Summary

Zebra balığı<em> Situ</em> Omurilik Omurilik duyusal ve motor nöronlar gelen Elektrofizyolojik Recordings Hazırlık

Published: April 18, 2017
doi:

Summary

Bu yazıda zebra balığı embriyolarının ve larva spinal nöronların elektrofizyolojik kayıtları için yöntemleri tarif eder. Hazırlık yerinde nöronları korur ve genellikle asgari diseksiyonu kapsar. Bu yöntemler, erken larva aşamalarında ilk elektrik uyarılma alımından spinal nöronların çeşitli elektrofizyolojik çalışmaları için izin verir.

Abstract

İlk gelişimsel model olarak tanıtılan Zebra balığı, diğer pek çok alanda popülerlik kazanmıştır. hızla gelişen organizma çok sayıda büyütme kolaylığı, embriyonik optik netlik ile birlikte, bu modelin ilk zorlayıcı nitelikleri olarak görev yaptı. Son yirmi yılda, bu modelin başarısı daha da büyük ölçekli mutajenez ekranlarına kendi uyumluluğuyla ve transgenesis kolaylığı ile tahrikli edilmiştir. Daha yakın zamanlarda, gen düzenleme yaklaşımlar modelinin gücünü genişletmiştir.

nöro çalışmalar için, zebra balığı embriyo ve larva birden çok yöntem uygulanabilir olan bir model sunmaktadır. Burada, nöronların, elektrik eksitabiliteye temel bir özelliğinin çalışma izin yöntemleri üzerinde durulacak. Zebra balığı spinal nöronların elektrofizyolojik çalışma için Bizim hazırlık bir kayıt odasına hazırlık sabitlemek için veteriner dikiş tutkal kullanımını içerir. kayıt için alternatif yöntemlerzebra balığı embriyolarının ve larva ince bir tungsten pimi 1, 2, 3, 4, 5, kullanılarak bölmesine hazırlama eki içerir. O kadar 4 larva dorsal tarafına monte etmek için kullanılmış olsa da bir tungsten pim çoğunlukla, bir yanal yönde hazırlama monte etmek için kullanılır. dikiş tutkal her iki doğrultuda embriyolar ve larvaları monte etmek için kullanılmıştır. tutkal kullanılarak, en az bir diseksiyon ve böylece sonuç olarak ortaya çıkan zarar vermeden, bir enzimatik işlem kullanılmadan spinal nöronlar erişimi sağlayan, gerçekleştirilebilir. Ancak, larva için, omuriliği çevreleyen kas dokusu çıkarmak için kısa bir enzim tedavisi uygulamak gerekir. Burada tarif edilen yöntemler, birçok developmentà motor nöronlar, internöronlar ve duyu nöronlarının içsel elektriksel özelliklerini incelemek için kullanılmıştırL 6, 7, 8, 9 aşamaları.

Introduction

George Streisinger, omurgalı gelişimi 10 genetik analizi için bir model sistem olarak yaygın zebrabalıkları olarak bilinen Danio rerio kullanımını öncülük etmiştir. Model de dahil olmak üzere birçok avantaj sunmaktadır: (1) nispeten basit ve pahalı olmayan bir hayvancılık; (2) dış gübreleme, erken olgunlaşma aşamalarındaki embriyolar kolay erişim sağlayan; ve (3) saydam bir embriyo, oluştuklarında hücreler, dokular ve organlarda doğrudan ve tekrar gözlemler imkan verir.

takip eden yıllarda, birçok ilerlemeler daha da zebrabalıkları modelin gücünü artırmıştır. Özellikle, ileri genetik ekranlar ve tam genom dizileme çabalar çok gelişim süreçleri 11, 12, 13, 14 mutasyonlar ve kritik genlerin tanımlanmasında önemli roller oynadığı,"> 15, 16. Gateway klonlama yöntemleri transkripsiyon aktivatörü gibi (TALENS) ile örneklenen,. Transgenik rutin bir uygulama 17, 18 yaklaşır genom düzenleme son ilerlemelere ve kümelenmiş düzenli aralıklı bırakılmış kısa palindromik tekrarlar (CRISPR) -Cas9 nükleazlar, mutasyonların hedeflenen giriş için izin, hem de knock-out ve knock-in 22. Kombine, bu yöntemler Zebra balığı belirli davranışları ve çok sayıda insan hastalıkların altında yatan genetik mekanizmaların çalışma için güçlü bir model yapmak, 21, 20, 19 yaklaşır 23, 24, 25, 26, 27.

Bu eser geliştirmek odaklanırZihinsel düzenleme ve nöronal gelişim elektriksel aktivitenin rolü. Odak Zebra balığı modeli çeşitli avantajlar sağladığı için omurilik üzerindedir. Birincisi, embriyonik ve larva aşamasında zebrafish erişmek için nispeten kolaydır; Dolayısıyla, bir eksik nöronlar ve daha basit devreyi 28, 29 sahip gelişimsel aşamalarında omurilik fonksiyonunu çalışabilirsiniz. Ayrıca, zebra balığı omurilik transkripsiyon karakteristik ve ayırt edici desen ile gösterilir, 30, 31, 32, 33, 34, 35 faktörler gibi diğer omurgalı benzer nöronların, çeşitli bir grubu vardır.

omurilik devrelerinin fonksiyonunu altında yatan mekanizmaları ortaya çıkarmak amacı zebrafish çalışmaların büyük çoğunluğu, özelliklelokomosyonunu destekleyen olanlar, anlaşılır larva aşamalarında 36, 37, 38, 39, 40, 41, 42, 43 odaklandık. Bununla birlikte, omurilik lokomotif ağları oluşturan nöronların çok erken evrelerinde de farklılaşmasını başlatmak, ~ 9-10 saat sonra fertilizasyon (HPF) 44, 45, 46, 47, 48, 49, 50, 51. Bu bakışa göre, spinal nöronların morfolojik ve elektriksel özellikleri ortaya ve embriyonik ve larva aşamaları arasında değişiklik bir Overa için önemli olan, anlamayarak nasıllokomotor devre oluşumu ve işlevi ll anlama.

Burada tarif edilen yöntemler, diseksiyon spinal nöronların yama kelepçe kayıtları sağlamak ve başarılı bir şekilde embriyonik aşamada (~ 17-48 büyük büyütme) ve larva aşamalarında (~ 3-7 gün sonra döllenme [dpf]) de uygulanmıştır. Bu yaklaşım ilgi nöronların erişim sağlamak için gereken diseksiyon miktarını sınırlar. Protokol kayıt odasına embriyo ya da larva takmak için, oldukça ince bir tungsten iğnesi, kullanılan bu veteriner dikiş yapıştırıcı zebra balığı, spinal nöronların kayıt için diğer yayınlanmış yöntemlerin çoğunda farklıdır. İki farklı yaklaşımların kullanılabilirliği (yani, tungsten pimi karşı sütür tutkal) elektrofizyolojik analizi için zebrafish embriyolar veya larva monte etmek için alternatif seçenekler araştırmacılar kendi özel deneysel hedeflere ulaşmak için sağlar.

İlk olarak, bir pop erişmek ve kayıt prosedürleri birincil duyu nöronlarının ABS ayarlaması, Rohon-Sakal hücreler tarif edilir. Bu nöronların hücre gövdeleri dorsal omurilik içinde yalan. Rohon-Sakal hücreleri, çok sayıda omurgalı türlerinde de mevcuttur erken gelişim ayırt ve embriyonik dokunun yanıtı 6, 44, 47, 48 altında yer alır.

İkinci olarak, erişim ve spinal motor nöron kayıt prosedürleri ayrıntılı olarak açıklanmıştır. Zebra balığı spinal motor nöronlar nöron iki dalgaları sırasında ortaya çıkar. Daha önce doğumlu primer motor nöronların hemisegment 45, 46, 49 başına mevcut 3-4 primer motor nöron, gastrülasyon (~ 9-16 HPF) sonunda ortaya çıkar. Bunun aksine, ikinci motor nöron Daha sonra doğan popülasyonu daha çok ve ~ 14 büyük büyütme başlayarak uzun bir süre sırasında ortaya çıkanef "> 45, 50. orta gövde bölümlerinin sekonder motor nöron oluşum en çok 51 büyük büyütme 50 ile tamamlanır. İkincil motor nöronlar amniotları motor nöronlarının muadili olarak kabul edilir 46. İlginç bir şekilde, omurga üstünde nöronlar, dopamin ile, lokomosyon düzenleyen larva ve ikinci motor nöron oluşumu embriyo ve genç larva 50, 51. birincil ve ikincil motor nöronlar her biri birçok farklı alt tipi içerirler. her bir primer motor nöron alt tipi projeleri basmakalıp bir sonuçlanan karakteristik kas grubu uyaran çevresel bir akson, aksonal yörünge tanımlanması. Genel olarak, ikinci motor nöronlar, daha önce birinci motor nöronlar tarafından kurulan aksonal yolları takip ederler. bu nedenle, aksonal yörüngeleri ile ilgili olarak, birinci ve ikinci motor nöronların haricinde, benzer olduğu aksonal kalınlığı ve somata boyutuprimer motor nöronlar 45 için daha büyük yeniden.

Üçüncüsü, internöron birkaç türlerinden kayıt için yöntemler tartışılmaktadır. Bununla birlikte, bu gibi durumlarda, diğer omurilik hücreleri çıkarılması için sınırlı bir miktarda gereklidir ve bu nedenle omurilik Rohon-Sakal hücreleri veya motor nöron kayıtlar için daha az sağlamdır.

Protocol

(; Laboratuar Hayvan Kaynakları Dairesi, Colorado ANSCHÜTZ Üniversitesi Tıp Kampüsü IACUC) Bütün hayvan prosedürleri Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylandı. 1. Zebra balığı Yetiştiriciliği Kaldırın ve 10 saat karanlık / 14 saatlik ışık döngüsüne ve uygun su arıtma ve karşılığında 52 ile 28.5 ° C 'de, yetişkin zebra balığı (Danio rerio) korur. Arzu edilen aşamaya (örn…

Representative Results

Başarıyla dpf larvaları ile 7 17 büyük büyütme embriyolar Rohon-Sakal nöronlardan kaydettik (Şekil 5A ve 5B). Rohon-Sakal hücreler kaydedildi preparasyon sırt tarafı yukarı monte edilmiştir. Bu tür montaj bunların yüzeysel sırt konum ve büyük soma boyutlarına göre Rohon-Sakal hücrelerinin açık tanımlanmasına izin verir. Kimlik ek bu nöronların basmakalıp hiperpolarize dinlenme membran potansiyelinin (Şekil 5,</stron…

Discussion

Burada tarif edilen yöntemler, omuriliğin en az diseksiyon sonra zebra balığı embriyolarının duyu ve motor nöronların elektriksel ve morfolojik özelliklerini belirlemek için izin verir. Nöronlar, en az 1 saat, bu kayıtların üzerine uygulanan süre sağlıklı kalması. Nöronlar, standart tam hücre konfigürasyonu kullanılarak kaydedilmiştir da çekirdekli yamalardan gibidir; ikinci yöntem iyon akımlarının 9 detaylı bir biyofiziksel çalışma engelleyebilirler yer kelepçe…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Bu çalışma, (ABR'ye RLM ve R01NS25217 ve P30NS048154 için F32 NS059120) NIH hibe ile desteklenmiştir.

Materials

Vacuum filter/Storage bottle, 0.22 mm pore Corning 431096
Syringe filter 0.2 mm Whatman 6780-2502
Tricaine Sigma A-5040 Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt 
a-bugarotoxin Tocris 11032-79-4
Tetrodotoxin Tocris 4368-28-9
Alexa-549 hydrazine salt Molecular Probes A-10438 fluorescent dye
Spin-X centrifuge tube filter Corning 8161
Glass microscope slide Fisher 12-550C
Sylgard silicone elastomer kit Dow Corning 184 silicone elastomer
Petri dishes Falcon 351029
Borosilicate glass capillaries Harvard Apparatus 30-0038 inner and outer diameters of 0.78 and 1.0 mm (thin walled glass capillaries)
Borosilicate glass capillaries Drummond Scientific 1-000-1000-100 inner and outer diameters of 1.13 and 1.55 mm (thick walled glass capillaries)
Miniature barbed polypropylene fitting  Cole-Palmer 6365-90
Vetbond tissue adhesive  3M 1469SB
Collagenase XI Sigma C7657
Microelectrode puller Sutter Instruments  Model P-97 
Amplifier Molecular Devices Axopatch 200B
Head stage Molecular Devices CV203BU
Motorized micromanipulator   Sutter Instruments MP-285
Tygon tubing Fisher 14-169-1B ID 1/16 IN, OD 1/8 IN and WALL 1/32 IN (flexible laboratory tubing)
Electrode holder Molecular Devices 1-HC-U
Pharmaseal Three-Way Stopcocks  Baxter K75
Digitizer Axon Instruments Digidata 1440A
Inverted microscope  Zeiss Axioskop2 FS plus
40x/0.80w Achroplan objective Zeiss
Data acquisition and analysis software  Axon Instruments PClamp 10 – Clampex and Clampfit 
Micropipette puller Sutter Instruments Model P-97
Name Company Catalog Number Comments
Dissection and Recording Solutions(in mM)
All solutions, except the intracellular, are stable for ~ 2 – 3 months when filtered (0.22 mm filter cups) and stored at room temperature (RT).
The intracellular solution is filtered (0.2 mm syringe filters) and stored frozen (-20°C) in small aliquots that are individually thawed on the day of use. 
Dissection/Ringer’s solution 145 NaCl, 3 KCl, 1.8 CaCl2.2H2O, 10 HEPES; pH 7.4 (with NaOH)
Pipette (intracellular) recording solution 135 KCl, 10 EGTA-acid, 10 HEPES; pH 7.4 (with KOH).
Bath (extracellular) recording solution/voltage and current-clamp 125 NaCl, 2 KCl, 10 CaCl2.2H2O, 5 HEPES; pH 7.4 (with NaOH).
Alexa-594 hydrazine salt stock solution.  Prepare a 13.2 mM stock in ddH2O, aliquot (~ 100 µl) and store at -20°C. For use, dilute the stock solutiond 132 fold with pipette solution to a final concentration of 100 mM. After dilution, filter the Alexa-594 containing pipette solution  with a centrifuge tube filter.
Name Company Catalog Number Comments
Immobilizing agents
0.4 % ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine) Prepare a 0.4% stock solution in 0.2M Tris, pH9 (0.4 g Tricaine/100 ml 0.2 M Tris
Adjust pH to 7 with NaOH and store at -20°C.
For use, dilute the stock solution ~ 25 fold in embryo media
250 μM α-bungarotoxin Prepare a 250 μM stock in ddH2O (1 mg/500 μl), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C.
For use, dilute 2,500-fold with extracellular solution to a final concentration of 100 nM.
1 mM Tetrodotoxin Prepare a 1 mM stock in ddH2O (1 mg/3 ml), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C.
For use, dilute 2,000-fold with extracellular solution to a final concentration of 500 nM.

Referências

  1. Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish. J Neurosci Methods. 88 (1), 1-13 (1999).
  2. Drapeau, P., Saint-Amant, L., Buss, R. R., Chong, M., McDearmid, J. R., Brustein, E. Development of the locomotor network in zebrafish. Prog Neurobiol. 68 (2), 85-111 (2002).
  3. Saint-Amant, L., Drapeau, P. Whole cell patch-clamp recordings from identified spinal neurons in the zebrafish embryo. Methods Cell Sci. 25, 59-64 (2003).
  4. Masino, M. A., Fetcho, J. R. Fictive Swimming Motor Patterns in Wild Type and Mutant Larval Zebrafish. J Neurophysiol. 93 (6), 3177-3188 (2005).
  5. Wen, H., Brehm, P. Paired motor neuron-muscle recordings in zebrafish test the receptor blockade model for shaping synaptic current. J Neurosci. 25 (35), 8104-8111 (2005).
  6. Ribera, A. B., Nüsslein-Volhard, C. Zebrafish Touch-Insensitive Mutants Reveal an Essential Role for the Developmental Regulation of Sodium Current. J Neurosci. 18, 9181-9191 (1998).
  7. Pineda, R. H., Heiser, R. A., Ribera, A. B. Developmental, molecular, and genetic dissection of INa in vivo in embryonic zebrafish sensory neurons. J Neurophysiol. 93, 3582-3593 (2005).
  8. Moreno, R. L., Ribera, A. B. Zebrafish motor neuron subtypes differ electrically prior to axonal outgrowth. J Neurophysiol. 102, 2477-2484 (2009).
  9. Moreno, R. L., Ribera, A. B. Spinal neurons require Islet1 for subtype-specific differentiation of electrical excitability. Neural Dev. 9 (1), 19 (2014).
  10. Streisinger, G., Walker, C., Dower, N., Knauber, D., Singer, F. Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio). Nature. 291 (5813), 293-296 (1981).
  11. Driever, W., et al. A genetic screen for mutations affecting embryogenesis in zebrafish. Development. 123, 37-46 (1996).
  12. Haffter, P., et al. The identification of genes with unique and essential functions in the development of the zebrafish, Danio rerio. Development. 123, 1-36 (1996).
  13. Vogel, G. Genomics: Sanger will sequence zebrafish genome. Science. 290 (5497), 1671 (2000).
  14. Patton, E. E., Zon, L. I. The art and design of genetic screens: zebrafish. Nature Reviews Genetics. 2 (12), 956-966 (2001).
  15. Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21 (1), 48-64 (2011).
  16. Yates, A., et al. Ensembl. Nucleic Acids Res. 44 (D1), D710-D716 (2016).
  17. Kawakami, K. Transgenesis and gene trap methods in zebrafish by using the Tol2 transposable element. Methods Cell Biol. 77, 201-222 (2004).
  18. Kwan, K. M., et al. The Tol2kit: a multisite gateway-based construction kit for Tol2 transposon transgenesis constructs. Dev Dyn. 236 (11), 3088-3099 (2007).
  19. Huang, P., Xiao, A., Zhou, M., Zhu, Z., Lin, S., Zhang, B. Heritable gene targeting in zebrafish using customized TALENs. Nat Biotechnol. 29, 699-700 (2011).
  20. Sander, J. D., et al. Targeted gene disruption in somatic zebrafish cells using engineered TALENs. Nat Biotechnol. 29 (8), 697-698 (2011).
  21. Chang, N., et al. Genome editing with RNA-guided Cas9 nuclease in zebrafish embryos. Cell Res. 23 (4), 465-472 (2013).
  22. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
  23. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nature Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).
  24. Levin, E. D., Cerutti, D. T., Buccafusco, J. J. Behavioral neuroscience of zebrafish. Methods of behavior analysis in neuroscience. , (2009).
  25. Stewart, A., Gaikwad, S., Kyzar, E., Green, J., Roth, A., Kalueff, A. Modeling anxiety using adult zebrafish: A conceptual review. Neuropharmacology. 62, 135-143 (2012).
  26. Mushtaq, M. Y., Verpoorte, R., Kim, H. K. Zebrafish as a model for systems biology. Biotechnol Genet Eng Rev. 29 (2), 187-205 (2013).
  27. Phillips, J. B., Westerfield, M. Zebrafish models in translational research: tipping the scales toward advancements in human health. Dis Model Mech. 7 (7), 739-743 (2014).
  28. Weis, J. S. Analysis of the development of nervous system of the zebrafish, Brachydanio rerio. I. The normal morphology and development of the spinal cord and ganglia of the zebrafish. J Embryol Exp Morphol. 19 (2), 109-119 (1968).
  29. Bernhardt, R. R., Chitnis, A. B., Lindamer, L., Kuwada, J. Y. Identification of spinal neurons in the embryonic and larval zebrafish. J Comp Neurol. 302 (3), 603-616 (1990).
  30. Tsuchida, T., et al. Topographic organization of embryonic motor neurons defined by expression of LIM homeobox genes. Cell. 79 (6), 957-970 (1994).
  31. Guillemot, F. Spatial and temporal specification of neural fates by transcription factor codes. Development. 134, 3771-3780 (2007).
  32. Goulding, M. Circuits controlling vertebrate locomotion: Moving in a new direction. Nat Rev Neurosci. 10, 507-518 (2009).
  33. Fetcho, J. R., McLean, D. L. Some principles of organization of spinal neurons underlying locomotion in zebrafish and their implications. Ann N Y Acad Sci. 1198, 94-104 (2010).
  34. Del Barrio, M. G., et al. A transcription factor code defines nine sensory interneuron subtypes in the mechanosensory area of the spinal cord. PLoS One. 8 (11), (2013).
  35. Satou, C., Kimura, Y., Hirata, H., Suster, M. L., Kawakami, K., Higashijima, S. Transgenic tools to characterize neuronal properties of discrete populations of zebrafish neurons. Development. 140 (18), 3927-3931 (2013).
  36. McLean, D. L., Fan, J., Higashijima, S., Hale, M. E., Fetcho, J. R. A topographic map of recruitment in spinal cord. Nature. 446, 71-75 (2007).
  37. McLean, D. L., Masino, M. A., Koh, I. Y., Lindquist, W. B., Fetcho, J. R. Continuous shifts in the active set of spinal interneurons during changes in locomotor speed. Nat. Neurosci. 11, 1419-1429 (2008).
  38. McLean, D. L., Fetcho, J. R. Spinal interneurons differentiate sequentially from those driving the fastest swimming movements in larval zebrafish to those driving the slowest ones. J. Neurosci. 29, 13566-13577 (2009).
  39. Ampatzis, K., Song, J., Ausborn, J., El Manira, A. Separate microcircuit modules of distinct V2a interneurons and motoneurons control the speed of locomotion. Neuron. 83, 934-943 (2014).
  40. Ljunggren, E. E., Haupt, S., Ausborn, J., Ampatzis, K., El Manira, A. Optogenetic activation of excitatory premotor interneurons is sufficient to generate coordinated locomotor activity in larval zebrafish. J. Neurosci. 34, 134-139 (2014).
  41. Menelaou, E., VanDunk, C., McLean, D. L. Differences in the morphology of spinal V2a neurons reflect their recruitment order during swimming in larval zebrafish. J Comp Neurol. 522, 1232-1248 (2014).
  42. Hubbard, J. M., et al. Intraspinal Sensory Neurons Provide Powerful Inhibition to Motor Circuits Ensuring Postural Control during Locomotion. Curr Biol. 26 (21), 2841-2853 (2016).
  43. Song, J., Ampatzis, K., Björnfors, E. R., El Manira, A. Motor neurons control locomotor circuit function retrogradely via gap junctions. Nature. 529 (7586), 399-402 (2016).
  44. Lamborghini, J. E. Rohon-beard cells and other large neurons in Xenopus embryos originate during gastrulation. J. Comp. Neurol. 189, 323-333 (1980).
  45. Myers, P. Z., Eisen, J. S., Westerfield, M. Development and axonal outgrowth of identified motoneurons in the zebrafish. J Neurosci. 6, 2278-2289 (1986).
  46. Kimmel, C. B., Westerfield, M., Edelman, G. M., Gall, W. E., Cowan, W. M. Primary neurons of the zebrafish. Signals and Sense: Local and Global Order in Perceptual Maps. , 561-588 (1990).
  47. Metcalfe, W. K., Myers, P. Z., Trevarrow, B., Bass, M. B., Kimmel, C. B. Primary neurons that express the L2/HNK-1 carbohydrate during early development in the zebrafish. Development. 110 (2), 491-504 (1990).
  48. Rossi, C. C., Kaji, T., Artinger, K. B. Transcriptional control of Rohon-Beard sensory neuron development at the neural plate border. Dev Dyn. 238, 931-943 (2009).
  49. Lewis, K. E., Eisen, J. S. From cells to circuits: development of the zebrafish spinal cord. Progress in Neurobiology. 69 (6), 419-449 (2003).
  50. Reimer, M. M., et al. Dopamine from the brain promotes spinal motor neuron generation during development and adult regeneration. Dev Cell. 25 (5), 478-491 (2013).
  51. Lambert, A. M., Bonkowsky, J. L., Masino, M. A. The conserved dopaminergic diencephalospinal tract mediates vertebrate locomotor development in zebrafish larvae. J Neurosci. 32 (39), 13488-13500 (2012).
  52. Westerfield, M. . The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (1995).
  53. Oesterle, A. . Pipette Cookbook 2015 P-97 & P-1000 Micropipette pullers. , (2015).
  54. Spitzer, N. C. The ionic basis of the resting potential and a slow depolarizing response in Rohon-Beard neurons of Xenopus tadpoles. J Physiol. 255 (1), 105-135 (1976).
  55. Higashijima, S., Hotta, Y., Okamoto, H. Visualization of cranial motor neurons in live transgenic zebrafish expressing green fluorescent protein under the control of the islet-1 promoter/enhancer. J Neurosci. 20, 206-218 (2000).
  56. Blader, P., Plessy, C., Strahle, U. Multiple regulatory elements with spatially and temporally distinct activities control neurogenin1 expression in primary neurons of the zebrafish embryo. Mech Dev. 120, 211-218 (2003).
  57. Palanca, A. M., et al. New transgenic reporters identify somatosensory neuron subtypes in larval zebrafish. Dev Neurobiol. 73, 152-167 (2013).
  58. Flanagan-Street, H., Fox, M. A., Meyer, D., Sanes, J. R. Neuromuscular synapses can form in vivo by incorporation of initially aneural postsynaptic specializations. Development. 132, 4471-4481 (2005).
  59. Arkhipova, V., Wendik, B., Devos, N., Ek, O., Peers, B., Meyer, D. Characterization and regulation of the hb9/mnx1 beta-cell progenitor specific enhancer in zebrafish. Dev Biol. 365, 290-302 (2012).
  60. Balciunas, D., Davidson, A. E., Sivasubbu, S., Hermanson, S. B., Welle, Z., Ekker, S. C. Enhancer trapping in zebrafish using the Sleeping Beauty transposon. BMC Genomics. 5 (1), 62 (2004).
  61. Meng, A., Tang, H., Ong, B. A., Farrell, M. J., Lin, S. Promoter analysis in living zebrafish embryos identifies a cis-acting motif required for neuronal expression of GATA-2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94, 6267-6272 (1997).
  62. Menelaou, E., McLean, D. L. A gradient in endogenous rhythmicity and oscillatory drive matches recruitment order in an axial motor pool. J Neurosci. 32, 10925-10939 (2012).
  63. Rohrbough, J., Pinto, S., Mihalek, R. M., Tully, T., Broadie, K. latheo, a Drosophila gene involved in learning, regulates functional synaptic plasticity. Neuron. 23 (1), 55-70 (1999).
  64. McKeown, K. A., Moreno, R., Hall, V. L., Ribera, A. B., Downes, G. B. Disruption of Eaat2b, a glutamate transporter, results in abnormal motor behaviors in developing zebrafish. Dev Biol. 362 (2), 162-171 (2012).
  65. Carmean, V., et al. pigk mutation underlies macho behavior and affects Rohon-Beard cell excitability. J Neurophysiol. 114 (2), 1146-1157 (2015).
check_url/pt/55507?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Moreno, R. L., Josey, M., Ribera, A. B. Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons. J. Vis. Exp. (122), e55507, doi:10.3791/55507 (2017).

View Video