isolare e distinguere tra fetale e neonatale ovaie e testicoli (Figura 2). Adattato da metodi precedentemente descritti, questo manoscritto delinea anche un protocollo (fase 1) con video dimostrativo per la preparazione di Profase Meiotica femmina ho cromatina si diffonde14,15,16,17 . Quando accoppiato con immunolabelling, come descritto nei passaggi 6-7, questo protocollo consente analisi microscopica dettagliata della Profase I eventi negli ovociti.

Oogenesi sono soggetta a errori ed eventi malsegregazione cromosoma durante la prima divisione meiotica rappresentano la fonte più comune di malattia genetica nella progenie18,19. In questo manoscritto (punto 2 del protocollo), descriviamo un protocollo in cui gli ovociti maturi in scena GV sono estratti da innescato ovaie di topi femminili adulti. In condizioni favorevoli, ovociti adulti subiscono luteinizing ormone-indipendente ripresa della meiosi seguendo l’isolamento e la coltura20. In seguito ripresa meiotica, ovociti progredire attraverso meiosi I, quindi arrestano in metafase II. Gli ovociti rimangono arrestati in metafase II, a meno che non fertilizzato. Nei passaggi 2-5, ci adattiamo protocolli precedentemente segnalati con video dimostrativo per descrivere come raccogliere, cultura e preparare gli ovociti MI e MII per cromatina diffusa preparazioni21. Questa tecnica di diffusione di cromatina consente immunolabelling chiaro di proteine associate con i cromosomi. Inoltre, questo protocollo può essere utilizzato anche per distinguere tra cromosomi bivalenti e univalent e può ulteriormente risolvere single sorella cromatidi per facilitare la valutazione della ploidia degli ovociti. Pertanto, oltre a rivelare modelli di localizzazione delle proteine meiotiche, questo protocollo può anche servire come uno strumento prezioso per il delucidamento potenziali cause di malsegregazione cromosoma durante MI e MII.

Protocol

Tutti i metodi descritti qui sono stati approvati dal istituzionale Animal Care e uso Committee (IACUC) della Johns Hopkins University. Gli esperimenti sono stati eseguiti su topi C57BL/6J wild-type. 1. raccolta ovaie fetale o neonatale e preparazione della cromatina profase si diffonde Per estrarre gli embrioni a 14,5 – 19,5 giorni coitum dell’alberino (dpc) sacrificare le femmine incinte tramite dislocazione cervicale o CO2 asfissia secondo linee guida IACUC.Nota: …

Representative Results

Abbiamo descritto due tecniche per visualizzare e valutare i cromosomi meiotici negli ovociti. La prima tecnica è adatta per valutare la progressione della profase in ovaie embrionale e neonatale. Profase della cromatina diffusione preparazioni sono incredibilmente utili per la visualizzazione di numerosi processi dinamici durante la meiosi, tra cui cromosoma abbinamento, synapsis e desynapsis, ricombinazione omologa e rimodellamento epigenetico del cromosoma. Qui, abbiamo dimostrato l’u…

Discussion

Cromatina diffusione preparati permettono ai ricercatori di studiare cronologicamente femmina mammiferi meiosi e la localizzazione dinamica delle proteine coinvolte. Gli spread di cromatina embrionale e neonatale consentono analisi di eventi durante la profase meiotica. Metafase I e metafase II cromatina spread può essere utilizzato per distinguere single sorella cromatidi da accoppiato cromosomi omologhi appaiati e sorelle così come valutare ploidia. In confronto, il protocollo descritto qui può essere vantaggioso ri…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato supportato da NIGMS (R01GM11755) a P.W.J e da una borsa di sovvenzione di formazione dal National Cancer Institute (NIH) (CA009110) di G.H. e J.H.

Materials

10X Phosphate buffered saline (PBS) pH 7.4 Quality Biological 119-069-161
60 mm x 15 mm petri dishes Denville T1106
35mm x 12mm petri dishes Denville T1103
Fine forceps VWR 300-050
Micro dissection scissors Ted Pella 1340
Dissecting scissors, sharp tip, 41/2" VWR 82027-578
Watch glass square 1 5/8 Carolina Biological Supply Company 742300 Autoclave before each use
Sucrose Sigma S8501
Trisodium Citrate Dihydrate Sigma S1804
EDTA Sigma E6758
Trizma Base Sigma T1503
1,4-Dithiothreitol (DTT) Sigma 646563 Add to hypotonic buffer immediately before use
50x Protease Inhibitor Roche 11873580001 Add to hypotonic buffer immediately before use
Turberculin syringe with needle (1cc, 27 G x 1/2 in) Becton, Dickinson (BD) 309623
Gold seal ultra frost glass slides (25X75mm, 1mm thick) Thermo 3063-002
Super PAP pen, large (liquid blocker) Electron Microscopy Sciences (EMS) 71310
16% Paraformaldehyde aqueous Electron Microscopy Sciences (EMS) 15710
Triton X-100 Sigma T8787 Detergent in manuscript
Immuno stain moisture chamber Evergreen 240-9020-Z10
Coplin jars Fisher 08-815
Photo-flo 200 Electron Microscopy Sciences (EMS) 74257 Wetting agent in manuscript
Pregnant mare serum gonadotropin (PMSG) Sigma G4877 Store aliquots at -20C
Human chorionic gonadotropin (HCG) Sigma C0434 Store aliquots at -20C
PYREX Spot Plates with nine concave cavities Fisher 13-748B Autoclave before each use
Glass capillary Fisher 22260943 For making oocyte collection needles
Brand Parafilm M Sigma BR701501 For making oocyte collection needles
Latex rubber tubing (3.2 mm inner diameter x 6.4 mm outer diameter) Fisher 14-178-5B For making oocyte collection needles
Latex rubber tubing (6.4 mm inner diameter x 11.1 mm outer diameter) Fisher 14-178-5D For making oocyte collection needles
Flexible silicone rubber nosepiece, hard plastic mouthpiece and 15 inches of latex tubing Sigma A5177-5EA For making oocyte collection needles
Mitutoyo micrometer head Mituoyo 150-208 For making oocyte collection needles
Syringe 5 mL BD Biosciences 309646 For making oocyte collection needles
Syringe filter 0.45 μm filter Corning 431220 For making oocyte collection needles
Glass Pasteur Pipette 5 3/4" Fisher 13-678-6A For making oocyte collection needles
83 x 0.5 mm pipette tip Denville P3080 For making oocyte collection needles
α-MEM Invitrogen 11415049
Waymouth's media Life Technologies 11220035
Fetal bovine serum Fisher A3160602
Bovine serum albumin (BSA) Sigma A3311 For oocyte culture media
500ml filter units 0.22um Denville F5227
Hyaluronidase Sigma H3506
Tyrode’s solution Sigma T1788 Store aliquots at -20C
Horse serum Sigma H-1270 For ADB/wash buffer
Bovine serum albumin (BSA) Sigma A1470 For ADB/wash buffer
VECTASHIELD antifade mounting medium with DAPI Vector Labs H-1200
Microscope cover slides (22mmx60mm) Fisher 12-544-G
Clear nail polish Amazon N/A
Name Company Catalog Number Comments
Microscopes
SteREO Discovery.V8 Zeiss 495015-0001-000
Observer Z1 Zeiss
Name Company Catalog Number Comments
Primary Antibodies
Mouse anti-MLH1 Life Technologies MA5-15431 Dilution factor- 1:100
Rabbit anti-SYCP1 Life Technologies PA1-16763 Dilution factor- 1:1000
Goat anti-SCP3 Santa Cruz sc-20845 Dilution factor- 1:50
Human anti-centromere protein Antibodies Incorporated 15-235 Dilution factor- 1:100
Rabbit anti- TOPOII Abcam ab109524 Dilution factor- 1:100
Mouse anti-Histone H4 (di methyl K20, tri methyl K20) Abcam ab78517 Dilution factor- 1:500
Rabbit anti-Rec8 Courtesy of Dr. Karen Schindler N/A Dilution factor- 1:10,000
Name Company Catalog Number Comments
Secondary Antibodies
Donkey anti-goat IgG (H+L) Alexa Fluor 568 conjugate Thermo-Fisher Scientific A-11057 Dilution factor- 1:500
Donkey anti-mouse IgG (H+L) Alexa Fluor 488 conjugate Thermo-Fisher Scientific A-21202 Dilution factor- 1:500
Donkey anti-rabbit IgG (H+L) Alexa Fluor 647 conjugate Thermo-Fisher Scientific A-31573 Dilution factor- 1:500
Goat anti-mouse IgG (H+L) Alexa Fluor 568 conjugate Thermo-Fisher Scientific A-11004 Dilution factor- 1:500
Goat anti-Human IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 Thermo-Fisher Scientific A-11013 Dilution factor- 1:500
Goat anti-rabbit IgG (H+L) Alexa Fluor 568 conjugate Thermo-Fisher Scientific A-11011 Dilution factor- 1:500

Referências

  1. Morelli, M. A., Cohen, P. E. Not all germ cells are created equal: aspects of sexual dimorphism in mammalian meiosis. Reproduction. 130 (6), 761-781 (2005).
  2. Keeney, S. Spo11 and the Formation of DNA Double-Strand Breaks in Meiosis. Genome Dyn Stab. 2, 81-123 (2008).
  3. Zickler, D., Kleckner, N. Recombination, Pairing, and Synapsis of Homologs during Meiosis. Cold Spring Harb Perspect Biol. 7 (6), (2015).
  4. Vries, F. A., et al. Mouse Sycp1 functions in synaptonemal complex assembly, meiotic recombination, and XY body formation. Genes Dev. 19 (11), 1376-1389 (2005).
  5. Baker, S. M., et al. Involvement of mouse Mlh1 in DNA mismatch repair and meiotic crossing over. Nat Genet. 13 (3), 336-342 (1996).
  6. Lipkin, S. M., et al. Meiotic arrest and aneuploidy in MLH3-deficient mice. Nat Genet. 31 (4), 385-390 (2002).
  7. Kolas, N. K., et al. Localization of MMR proteins on meiotic chromosomes in mice indicates distinct functions during prophase I. J Cell Biol. 171 (3), 447-458 (2005).
  8. Rankin, S. Complex elaboration: making sense of meiotic cohesin dynamics. FEBS Journal. 282 (13), 2426-2443 (2015).
  9. Lee, J. Roles of Cohesin and Condensin in Chromosome Dynamics During Mammalian Meiosis. J. Reprod Dev. 59 (5), 431-436 (2013).
  10. Verver, D. E., Hwang, G. H., Jordan, P. W., Hamer, G. Resolving complex chromosome structures during meiosis: versatile deployment of Smc5/6. Chromosoma. 125 (1), 15-27 (2016).
  11. Hopkins, J., et al. Meiosis-specific cohesin component, Stag3 is essential for maintaining centromere chromatid cohesion, and required for DNA repair and synapsis between homologous chromosomes. PLoS Genet. 10 (7), e1004413 (2014).
  12. Hwang, G., et al. SMC5/6 is required for the formation of segregation-competent bivalent chromosomes during meiosis I in mouse oocytes. Development. 144 (9), 1648-1660 (2017).
  13. Kota, S. K., Feil, R. Epigenetic transitions in germ cell development and meiosis. Dev Cell. 19 (5), 675-686 (2010).
  14. Taketo, T. Microspread ovarian cell preparations for the analysis of meiotic prophase progression in oocytes with improved recovery by cytospin centrifugation. Methods Mol Biol. 825 (1), 173-181 (2012).
  15. Sun, X., Cohen, P. E. Studying recombination in mouse oocytes. Methods Mol Biol. 957 (1), 1-18 (2013).
  16. Kim, J. H., Ishiguro, K., Kudo, N., Watanabe, Y. Studying meiosis-specific cohesins in mouse embryonic oocytes. Methods Mol Biol. 957 (1), 47-57 (2013).
  17. Susiarjo, M., Rubio, C., Hunt, P. Analyzing mammalian female meiosis. Methods Mol Biol. 558, 339-354 (2009).
  18. Hassold, T., Hunt, P. To err (meiotically) is human: the genesis of human aneuploidy. Nat Rev Genet. 2 (4), 280-291 (2001).
  19. Hassold, T., Hall, H., Hunt, P. The origin of human aneuploidy: where we have been, where we are going. Hum Mol Genet. 16, R203-R208 (2007).
  20. Pincus, G., Enzmann, E. V. The Comparative Behavior of Mammalian Eggs In vivo and In vitro: I. The Activation of Ovarian Eggs. J Exp Med. 62 (5), 665-675 (1935).
  21. Chambon, J. P., Hached, K., Wassmann, K. Chromosome spreads with centromere staining in mouse oocytes. Methods Mol Biol. 957 (1), 203-212 (2013).
  22. Stein, P., Schindler, K. Mouse oocyte microinjection, maturation and ploidy assessment. J Vis Exp. (53), (2011).
check_url/pt/56736?article_type=t

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Citar este artigo
Hwang, G. H., Hopkins, J. L., Jordan, P. W. Chromatin Spread Preparations for the Analysis of Mouse Oocyte Progression from Prophase to Metaphase II. J. Vis. Exp. (132), e56736, doi:10.3791/56736 (2018).

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