Summary

zebrafisk<em> In Situ</em> Spinal Cord Förberedelse för elektrofysiologiska inspelningar från Spinal sensoriska och motoriska nervceller

Published: April 18, 2017
doi:

Summary

Detta manuskript beskriver metoder för elektrofysiologiska registreringar från spinala neuroner i zebrafisk embryon och larver. Beredningen håller nervceller in situ och ofta innebär minimal dissektion. Dessa metoder medger för den elektrofysiologiska studier av en mängd olika spinala neuroner, från den inledande elektriska retbarhet förvärv genom de tidiga larvstadier.

Abstract

Zebrafisk, först introducerades som en utvecklingsmodell, har vunnit popularitet på många andra områden. Lättheten att uppfödning stort antal snabbt växande organismer, i kombination med den embryonala optisk klarhet, tjänstgjorde som initiala tvingande attributen i denna modell. Under de senaste två decennierna har framgången för denna modell ytterligare drivs av dess mottaglighet för storskalig mutagenes skärmar och hur lätt genmodifiering. På senare tid har gen-redigering metoder förlängt kraften i modellen.

För nerv studier, zebrafisk embryot och larv tillhandahålla en modell, till vilken flera metoder kan tillämpas. Här fokuserar vi på metoder som gör det möjligt att studera en väsentlig egenskap av nervceller, elektrisk retbarhet. Vår förberedelse för elektro studier av zebrafisk spinal nervceller innebär användning av veterinär sutur lim för att fästa beredningen till en inspelning kammare. Alternativa metoder för inspelningfrån zebrafisk embryon och larver involverar fastsättning av preparatet till kammaren med hjälp av en fin volfram stift 1, 2, 3, 4, 5. En volframstift är oftast används för att montera beredningen i en lateral riktning, även om det har använts för att montera larver dorsal-sidan uppåt 4. Suturen lim har använts för att montera embryon och larver i båda riktningarna. Med hjälp av lim, kan en minimal dissektion utföras, som ger tillgång till spinala neuroner utan användning av en enzymatisk behandling, varigenom man undviker skador uppstår. Men för larver, är det nödvändigt att tillämpa en kort enzymbehandling för att ta bort muskelvävnaden som omger ryggmärgen. De metoder som beskrivs här har använts för att studera de inneboende elektriska egenskaperna hos motoriska neuroner, interneuronen och sensoriska neuroner vid flera developmental stegen 6, 7, 8, 9.

Introduction

George Streisinger börjat använda sig av Danio rerio, allmänt känd som zebrafisk, som ett modellsystem för den genetiska analysen av vertebrat utveckling 10. Modellen erbjuder flera fördelar inklusive: (1) relativt enkel och billig djurhållning; (2) yttre befruktning, vilket tillåter enkel tillgång till embryon från de tidigaste utvecklingsstadierna; och (3) ett transparent embryo, vilket medger direkt och upprepade observationer av celler, vävnader och organ när de bildas.

Under de följande decennierna, flera framsteg ökade ytterligare kraften i zebrafisk modell. I synnerhet, framåt genetiska skärmar och hel-genomsekvenseringsinsatser spelade nyckelroller vid identifiering av mutationer och gener som är kritiska för många utvecklingsprocesser 11, 12, 13, 14,"> 15, 16. Gateway kloningsmetoder har gjort att rutinmässig tillämpning av transgen närmar 17, 18. Senaste framstegen inom genomet redigering, exemplifieras av transkriptionsaktivator-liknande (Talens) och klustrade regelbundet mellanrum korta palindromiska upprepningar (CRISPR) -Cas9 nukleaser, möjliggöra den målinriktade införandet av mutationer, samt knock-out och knock-in närmar 19, 20, 21, 22. Kombinerade, dessa metoder gör zebrafisk en kraftfull modell för studier av de genetiska mekanismer som ligger bakom specifika beteenden och flera humana sjukdomar 23, 24, 25, 26, 27.

Arbetet är inriktat på att utvecklamental reglering och rollen av elektrisk aktivitet i neuronal utveckling. Fokus ligger på ryggmärgen, som zebrafisk modellen ger flera fördelar. För det första är det relativt lätt att få tillgång till zebrafisk på embryonala och larvstadier; Därför kan man studera ryggmärgen funktion under utvecklingsstadier som har färre nervceller och enklare kretsar 28, 29. Dessutom har zebrafisk ryggmärgen en mångfaldig uppsättning av neuroner, liknande andra ryggradsdjur, såsom demonstreras genom karakteristiska och särskiljande mönster av transkriptionsfaktorer 30, 31, 32, 33, 34, 35.

Majoriteten av studier i zebrafisk som syftar till att avslöja de mekanismer som ligger bakom funktionen hos ryggmärgskretsar, särskiltsådana som stödjer förflyttning, är förståeligt fokuserade på larvstadier 36, 37, 38, 39, 40, 41, 42, 43. Dock många av de neuroner som bildar de spinal lokomotivnäten initiera deras differentiering vid tidiga embryonala stadier, ~ 9-10 timmar efter befruktning (HPF) 44, 45, 46, 47, 48, 49, 50, 51. Mot bakgrund av detta, att förstå hur de morfologiska och elektriska egenskaperna hos ryggrads nervceller uppstår och förändringen mellan embryonala och larvstadier är viktigt för en Overall förståelse av lokomotorisk kretsbildning och funktion.

De dissektion metoder som beskrivs här tillåter patch clamp-registreringar från spinala neuroner och har tillämpats med framgång på embryonala stadier (~ 17-48 HPF) och larvstadier (~ 3-7 dagar efter befruktning [dpf]). Detta tillvägagångssätt begränsar mängden dissekering som krävs för att ge tillgång till nervceller av intresse. Protokollet skiljer sig från majoriteten av de andra publicerade metoder för inspelning från zebrafisk spinala neuroner i det veterinär sutur lim används, snarare än en fin volfram stift, för att fästa embryo eller larv till inspelningen kammaren. Tillgängligheten av två olika metoder (dvs sutur lim kontra volfram stift) sörjer för montering av de zebrafisk embryon eller larver för elektrofysiologisk analys forskare med alternativa möjligheter att uppnå sina specifika experimentella mål.

Först förfaranden för att få tillgång och inspelning från en pop ulation av primära sensoriska neuroner, Rohon-Beard-celler, beskrivs. Cell organ dessa nervceller ligger inom rygg ryggmärgen. Rohon-Beard celler finns i många ryggradsdjur, skiljer tidigt i utvecklingen, och bakom den embryonala anslagskänslighet 6, 44, 47, 48.

För det andra, förfaranden för att få tillgång och inspelning från spinal motoriska nervceller är detaljerade. Zebrafisk spinala motorneuroner uppstå under två vågor av neurogenes. De tidigare födda primära motoriska nervceller uppstår vid slutet av gastrulation (~ 9-16 HPF), med bara 3-4 primära motoriska nervceller närvarande per hemisegment 45, 46, 49. I motsats, är den senare födda befolkningen av sekundära motoriska nervceller talrikare och uppstår under en långvarig period, som börjar vid ~ 14 hpfef "> 45, 50. Sekundär motor neuron genesis i mitten av trunkavsnitt är oftast kompletteras med 51 HPF 50. Sekundära motomeuroner anses vara motsvarigheten av motomeuroner i amnioternas 46. Intressant supraspinala neuroner, via dopamin, reglera locomotion hos larven och sekundär motor neuron genes i embryot och unga larv 50, 51. primära och sekundära motoriska nervceller varje innefatta flera olika subtyper. varje primära motoriska neuron subtyp projekt en perifer axon som innerverar en karakteristisk muskelgrupp, vilket resulterar i en stereotyp, identifiera axonal bana. i allmänhet sekundära motoriska nervceller följer de axonala banorna tidigare fastställts av primära motoriska nervceller. Således, med avseende på axonal banor, primära och sekundära motoriska nervceller är likartade, med undantag av att axonal tjocklek och somata storlek enre större för primära motoriska neuroner 45.

För det tredje, är metoder för inspelning från ett fåtal typer av interneuronen diskuteras. Emellertid, i dessa fall, är en begränsad mängd av avlägsnandet av andra ryggmärgsceller krävs, och sålunda ryggmärgen är mindre intakt än för inspelningar från Rohon-Beard celler eller motoriska nervceller.

Protocol

Alla djurförsök har godkänts av Institutional Animal Care och användning kommittén (IACUC, Office of Laboratory Animal Resources, University of Colorado Anschutz Medical Campus). 1. Zebrafish Husbandry Höja och upprätthålla vuxna zebrafisk (Danio rerio) vid 28,5 ° C på en 10 h mörker / 14 h ljuscykel och med lämplig vattenbehandling och utbyte 52. Höja zebrafisk embryon / larver vid 28,5 ° C i embryo medium tills de når det…

Representative Results

Vi har framgångsrikt spelats in från Rohon-Beard neuroner i 17 HPF embryon genom 7 dpf larver (figur 5A och 5B). När Rohon-Beard celler registrerades, var preparatet monterade dorsal-sidan upp. Sådan montering möjliggör entydig identifiering av Rohon-Beard celler baserat på deras ytliga rygglägen och stora Soma storlekar. Identifieringen är dessutom bekräftas av den stereotypa hyperpolariserade vilande membranpotential av dessa neuroner <strong…

Discussion

De metoder som beskrivs här gör det möjligt att elektriska och morfologiska karakteriseringen av sensoriska och motoriska nervceller i zebrafiskembryon efter minimal dissektion av ryggmärgen. Nervceller förblir friska i minst 1 timme, den tidsfrist som ålagts dessa inspelningar. Neuroner har registrerats med användning av standard helcells-konfiguration, samt från kärnförsedda patchar; den senare metoden minimerar utrymmes clamp frågor som kan utesluta en detaljerad biofysiska studier av jonströmmar <sup cla…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete har finansierats med bidrag från NIH (F32 NS059120 till RLM och R01NS25217 och P30NS048154 till ABR).

Materials

Vacuum filter/Storage bottle, 0.22 mm pore Corning 431096
Syringe filter 0.2 mm Whatman 6780-2502
Tricaine Sigma A-5040 Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt 
a-bugarotoxin Tocris 11032-79-4
Tetrodotoxin Tocris 4368-28-9
Alexa-549 hydrazine salt Molecular Probes A-10438 fluorescent dye
Spin-X centrifuge tube filter Corning 8161
Glass microscope slide Fisher 12-550C
Sylgard silicone elastomer kit Dow Corning 184 silicone elastomer
Petri dishes Falcon 351029
Borosilicate glass capillaries Harvard Apparatus 30-0038 inner and outer diameters of 0.78 and 1.0 mm (thin walled glass capillaries)
Borosilicate glass capillaries Drummond Scientific 1-000-1000-100 inner and outer diameters of 1.13 and 1.55 mm (thick walled glass capillaries)
Miniature barbed polypropylene fitting  Cole-Palmer 6365-90
Vetbond tissue adhesive  3M 1469SB
Collagenase XI Sigma C7657
Microelectrode puller Sutter Instruments  Model P-97 
Amplifier Molecular Devices Axopatch 200B
Head stage Molecular Devices CV203BU
Motorized micromanipulator   Sutter Instruments MP-285
Tygon tubing Fisher 14-169-1B ID 1/16 IN, OD 1/8 IN and WALL 1/32 IN (flexible laboratory tubing)
Electrode holder Molecular Devices 1-HC-U
Pharmaseal Three-Way Stopcocks  Baxter K75
Digitizer Axon Instruments Digidata 1440A
Inverted microscope  Zeiss Axioskop2 FS plus
40x/0.80w Achroplan objective Zeiss
Data acquisition and analysis software  Axon Instruments PClamp 10 – Clampex and Clampfit 
Micropipette puller Sutter Instruments Model P-97
Name Company Catalog Number Comments
Dissection and Recording Solutions(in mM)
All solutions, except the intracellular, are stable for ~ 2 – 3 months when filtered (0.22 mm filter cups) and stored at room temperature (RT).
The intracellular solution is filtered (0.2 mm syringe filters) and stored frozen (-20°C) in small aliquots that are individually thawed on the day of use. 
Dissection/Ringer’s solution 145 NaCl, 3 KCl, 1.8 CaCl2.2H2O, 10 HEPES; pH 7.4 (with NaOH)
Pipette (intracellular) recording solution 135 KCl, 10 EGTA-acid, 10 HEPES; pH 7.4 (with KOH).
Bath (extracellular) recording solution/voltage and current-clamp 125 NaCl, 2 KCl, 10 CaCl2.2H2O, 5 HEPES; pH 7.4 (with NaOH).
Alexa-594 hydrazine salt stock solution.  Prepare a 13.2 mM stock in ddH2O, aliquot (~ 100 µl) and store at -20°C. For use, dilute the stock solutiond 132 fold with pipette solution to a final concentration of 100 mM. After dilution, filter the Alexa-594 containing pipette solution  with a centrifuge tube filter.
Name Company Catalog Number Comments
Immobilizing agents
0.4 % ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine) Prepare a 0.4% stock solution in 0.2M Tris, pH9 (0.4 g Tricaine/100 ml 0.2 M Tris
Adjust pH to 7 with NaOH and store at -20°C.
For use, dilute the stock solution ~ 25 fold in embryo media
250 μM α-bungarotoxin Prepare a 250 μM stock in ddH2O (1 mg/500 μl), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C.
For use, dilute 2,500-fold with extracellular solution to a final concentration of 100 nM.
1 mM Tetrodotoxin Prepare a 1 mM stock in ddH2O (1 mg/3 ml), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C.
For use, dilute 2,000-fold with extracellular solution to a final concentration of 500 nM.

Referências

  1. Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish. J Neurosci Methods. 88 (1), 1-13 (1999).
  2. Drapeau, P., Saint-Amant, L., Buss, R. R., Chong, M., McDearmid, J. R., Brustein, E. Development of the locomotor network in zebrafish. Prog Neurobiol. 68 (2), 85-111 (2002).
  3. Saint-Amant, L., Drapeau, P. Whole cell patch-clamp recordings from identified spinal neurons in the zebrafish embryo. Methods Cell Sci. 25, 59-64 (2003).
  4. Masino, M. A., Fetcho, J. R. Fictive Swimming Motor Patterns in Wild Type and Mutant Larval Zebrafish. J Neurophysiol. 93 (6), 3177-3188 (2005).
  5. Wen, H., Brehm, P. Paired motor neuron-muscle recordings in zebrafish test the receptor blockade model for shaping synaptic current. J Neurosci. 25 (35), 8104-8111 (2005).
  6. Ribera, A. B., Nüsslein-Volhard, C. Zebrafish Touch-Insensitive Mutants Reveal an Essential Role for the Developmental Regulation of Sodium Current. J Neurosci. 18, 9181-9191 (1998).
  7. Pineda, R. H., Heiser, R. A., Ribera, A. B. Developmental, molecular, and genetic dissection of INa in vivo in embryonic zebrafish sensory neurons. J Neurophysiol. 93, 3582-3593 (2005).
  8. Moreno, R. L., Ribera, A. B. Zebrafish motor neuron subtypes differ electrically prior to axonal outgrowth. J Neurophysiol. 102, 2477-2484 (2009).
  9. Moreno, R. L., Ribera, A. B. Spinal neurons require Islet1 for subtype-specific differentiation of electrical excitability. Neural Dev. 9 (1), 19 (2014).
  10. Streisinger, G., Walker, C., Dower, N., Knauber, D., Singer, F. Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio). Nature. 291 (5813), 293-296 (1981).
  11. Driever, W., et al. A genetic screen for mutations affecting embryogenesis in zebrafish. Development. 123, 37-46 (1996).
  12. Haffter, P., et al. The identification of genes with unique and essential functions in the development of the zebrafish, Danio rerio. Development. 123, 1-36 (1996).
  13. Vogel, G. Genomics: Sanger will sequence zebrafish genome. Science. 290 (5497), 1671 (2000).
  14. Patton, E. E., Zon, L. I. The art and design of genetic screens: zebrafish. Nature Reviews Genetics. 2 (12), 956-966 (2001).
  15. Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21 (1), 48-64 (2011).
  16. Yates, A., et al. Ensembl. Nucleic Acids Res. 44 (D1), D710-D716 (2016).
  17. Kawakami, K. Transgenesis and gene trap methods in zebrafish by using the Tol2 transposable element. Methods Cell Biol. 77, 201-222 (2004).
  18. Kwan, K. M., et al. The Tol2kit: a multisite gateway-based construction kit for Tol2 transposon transgenesis constructs. Dev Dyn. 236 (11), 3088-3099 (2007).
  19. Huang, P., Xiao, A., Zhou, M., Zhu, Z., Lin, S., Zhang, B. Heritable gene targeting in zebrafish using customized TALENs. Nat Biotechnol. 29, 699-700 (2011).
  20. Sander, J. D., et al. Targeted gene disruption in somatic zebrafish cells using engineered TALENs. Nat Biotechnol. 29 (8), 697-698 (2011).
  21. Chang, N., et al. Genome editing with RNA-guided Cas9 nuclease in zebrafish embryos. Cell Res. 23 (4), 465-472 (2013).
  22. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
  23. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nature Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).
  24. Levin, E. D., Cerutti, D. T., Buccafusco, J. J. Behavioral neuroscience of zebrafish. Methods of behavior analysis in neuroscience. , (2009).
  25. Stewart, A., Gaikwad, S., Kyzar, E., Green, J., Roth, A., Kalueff, A. Modeling anxiety using adult zebrafish: A conceptual review. Neuropharmacology. 62, 135-143 (2012).
  26. Mushtaq, M. Y., Verpoorte, R., Kim, H. K. Zebrafish as a model for systems biology. Biotechnol Genet Eng Rev. 29 (2), 187-205 (2013).
  27. Phillips, J. B., Westerfield, M. Zebrafish models in translational research: tipping the scales toward advancements in human health. Dis Model Mech. 7 (7), 739-743 (2014).
  28. Weis, J. S. Analysis of the development of nervous system of the zebrafish, Brachydanio rerio. I. The normal morphology and development of the spinal cord and ganglia of the zebrafish. J Embryol Exp Morphol. 19 (2), 109-119 (1968).
  29. Bernhardt, R. R., Chitnis, A. B., Lindamer, L., Kuwada, J. Y. Identification of spinal neurons in the embryonic and larval zebrafish. J Comp Neurol. 302 (3), 603-616 (1990).
  30. Tsuchida, T., et al. Topographic organization of embryonic motor neurons defined by expression of LIM homeobox genes. Cell. 79 (6), 957-970 (1994).
  31. Guillemot, F. Spatial and temporal specification of neural fates by transcription factor codes. Development. 134, 3771-3780 (2007).
  32. Goulding, M. Circuits controlling vertebrate locomotion: Moving in a new direction. Nat Rev Neurosci. 10, 507-518 (2009).
  33. Fetcho, J. R., McLean, D. L. Some principles of organization of spinal neurons underlying locomotion in zebrafish and their implications. Ann N Y Acad Sci. 1198, 94-104 (2010).
  34. Del Barrio, M. G., et al. A transcription factor code defines nine sensory interneuron subtypes in the mechanosensory area of the spinal cord. PLoS One. 8 (11), (2013).
  35. Satou, C., Kimura, Y., Hirata, H., Suster, M. L., Kawakami, K., Higashijima, S. Transgenic tools to characterize neuronal properties of discrete populations of zebrafish neurons. Development. 140 (18), 3927-3931 (2013).
  36. McLean, D. L., Fan, J., Higashijima, S., Hale, M. E., Fetcho, J. R. A topographic map of recruitment in spinal cord. Nature. 446, 71-75 (2007).
  37. McLean, D. L., Masino, M. A., Koh, I. Y., Lindquist, W. B., Fetcho, J. R. Continuous shifts in the active set of spinal interneurons during changes in locomotor speed. Nat. Neurosci. 11, 1419-1429 (2008).
  38. McLean, D. L., Fetcho, J. R. Spinal interneurons differentiate sequentially from those driving the fastest swimming movements in larval zebrafish to those driving the slowest ones. J. Neurosci. 29, 13566-13577 (2009).
  39. Ampatzis, K., Song, J., Ausborn, J., El Manira, A. Separate microcircuit modules of distinct V2a interneurons and motoneurons control the speed of locomotion. Neuron. 83, 934-943 (2014).
  40. Ljunggren, E. E., Haupt, S., Ausborn, J., Ampatzis, K., El Manira, A. Optogenetic activation of excitatory premotor interneurons is sufficient to generate coordinated locomotor activity in larval zebrafish. J. Neurosci. 34, 134-139 (2014).
  41. Menelaou, E., VanDunk, C., McLean, D. L. Differences in the morphology of spinal V2a neurons reflect their recruitment order during swimming in larval zebrafish. J Comp Neurol. 522, 1232-1248 (2014).
  42. Hubbard, J. M., et al. Intraspinal Sensory Neurons Provide Powerful Inhibition to Motor Circuits Ensuring Postural Control during Locomotion. Curr Biol. 26 (21), 2841-2853 (2016).
  43. Song, J., Ampatzis, K., Björnfors, E. R., El Manira, A. Motor neurons control locomotor circuit function retrogradely via gap junctions. Nature. 529 (7586), 399-402 (2016).
  44. Lamborghini, J. E. Rohon-beard cells and other large neurons in Xenopus embryos originate during gastrulation. J. Comp. Neurol. 189, 323-333 (1980).
  45. Myers, P. Z., Eisen, J. S., Westerfield, M. Development and axonal outgrowth of identified motoneurons in the zebrafish. J Neurosci. 6, 2278-2289 (1986).
  46. Kimmel, C. B., Westerfield, M., Edelman, G. M., Gall, W. E., Cowan, W. M. Primary neurons of the zebrafish. Signals and Sense: Local and Global Order in Perceptual Maps. , 561-588 (1990).
  47. Metcalfe, W. K., Myers, P. Z., Trevarrow, B., Bass, M. B., Kimmel, C. B. Primary neurons that express the L2/HNK-1 carbohydrate during early development in the zebrafish. Development. 110 (2), 491-504 (1990).
  48. Rossi, C. C., Kaji, T., Artinger, K. B. Transcriptional control of Rohon-Beard sensory neuron development at the neural plate border. Dev Dyn. 238, 931-943 (2009).
  49. Lewis, K. E., Eisen, J. S. From cells to circuits: development of the zebrafish spinal cord. Progress in Neurobiology. 69 (6), 419-449 (2003).
  50. Reimer, M. M., et al. Dopamine from the brain promotes spinal motor neuron generation during development and adult regeneration. Dev Cell. 25 (5), 478-491 (2013).
  51. Lambert, A. M., Bonkowsky, J. L., Masino, M. A. The conserved dopaminergic diencephalospinal tract mediates vertebrate locomotor development in zebrafish larvae. J Neurosci. 32 (39), 13488-13500 (2012).
  52. Westerfield, M. . The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (1995).
  53. Oesterle, A. . Pipette Cookbook 2015 P-97 & P-1000 Micropipette pullers. , (2015).
  54. Spitzer, N. C. The ionic basis of the resting potential and a slow depolarizing response in Rohon-Beard neurons of Xenopus tadpoles. J Physiol. 255 (1), 105-135 (1976).
  55. Higashijima, S., Hotta, Y., Okamoto, H. Visualization of cranial motor neurons in live transgenic zebrafish expressing green fluorescent protein under the control of the islet-1 promoter/enhancer. J Neurosci. 20, 206-218 (2000).
  56. Blader, P., Plessy, C., Strahle, U. Multiple regulatory elements with spatially and temporally distinct activities control neurogenin1 expression in primary neurons of the zebrafish embryo. Mech Dev. 120, 211-218 (2003).
  57. Palanca, A. M., et al. New transgenic reporters identify somatosensory neuron subtypes in larval zebrafish. Dev Neurobiol. 73, 152-167 (2013).
  58. Flanagan-Street, H., Fox, M. A., Meyer, D., Sanes, J. R. Neuromuscular synapses can form in vivo by incorporation of initially aneural postsynaptic specializations. Development. 132, 4471-4481 (2005).
  59. Arkhipova, V., Wendik, B., Devos, N., Ek, O., Peers, B., Meyer, D. Characterization and regulation of the hb9/mnx1 beta-cell progenitor specific enhancer in zebrafish. Dev Biol. 365, 290-302 (2012).
  60. Balciunas, D., Davidson, A. E., Sivasubbu, S., Hermanson, S. B., Welle, Z., Ekker, S. C. Enhancer trapping in zebrafish using the Sleeping Beauty transposon. BMC Genomics. 5 (1), 62 (2004).
  61. Meng, A., Tang, H., Ong, B. A., Farrell, M. J., Lin, S. Promoter analysis in living zebrafish embryos identifies a cis-acting motif required for neuronal expression of GATA-2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94, 6267-6272 (1997).
  62. Menelaou, E., McLean, D. L. A gradient in endogenous rhythmicity and oscillatory drive matches recruitment order in an axial motor pool. J Neurosci. 32, 10925-10939 (2012).
  63. Rohrbough, J., Pinto, S., Mihalek, R. M., Tully, T., Broadie, K. latheo, a Drosophila gene involved in learning, regulates functional synaptic plasticity. Neuron. 23 (1), 55-70 (1999).
  64. McKeown, K. A., Moreno, R., Hall, V. L., Ribera, A. B., Downes, G. B. Disruption of Eaat2b, a glutamate transporter, results in abnormal motor behaviors in developing zebrafish. Dev Biol. 362 (2), 162-171 (2012).
  65. Carmean, V., et al. pigk mutation underlies macho behavior and affects Rohon-Beard cell excitability. J Neurophysiol. 114 (2), 1146-1157 (2015).
check_url/pt/55507?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Moreno, R. L., Josey, M., Ribera, A. B. Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons. J. Vis. Exp. (122), e55507, doi:10.3791/55507 (2017).

View Video