Summary

생체 외에서 기능 Cardiomyocyte-같은 세포로 인간 중간 엽 줄기 세포의 분화

Published: August 09, 2017
doi:

Summary

여기, 우리는 기능, 계약, cardiomyocyte 같은 세포를 생성 하기 위해서는 인간 중간 엽 줄기 세포의 젊은 소스의 심장 감 별 법 잠재력을 효율적으로 활용 하는 방법을 제시 생체 외에서.

Abstract

심근 경색과 이후 허 혈 성 캐스케이드 congestive 심장 마비, 전세계 사망률의 주요 원인으로 이어지는 cardiomyocytes의 광범위 한 손실 될. 중간 엽 줄기 세포 (MSCs)는 현재, 침략 적 기술을 대체 하 세포 기반 치료를 위한 유망한 옵션입니다. MSCs 엽 계보, 심장 세포 유형, 등으로 분화 할 수 있다 하지만 기능 세포로 완전 한 차별화가 아직 달성 하지. 차별화의 이전 방법 약리학 대리인 또는 성장 요인에 근거 했다. 그러나, 더 순수 관련 전략 cardiomyogenic 변환을 MSCs를 사용할 수도 있습니다. 여기, 우리가 cardiomyocyte 같은 계약 셀 생산 cardiomyocyte 급지대 레이어에 MSC 집계를 사용 하 여 차별화 방법 제시.

인간 탯 줄 혈관 주위 세포 (HUCPVCs) 보다 잠재적인 큰 차별화를가지고 표시 되었습니다 일반적으로 MSC 종류, 골 MSCs (BMSCs) 등을 조사. Ontogenetically 젊은 소스로 서, 우리는 이전 소스에 비해 첫 삼분기 (FTM) HUCPVCs의 cardiomyogenic 잠재력 조사. FTM HUCPVCs는 그들의 utero immunoprivileged 속성 경작 하는 때 유지 하는 MSCs의 소설, 풍부한 소스 생체 외에서. 이 분화 프로토콜, FTM 및 용어를 사용 하 여 (즉, myocyte 증강 2 C, 심장 분 T, 무거운 체인 심장 myosin, 신호 규제 단백질 α, 비율과 connexin 43) cardiomyocyte 마커의 증가 식에 표시 된 대로 HUCPVCs BMSCs에 비해 크게 증가 cardiomyogenic 차별화를 달성. 그들은 또한 그들의 더 낮은 HLA A 식 및 높은 HLA-G 식 시연으로 상당히 낮은 immunogenicity를 유지. 잠재력과 셀 클러스터 심장 급지대 레이어에 공동 문화의 1 주 안에 계약, 그렇게 할 첫 번째 MSC 종류 되 고 생성 된 집계 기반 차별화 적용, FTM HUCPVCs 증가 집계 형성을 보였다.

우리의 결과이 차별화 전략 효과적으로 FTM HUCPVCs 같은 젊은 MSCs의 cardiomyogenic 잠재력을 활용 하는 체 외에서 사전 차별화 그들의 재생 효능 비보를 증가 하는 잠재적인 전략 될 수 보여줍니다.

Introduction

심부 전 (CHF) 병 적 상태와 사망률 전세계의 주요 원인으로 지속합니다. CHF는 종종 cardiomyocytes의 대규모 손실과 심근 경색 (MI)1의 병 적인 결과로 흉터 조직 세포 무료의 개발에 따라 발생 합니다. 마음은 부분적으로 자체 갱신 기관, 풍요로 움과 노인된 환자에서 종종 손상 후 복구에 대 한 부족 한 되는 기능에 거주 줄기와 조상 세포 수영장 크게 조직 재생을 실행에 대 한 책임 감소 한다. 따라서, 손상 된 심근으로 건강 한 기증자 세포의 이식 관련 된 실험적 치료 개발에 큰 관심이입니다. 그것은 기증자 세포 조직, 구조를 복원 뿐만 아니라 또한 영향을 받는 심근의 기능 회복을 달성.

기본 심장 심장 조직-거주자를 고용 하 고 생 골 수 유래 줄기 세포 후 부상에 대 한 복구2,,34. 재생 세포 호스트 및 기증자 파생 모두 해야 합니다 적절 한 표현 형 및 효율적이 고 안전 하 게 손실 된 세포를 대체 하는 능력과 함께 개장 심근의 microenvironment에서 기능 능력을가지고. 차별화 방법 체 외에서 높은 효율, 줄기 세포 기반 cardiomyocyte 생산5,6을 달성 하기 위해 광범위 하 게 사용 되었습니다. 심장 혈통 마커의 식 프로필 심장 계보7으로 줄기 세포 분화 과정을 정의 하는 데 사용 됩니다. 초기 분화 마커, NKX2.5, myocyte 증강 인자 2 C 등 (Mef2c), 및 GATA48,9, cardiomyogenic 프로세스의 개시의 표시 될 수 있습니다. 성숙한 cardiomyocyte 마커 차별화 효능을 평가 하기 위해 일반적으로 사용 되 있으며 신호 규제 단백질 α (SIRPA)10, 심장 분 T (cTnT)11, 무거운 체인 심장 myosin (MYH6)8,,1213, connexin 43 (Cx43)14,,1516. 배아 줄기 세포 (ESCs)와 만능 줄기 세포 (Psc)를 사용 하 여 방법 철저 하 게 최적화 하 고 되었습니다 유도 요인, 산소 및 영양소 그라디언트, 세부 사항 및 작업5,6,7,,1718의 정확한 타이밍에 관한 논의. 그럼에도 불구 하 고, esc 키 및 PSC 기반 기술을 여전히 여러 윤리 및 안전 우려, 차선 electrophysiological 및 면역 기능19,20함께 제시. 종종 이러한 세포와 함께 이식 하는 호스트 immunorejection 경험과 영구 면역 억제 필요. 이것은 주로 중요 한 조직 적합성 복잡 한 (MHC) 분자 호스트에 기증자 및 결과 T 세포 응답21일치. 동안 개별 MHC 종류 I 정합은 가능한 해결책, 더 접근 가능한 임상 연습 immunoprivileged 거절의 우려를 극복 하기 위해 보편적으로 셀 소스를 요구할 것입니다.

특히, BMSCs, 임상 응용, MSCs에서에서 사용에 대 한 대체 셀 소스로 199522에 그들의 초기 설명 이후 조직 재생에 사용 하기 위해 조사 했습니다. MSCs 거주 재생 세포 거의 모든 vascularized 조직23에서 찾을 수 있는 것으로 추정 된다. 원하는 소스에서 격리, 따라 MSCs 문화에 쉽게 확장 될 수 있다, 광범위 한 paracrine 용량 있고 종종 소유 immunoprivileged 또는 immunomodulatory 속성24,25. 그들의 안전과 효능 이미 표시 되었습니다 여러 전 임상 연구에서 특히 심장 재생3,26.

많은 MSC 차별화 전략 변수 효율 5 azacytidine22 와 DMSO27그리고 성장 또는 Bmp5,7,,2829 또는 angiotensin II30, 같은 morphogenic 요인 등의 약리 에이전트를 사용합니다. 그러나 이러한 전략, 기반 하지 순진한 재생 셀은 유도 또는 상해의 위치에 배달 되 고 후 발생할 가능성이 장애물 vivo에서. 더 순수 관련 전략, 더 어려운 동안 정의 및 조작, MSC 차별화 자체 조직 microenvironment에서 신호를 통해 유도 될 수 있다 전제에 기반. 이전 연구 보여주었다 심장 세포 lysates31 또는 심 실 myocardium32,33에 노출 또는 기본 cardiomyocytes 체 외 에서15,34, 접촉 MSCs에서 심장 감 적의 식을 높일 수 있습니다 직접. Cardiomyocytes39,40 BMSCs 융합 초기 심근을 생성 하는 경우, 비록 다른 MSCs35,36,,3738와 심장 부상 치료 후 자연 스러운 cardiomyogenesis를 증명 하고있다. 우리의 지식, 기능, 자발적 계약 cardiomyocytes 조직 소스 (hMSCs) 인간의 MSCs에서 하지 아직 보고 되었습니다.

현재 일치는 모든 MSCs 혈관 주위 세포23에서 발생 하는 것 이다. 영 MSCs pericyte 속성 인간 탯 조직41,,4243의 혈관 주위 지역에서 격리 될 수 있습니다. BMSCs에 비해 HUCPVCs 소유 증가 감 별 법 잠재력 및 다른 여러 재생 장점, 두 생체 외에서41,44 그리고 vivo에서45,46,47. 특히, 산 모-신생아 인터페이스 되는 소스 HUCPVCs는 MSCs의 성인 소스에 비해 상당히 낮은 immunogenicity. 우리의 연구에 초점을 맞추고 특성화 및 FTM HUCPVCs, 조사, MSCs의 막내 소스의 전 임상 응용 프로그램 우리 이전 증식 및 높은 multilineage 증가 표시는 차별화 능력, cardiomyogenic 계보41에 포함 한.

여기, 선물이 MSCs 집계의 완전 한 cardiomyogenic 차별화를 달성 하기 위해 유도 세력 제공 조건에 vivo에서 2D 부착 문화에 비해 더 나은 모델 3D 환경으로 집계 형성과 기본 심장 셀 피더 레이어를 결합 하는 프로토콜. 심장 급지대 레이어를 활용 하 여 MSCs에 대 한 궁극적인 이식 사이트의 대표 하는 환경을 제공 합니다. 사전 또는 출생 탯에서 격리 하는 MSCs의 젊은 소스 형태로 집계를 유지 하면서도 그들의 면역 권한 성인 BMSCs에 비해 심장 형에 도달 하는 높은 능력을가지고 설명 합니다. 심장 혈통 마커 유전자와 세포의 유도 식의 가파른 상승 외 (즉, cTnT와 MYH6) 및 세포 표면 단백질 (즉, SIRPA 및 Cx43) cardiomyocytes에 대 한 특정, 우리 보여 FTM HUCPVCs의 감 별 법 잠재력이이 방법으로 무력화 될 수 있습니다 그리고 그들은 저절로 cardiomyocyte 같은 셀 계약에 상승을 줄 수 있습니다.

Protocol

All studies involving animals were conducted and reported according to ARRIVE guidelines48. All studies were performed with institutional research ethics board approval (REB number 454-2011, Sunnybrook Research Institute; REB 29889, University of Toronto, Toronto, Canada). All animal procedures were approved by the Animal Care Committee of the University Health Network (Toronto, Canada), and all animals received humane care in compliance with the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, 8…

Representative Results

HUCPVCs Display Higher Aggregate-formation Potential and CD49f Expression Levels Compared to BMSCs: To induce the differentiation of hMSCs (i.e., FTM HUCPVCs, term HUCPVCs, and BMSCs), single-cell suspensions of undifferentiated MSCs or MSC-containing hanging drops (Table 1) were transferred onto rat primary cardiomyocyte monolayers to establish direct co-cultures or aggregate co-cultur…

Discussion

줄기 세포의 심근 분화 MSC 소스에서 cardiomyocyte 같은 세포를 생성 하는 데 사용 되 고 여러 가지 다른 전략으로 2 년간 개발 되었습니다. 그러나 이러한 전략은,, 많은, 고 사용 조건이 자주 하지는 환경 이식 세포 발생에서 vivo에서의 대표.

기존의 방법 달리 여기에 제시 된 프로토콜 기본 심장 급지대 레이어 및 MSC 집계 형성의 조합을 사용 합니다. 기본 심장 급지대 레이?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

저자는 다음 직원을 감사 하 고 그들의 공헌에 대 한 인사를 연구: 매튜 Librach, 라일라 Maghen, 타 냐 A. Baretto, Shlomit Kenigsberg, 그리고 앙드레 Gauthier 피셔. 이 작품은 온타리오 연구 기금-연구 우수성 (ORF-다시, 라운드 #7)과 만드는 프로그램 i n c.에 의해 지원 되었다

Materials

0.25% Trypsin/EDTA Gibco 25200056 For cell dissociation
Alpha-MEM Gibco 12571071 For HUCPVC and BMSC culture media.
PE-conjugated anti-human/mouse CD49f antibody Biolegend 313612 Integrin marker for FC
APC-conjugated human Cx43/GJA1 antibody R&D Systems FAB7737A Connexin 43 marker for FC
FITC-conjugated HLA-A2 antibody Genway Biotech Inc. GWB-66FBD2 Immunogenicity marker for FC
FITC-conjugated anti-HLA-G [MEM-G/9] antibody Abcam ab7904 Immunogenicity marker for FC
FITC-conjugated mouse anti-human SIRPA/CD172a antibody AbD Serotec/Bio-Rad MCA2518F Cardiac marker for FC
APC-conjugated human TRA-1-85/CD147 antibody R&D Systems FAB3195A Human cell marker for FC and FACS
FITC-conjugated human TRA-1-85/CD147 antibody R&D Systems FAB3195F Human cell marker for FC and FACS
Anti-connexin 43/GJA1 antibody Abcam ab11370 Cx43. For ICC
Goat anti-rabbit IgG (H+L) cross-absorbed secondary antibody, Alexa Fluor 555 Life Technologies A-21428 For ICC
Anti-sarcomeric alpha actinin [EA-53] antibody Abcam ab9465 aSARC. For ICC
Goat anti-mouse IgM heavy chain cross-absorbed secondary antibody, Alexa Fluor 555 Life Technologies A-21426 For ICC
Mef2C (D80C1) XP rabbit antibody New England BioLabs Ltd. 5030S For ICC
Donkey anti-rabbit IgG (H+L) secondary antibody, Alexa Fluor 488 Life Technologies A-21206 For ICC
Anti-nuclei (HuNu) (clone 235-1) antibody EMD Millipore MAB1281 For ICC
MZ9.5 Stereomicroscope Leica For imaging aggregates.
1.5 ml centrifuge microtubes Axygen MCT-150-C For staining MSCs with fluorescent dye.
ImageJ Open source image processing software.
Aria II  BD UHN SickKids FC Facility. For cell sorting.
Bone marrow mesechymal stromal cells Lonza PT-2501 BMSCs
Bovine serum albumin Sigma-Aldrich A7030-100G BSA. To prepare solutions for ICC
BrdU EMD Millipore MAB3424 Caution: BrdU is a strong teratogen and suspected mutagen. Please ensure proper training and refer to the SDS before use.
Canto II BD UHN SickKids FC Facility. For flow cytometry.
cDNA EcoDry Premix Clontech/Takara 639570 For preparation of cDNA for qPCR
CellTracker Green CMFDA Dye Life Technologies C7025 Fluorescent imaging of cell cytoplasm
Countess automated cell counter Invitrogen Inc. C10227 For cell counting
DMEM-F12 Sigma-Aldrich D6421 For rat primary cardiomyocyte culture medium.
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline Gibco 10010023 D-PBS, without Ca2+, Mg2+
EVOS Life Technologies In-house fluorescent microscope
FACSCalibur BD In-house. For flow cytometry.
Fetal bovine serum (Hyclone) GE Healthcare SH3039603 FBS. Component of cell culture medium.
IDT Prime Time qPCR probes Integrated Data Technologies FAM fluorophore http://www.idtdna.com/pages/products/gene-expression/primetime-qpcr-assays-and-primers
Lab Vision PermaFluor Aqueous Mounting Medium ThermoScientific TA-030-FM For storage of cells to undergo ICC
LSR II  BD UHN SickKids FC Facility. For flow cytometry.
MoFlo Astrios Beckman Coulter UHN SickKids FC Facility. For cell sorting.
Normal goat serum Cell Signaling Technology 5425S NGS. Used in blocking solution for ICC
Nunc Lab-Tek II Chamber Coverglass, 8-wells Thermo Scientific Nunc 155409 To prepare samples for ICC
OmniPur Triton X-100 Surfactant EMD Millipore 9410-OP As a component of permeabilizing solution when preparing cells for ICC
Paraformaldehyde, 16% Solution, EM Grade Electron Microscopy Sciences 15710 For fixing cells for ICC.
Penicillin/streptomycin Gibco 15140122 Component of cell culture medium.
Primers Sigma Custom Standard DNA Oligos, Desalted, 0.2 μmol CTnT_F: GGC AGC GGA AGA GGA TGC TGA A; CTnT_R: GAG GCA CCA AGT TGG GCA TGA ACG A; MYH6 F: GCA AAG TAC TGG ATG ACA CGC T; MYH6 R: GTC ATT GCT GAA ACC GAG AAT G
Quorum Spinning Disk Confocal Zeiss SickKids Imaging Facility
ReproCardio hiPS cell derived cardiomyocytes ReproCell RCD001N Positive control for qPCR
RNeasy mini kit Qiagen 74106 To isolate RNA for qPCR
Rotor-Gene SYBR Green PCR Kit Qiagen 204074 For qPCR with master mix
RPMI 1640 Gibco A1049101 For MSC, monocyte coculture medium.
TaqMan qPCR primer assays Thermo Fisher Scientific 4444556 For qPCR
Trypan Blue Life Technologies T10282 Staining of cells for viability and counting
Trypsin Gibco 272500108 For cell dissociation
Volocity Perkin-Elmer Volocity 6.3 Imaging software
0.2 μm pore filter Thermo Fisher Scientific 566-0020 For sterilizing tissue culture media
HERAcell 150i CO2 Incubator Thermo Fisher Scientific 51026410 For incubating cells
Dulbecco's phosphate buffered saline Sigma-Aldrich D8537 PBS. 1X, Without calcium chloride and magnesium chloride
Forceps Almedic 7727-A10-704 For handing rat heart. Can use any similar forceps.
Scissors Fine Science Tools 14059-11 For mincing rat heart. Curved scissors recommended.
50 mL tube BD Falcon 352070 For collection during cardiomyocyte collection and general tissue culture procedures
15 mL tube BD Falcon 352096 For general tissue culture procedures
6-well plates Thermo Scientific Nunc CA73520-906 For tissue culture
10 cm tissue culture dishes Corning 25382-428 For aggregate formation
Axiovert 40C Microscope Zeiss For bright-field imaging through out tissue culture and the rest of the protocol
70 μm cell strainer Fisherbrand 22363548 To ensure a single cell suspension before flow cytometry or sorting
Triton X-100 EMD Millipore 9410-1L Used in permeabilization solution for ICC
Hoechst 33342 Thermo Fisher Scientific H1399 Stain used during visualization of Cx43 localization

Referências

  1. Badano, L. P., et al. Prevalence, clinical characteristics, quality of life, and prognosis of patients with congestive heart failure and isolated left ventricular diastolic dysfunction. J Am Soc Echocardiogr. 17 (3), 253-261 (2004).
  2. Leri, A., Kajstura, J., Anversa, P. Cardiac stem cells and mechanisms of myocardial regeneration. Physiol Rev. 85 (4), 1373-1416 (2005).
  3. Orlic, D., et al. Mobilized bone marrow cells repair the infarcted heart, improving function and survival. Proc Natl Acad Sci U S A. 98 (18), 10344-10349 (2001).
  4. Schuster, M. D., et al. Myocardial neovascularization by bone marrow angioblasts results in cardiomyocyte regeneration. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (2), 525-532 (2004).
  5. Zandstra, P. W., et al. Scalable production of embryonic stem cell-derived cardiomyocytes. Tissue Eng. 9 (4), 767-778 (2003).
  6. Boheler, K. R., et al. Differentiation of pluripotent embryonic stem cells into cardiomyocytes. Circ Res. 91 (3), 189-201 (2002).
  7. Kattman, S. J., et al. Stage-specific optimization of activin/nodal and BMP signaling promotes cardiac differentiation of mouse and human pluripotent stem cell lines. Cell Stem Cell. 8 (2), 228-240 (2011).
  8. Dixon, J. E., Dick, E., Rajamohan, D., Shakesheff, K. M., Denning, C. Directed differentiation of human embryonic stem cells to interrogate the cardiac gene regulatory network. Mol Ther. 19 (9), 1695-1703 (2011).
  9. Stennard, F. A., et al. Cardiac T-box factor Tbx20 directly interacts with Nkx2-5, GATA4, and GATA5 in regulation of gene expression in the developing heart. Dev Biol. 262 (2), 206-224 (2003).
  10. Dubois, N. C., et al. SIRPA is a specific cell-surface marker for isolating cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells. Nat Biotechnol. 29 (11), 1011-1018 (2011).
  11. Panteghini, M. Present issues in the determination of troponins and other markers of cardiac damage. Clin Biochem. 33 (3), 161-166 (2000).
  12. Burridge, P. W., et al. Improved human embryonic stem cell embryoid body homogeneity and cardiomyocyte differentiation from a novel V-96 plate aggregation system highlights interline variability. Stem Cells. 25 (4), 929-938 (2007).
  13. Ovchinnikov, D. A., et al. Isolation of contractile cardiomyocytes from human pluripotent stem-cell-derived cardiomyogenic cultures using a human NCX1-EGFP reporter. Stem Cells Dev. 24 (1), 11-20 (2015).
  14. Moscoso, I., et al. Differentiation “in vitro” of primary and immortalized porcine mesenchymal stem cells into cardiomyocytes for cell transplantation. Transplant Proc. 37 (1), 481-482 (2005).
  15. Ramkisoensing, A. A., et al. Gap junctional coupling with cardiomyocytes is necessary but not sufficient for cardiomyogenic differentiation of cocultured human mesenchymal stem cells. Stem Cells. 30 (6), 1236-1245 (2012).
  16. van Kempen, M., et al. Expression of the electrophysiological system during murine embryonic stem cell cardiac differentiation. Cell Physiol Biochem. 13 (5), 263-270 (2003).
  17. Mummery, C. L., et al. Differentiation of human embryonic stem cells and induced pluripotent stem cells to cardiomyocytes: a methods overview. Circ Res. 111 (3), 344-358 (2012).
  18. Puceat, M. Protocols for cardiac differentiation of embryonic stem cells. Methods. 45 (2), 168-171 (2008).
  19. Naito, H., et al. Optimizing engineered heart tissue for therapeutic applications as surrogate heart muscle. Circulation. 114, 72-78 (2006).
  20. Zimmermann, W. H., et al. Heart muscle engineering: an update on cardiac muscle replacement therapy. Cardiovasc Res. 71 (3), 419-429 (2006).
  21. Hulot, J. S., et al. Considerations for pre-clinical models and clinical trials of pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Stem Cell Res Ther. 5 (1), 1 (2014).
  22. Wakitani, S., Saito, T., Caplan, A. I. Myogenic cells derived from rat bone marrow mesenchymal stem cells exposed to 5-azacytidine. Muscle Nerve. 18 (12), 1417-1426 (1995).
  23. Caplan, A. I. Adult Mesenchymal Stem Cells: When, Where, and How. Stem Cells Int. 2015, 628767 (2015).
  24. Burchfield, J. S., Dimmeler, S. Role of paracrine factors in stem and progenitor cell mediated cardiac repair and tissue fibrosis. Fibrogenesis Tissue Repair. 1 (1), 4 (2008).
  25. Hsiao, S. T., et al. Comparative analysis of paracrine factor expression in human adult mesenchymal stem cells derived from bone marrow, adipose, and dermal tissue. Stem Cells Dev. 21 (12), 2189-2203 (2012).
  26. Tomita, S., et al. Autologous transplantation of bone marrow cells improves damaged heart function. Circulation. 100, 247-256 (1999).
  27. Skerjanc, I. S. Cardiac and skeletal muscle development in P19 embryonal carcinoma cells. Trends Cardiovasc Med. 9 (5), 139-143 (1999).
  28. Hou, J., et al. Combination of BMP-2 and 5-AZA is advantageous in rat bone marrow-derived mesenchymal stem cells differentiation into cardiomyocytes. Cell Biol Int. 37 (12), 1291-1299 (2013).
  29. Yoon, J., et al. Differentiation, engraftment and functional effects of pre-treated mesenchymal stem cells in a rat myocardial infarct model. Acta Cardiol. 60 (3), 277-284 (2005).
  30. Xing, Y., Lv, A., Wang, L., Yan, X. The combination of angiotensin II and 5-azacytidine promotes cardiomyocyte differentiation of rat bone marrow mesenchymal stem cells. Mol Cell Biochem. 360 (1-2), 279-287 (2012).
  31. Yuan, Y., et al. Differentiation of mesenchymal stem cells into cardio myogenic cells under the induction of myocardial cell lysate. Zhonghua Xin Xue Guan Bing Za Zhi. 33 (2), 170-173 (2005).
  32. Toma, C., Pittenger, M. F., Cahill, K. S., Byrne, B. J., Kessler, P. D. Human mesenchymal stem cells differentiate to a cardiomyocyte phenotype in the adult murine heart. Circulation. 105 (1), 93-98 (2002).
  33. Yannarelli, G., et al. Donor mesenchymal stromal cells (MSCs) undergo variable cardiac reprogramming in vivo and predominantly co-express cardiac and stromal determinants after experimental acute myocardial infarction. Stem Cell Rev. 10 (2), 304-315 (2014).
  34. Rangappa, S., Entwistle, J. W., Wechsler, A. S., Kresh, J. Y. Cardiomyocyte-mediated contact programs human mesenchymal stem cells to express cardiogenic phenotype. J Thorac Cardiovasc Surg. 126 (1), 124-132 (2003).
  35. Bakogiannis, C., et al. Circulating endothelial progenitor cells as biomarkers for prediction of cardiovascular outcomes. Curr Med Chem. 19 (16), 2597-2604 (2012).
  36. Deb, A., et al. Bone marrow-derived cardiomyocytes are present in adult human heart: A study of gender-mismatched bone marrow transplantation patients. Circulation. 107 (9), 1247-1249 (2003).
  37. Laflamme, M. A., Myerson, D., Saffitz, J. E., Murry, C. E. Evidence for cardiomyocyte repopulation by extracardiac progenitors in transplanted human hearts. Circ Res. 90 (6), 634-640 (2002).
  38. Quaini, F., et al. Chimerism of the transplanted heart. N Engl J Med. 346 (1), 5-15 (2002).
  39. Alvarez-Dolado, M., et al. Fusion of bone-marrow-derived cells with Purkinje neurons, cardiomyocytes and hepatocytes. Nature. 425 (6961), 968-973 (2003).
  40. Nygren, J. M., et al. Bone marrow-derived hematopoietic cells generate cardiomyocytes at a low frequency through cell fusion, but not transdifferentiation. Nat Med. 10 (5), 494-501 (2004).
  41. Hong, S. H., et al. Ontogeny of human umbilical cord perivascular cells: molecular and fate potential changes during gestation. Stem Cells Dev. 22 (17), 2425-2439 (2013).
  42. Sarugaser, R., Ennis, J., Stanford, W. L., Davies, J. E. Isolation, propagation, and characterization of human umbilical cord perivascular cells (HUCPVCs). Methods Mol Biol. 482, 269-279 (2009).
  43. Sarugaser, R., Lickorish, D., Baksh, D., Hosseini, M. M., Davies, J. E. Human umbilical cord perivascular (HUCPV) cells: a source of mesenchymal progenitors. Stem Cells. 23 (2), 220-229 (2005).
  44. Kadivar, M., et al. In vitro cardiomyogenic potential of human umbilical vein-derived mesenchymal stem cells. Biochem Biophys Res Commun. 340 (2), 639-647 (2006).
  45. Baksh, D., Yao, R., Tuan, R. S. Comparison of proliferative and multilineage differentiation potential of human mesenchymal stem cells derived from umbilical cord and bone marrow. Stem Cells. 25 (6), 1384-1392 (2007).
  46. Wu, K. H., et al. Cardiac potential of stem cells from whole human umbilical cord tissue. J Cell Biochem. 107 (5), 926-932 (2009).
  47. Yannarelli, G., et al. Human umbilical cord perivascular cells exhibit enhanced cardiomyocyte reprogramming and cardiac function after experimental acute myocardial infarction. Cell Transplant. 22 (9), 1651-1666 (2013).
  48. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 94-99 (2010).
  49. Yu, K. R., et al. CD49f enhances multipotency and maintains stemness through the direct regulation of OCT4 and SOX2. Stem Cells. 30 (5), 876-887 (2012).
  50. Lee, R. H., et al. The CD34-like protein PODXL and alpha6-integrin (CD49f) identify early progenitor MSCs with increased clonogenicity and migration to infarcted heart in mice. Blood. 113 (4), 816-826 (2009).
  51. Szaraz, P., et al. In Vitro Differentiation of First Trimester Human Umbilical Cord Perivascular Cells into Contracting Cardiomyocyte-Like Cells. Stem Cells Int. 2016, 7513252 (2016).
  52. Bauwens, C., Yin, T., Dang, S., Peerani, R., Zandstra, P. W. Development of a perfusion fed bioreactor for embryonic stem cell-derived cardiomyocyte generation: oxygen-mediated enhancement of cardiomyocyte output. Biotechnol Bioeng. 90 (4), 452-461 (2005).
  53. Jing, D., Parikh, A., Tzanakakis, E. S. Cardiac cell generation from encapsulated embryonic stem cells in static and scalable culture systems. Cell Transplant. 19 (11), 1397-1412 (2010).
  54. Hare, J. M., et al. Comparison of allogeneic vs autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells delivered by transendocardial injection in patients with ischemic cardiomyopathy: the POSEIDON randomized trial. JAMA. 308 (22), 2369-2379 (2012).
  55. Huang, X. P., et al. Differentiation of allogeneic mesenchymal stem cells induces immunogenicity and limits their long-term benefits for myocardial repair. Circulation. 122 (23), 2419-2429 (2010).
  56. Hare, J. M., et al. A randomized, double-blind, placebo-controlled, dose-escalation study of intravenous adult human mesenchymal stem cells (prochymal) after acute myocardial infarction. J Am Coll Cardiol. 54 (24), 2277-2286 (2009).

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Szaraz, P., Gratch, Y. S., Iqbal, F., Librach, C. L. In Vitro Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells into Functional Cardiomyocyte-like Cells. J. Vis. Exp. (126), e55757, doi:10.3791/55757 (2017).

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