Les parasites du paludisme causent des centaines de millions d’infections à paludisme chez l’homme dans le monde, avec plus de 600 000 décès chaque année¹. Les infections humaines sont causées par cinq espèces de parasites du paludisme, à savoir P. falciparum, P. vivax, P. ovale, P. malariae, et P. knowlesi. La plupart des décès cliniques du paludisme sont causés par P. falciparum en Afrique subsaharienne¹. Une autre espèce humaine de parasite du paludisme qui provoque de nombreuses morbidités dans le monde en dehors de l’Afrique subsaharienne est P. vivax². Les trois autres espèces sont toutes plus limitées géographiquement et causent des infections bénignes de paludisme, à l’exception du P. knowlesimortel³. L’indisponibilité de modèles d’infections in vivo non humains pertinents et pratiques a toujours été et constitue toujours un obstacle au développement de vaccins antipaludiques et de médicaments. Le ciblage antérieur des médicaments antipaludiques et les études métaboliques se sont largement appuyés sur des modèles de paludisme aviaire comme P. gallinaceum et P. lophurae, infectant les poulets et les canards, respectivement⁴. Par la suite, les espèces de paludisme de rongeur ont été graduellement introduites dans divers vaccins et études de ciblage de drogue comme modèles in vivo. Au fil des ans, les preuves de similitudes entre les interactions biologie et interaction hôte-parasite des stades du cycle de vie des modèles de paludisme des rongeurs avec les espèces humaines de paludisme se sont accumulées.

En particulier, les modèles de paludisme des rongeurs étaient extrêmement importants pour explorer et caractériser la biologie des stades de moustique et de pré-érythrocytique⁵. Cependant, il existe quatre espèces de rongeurs (P. berghei, P. yoelii, P. chabaudi, et P. vinckei) qui ont des caractéristiques biologiques différentes, dont les plus notables sont dans les stades sanguins⁶. Les espèces de rongeurs sont différentes dans la synchronicité des stades sanguins, où les stades sanguins des souches de P. chabaudi et de P. vinckei sont pour la plupart synchrones, tandis que les stades sanguins de P. berghei et de P. yoelii ne sont pas^{6 , 7}. Une autre différence notable est l’autodébisation des stades sanguins qui se produit dans certaines souches (par exemple, P. yoelii 17X-NL, P. berghei NK65, et P. vinckei lentum), tandis que l’infection sanguine d’autres les souches de la même espèce pourraient être mortelles si elles n’étaient pas traitées(P. yoelii 17X-L, P. berghei ANKA et P. chabaudi AS). De plus, la souche P. yoelii 17X-NL et la souche P. berghei ANKA envahissent de préférence les réticulocytes^8,9,10,11, bien que ces caractéristiques de P. les souches yoelii et P. berghei ne sont pas une exigence de croissance stricte^12,13,14. Par conséquent, les souris sont traitées avec de la phénylhydrazine avant une infection par les stades sanguins de ces parasites pour augmenter la parasitemia et le gamocytemia nécessaires pour une infection par les moustiques pour la souche P. berghei ANKA et pour P. yoelii 17X-NL^{15,16,17,18,19}.

Des différences dans le développement des stades des moustiques existent également entre les différentes espèces de paludisme des rongeurs, les plus notables étant la température et le temps requis pour le développement optimal des stades des moustiques et la longueur de la sporozoite^{5,6, 20}. Dans les stades pré-érythrocytiques des espèces de paludisme de rongeur, les différences incluent les espèces de rongeurs et la souche qui sont les plus sensibles à l’inoculation infectieuse de sporozoite, le nombre de sporozoites nécessaires pour l’inoculation dans une souche sensible de rongeur, le types de cellules de mammifères nécessaires pour les essais in vitro de développement de stade de foie, et le temps de terminer le développement de stade de foie^{5,21,22,23,24,25 ,26,27,28,29,30}.

Malgré ces variations, les parasites du paludisme des rongeurs étaient les modèles favorables dès le début pour l’application d’approches génétiques inversées, parce qu’ils consommaient moins de temps et de ressources avec une forte probabilité de succès³¹. En fait, les modèles de paludisme des rongeurs étaient les meilleurs modèles, et dans de nombreux cas les seuls modèles, disponibles pendant de nombreuses années pour caractériser fonctionnellement les gènes exprimés dans les stades des moustiques et du foie.

À la lumière de la popularité et de l’agréabilité des approches génétiques inversées dans les modèles de paludisme des rongeurs, un certain nombre de méthodologies différentes ont été utilisées pour analyser les phénotypes des stades transgéniques du cycle de vie des parasites, en particulier les stades sanguins. Cependant, certaines de ces méthodes sont incohérentes; par exemple, comparer les infections de parasites au stade sanguin à la suite d’une injection ip (qui sont peut-être drainées aux ganglions lymphatiques péritonéaux et, à partir de là, peuvent entrer dans la circulation sanguine; par conséquent, les parasites injectés ne finissent pas également dans la circulation sanguine) , en comparant la transmission de moustiques de clones avec un nombre différent de transferts en série de stade sanguin ou de nombre G (qui pourrait affecter la gamcytogenèse^32,33), ou en comparant les parasites transgéniques directement à la naïve de type sauvage (WT) parasites qui n’ont jamais été soumis à l’électroporation et à la sélection positive de drogue et aux diverses évaluations non normalisées de l’exflagellation masculine de gamète. Par conséquent, il est crucial de normaliser les protocoles qui sont simples à suivre pour l’analyse phénotypique de tout type de parasites transgéniques ou WT rongeur paludisme dans le sang et dans le moustique pour accueillir les variations biologiques du paludisme rongeur espèces parasites.

Ici, nous rendons compte d’un protocole expérimental normalisé et détaillé pour l’analyse phénotypique des stades du cycle de vie du sang et des moustiques des parasites transgéniques ou sauvages de Type P. yoelii et P. berghei. Ces protocoles s’appliquent également aux parasites P. chabaudi et P. vinckei.