zebrafish<em> सीटू</em> रीढ़ की हड्डी रीढ़ की हड्डी में संवेदी और मोटर न्यूरॉन्स से electrophysiological रिकॉर्डिंग के लिए तैयारी
Summary
यह पांडुलिपि zebrafish भ्रूण और लार्वा के रीढ़ की हड्डी में न्यूरॉन्स से electrophysiological रिकॉर्डिंग के लिए तरीके का वर्णन है। तैयारी सीटू न्यूरॉन्स को बनाए रखता है और अक्सर कम से कम विच्छेदन शामिल है। इन विधियों जल्दी लार्वा चरणों के माध्यम से प्रारंभिक विद्युत उत्तेजना अधिग्रहण से, रीढ़ की हड्डी न्यूरॉन्स की एक किस्म के electrophysiological अध्ययन के लिए अनुमति देते हैं।
Abstract
Zebrafish, पहले एक विकासात्मक मॉडल के रूप में पेश किया, कई अन्य क्षेत्रों में लोकप्रियता हासिल की है। तेजी से विकसित जीवों की बड़ी मात्रा के पालन में आसानी, भ्रूण ऑप्टिकल स्पष्टता के साथ संयुक्त, इस मॉडल की प्रारंभिक सम्मोहक विशेषताओं के रूप में कार्य किया। पिछले दो दशकों में, इस मॉडल की सफलता आगे बड़े पैमाने पर म्युटाजेनेसिस स्क्रीन करने के लिए अपने ज़िम्मा द्वारा और transgenesis में आसानी द्वारा चालित किया गया है। अभी हाल ही में जीन-संपादन दृष्टिकोण मॉडल की शक्ति विस्तार किया है।
neurodevelopmental अध्ययन के लिए, zebrafish भ्रूण और लार्वा एक मॉडल है जो करने के लिए कई तरीकों लागू किया जा सकता हैं। यहाँ, हम तरीकों कि न्यूरॉन्स, विद्युत उत्तेजना का एक अनिवार्य संपत्ति के अध्ययन के लिए अनुमति देने पर ध्यान केंद्रित। zebrafish रीढ़ की हड्डी में न्यूरॉन्स की electrophysiological अध्ययन के लिए हमारी तैयारी पशुचिकित्सा टांका गोंद के उपयोग के एक रिकॉर्डिंग कक्ष के तैयारी सुरक्षित करने के लिए शामिल है। रिकॉर्डिंग के लिए वैकल्पिक तरीकोंzebrafish भ्रूण और लार्वा से एक ठीक टंगस्टन पिन 1, 2, 3, 4, 5 का उपयोग कर सदन के लिए तैयारी की कुर्की शामिल है। एक टंगस्टन पिन सबसे अधिक बार हालांकि यह लार्वा पृष्ठीय साइड 4 माउंट करने के लिए इस्तेमाल किया गया है, एक पार्श्व अभिविन्यास में तैयारी माउंट करने के लिए प्रयोग किया जाता है। टांका गोंद दोनों झुकाव में भ्रूण और लार्वा माउंट करने के लिए इस्तेमाल किया गया है। गोंद का उपयोग करना, एक न्यूनतम विच्छेदन एक एंजाइमी उपचार के उपयोग के बिना रीढ़ की हड्डी में न्यूरॉन्स के लिए पहुंच की अनुमति देते हैं, जिससे किसी भी परिणामी क्षति से बचने के किया जा सकता है,। हालांकि, लार्वा के लिए, यह आवश्यक रीढ़ की हड्डी के आसपास के मांसपेशियों के ऊतकों को हटाने के लिए एक संक्षिप्त एंजाइम उपचार लागू करने के लिए है। तरीकों यहाँ वर्णित कई developmentà पर मोटर न्यूरॉन्स, इन्तेर्नयूरोंस, और संवेदी न्यूरॉन्स के आंतरिक बिजली के गुणों का अध्ययन करने के लिए इस्तेमाल किया गया हैएल चरण 6, 7, 8, 9।
Introduction
जॉर्ज स्ट्रीइसिंजर Danio rerio का उपयोग करते हैं, आमतौर पर zebrafish के रूप में जाना का बीड़ा उठाया है, हड्डीवाला विकास 10 में आनुवांशिक विश्लेषण के लिए एक मॉडल प्रणाली के रूप में। मॉडल सहित कई लाभ प्रदान करता: (1) अपेक्षाकृत सरल और सस्ती पशुपालन; (2) बाह्य निषेचन, जल्द से जल्द विकास के चरणों से भ्रूण के लिए आसान पहुँच की अनुमति देता है; और (3) एक पारदर्शी भ्रूण, की कोशिकाओं, ऊतकों और अंगों प्रत्यक्ष और दोहराया टिप्पणियों की अनुमति के रूप में वे के रूप में।
आगामी दशकों में, कई अग्रिम आगे zebrafish मॉडल की शक्ति में वृद्धि हुई। विशेष रूप से, आगे आनुवंशिक स्क्रीन और पूरे जीनोम अनुक्रमण प्रयासों कई विकास प्रक्रियाओं 11, 12, 13, 14 के लिए म्यूटेशन और महत्वपूर्ण जीनों की पहचान करने में महत्वपूर्ण भूमिका निभाई,"> 15, 16। गेटवे क्लोनिंग तरीकों में सहायता दी है ट्रांसजेनिक की दिनचर्या आवेदन दृष्टिकोण 17, 18। जीनोम संपादन में हाल के अग्रिमों प्रतिलेखन उत्प्रेरक की तरह (TALENS) द्वारा उदाहरण और क्लस्टर नियमित रूप से interspaced कम मुरजबंध संबंधी दोहराता (CRISPR) -Cas9 न्युक्लिअसिज़, परिवर्तन के लक्षित परिचय के लिए अनुमति देते हैं, साथ ही साथ नॉक-आउट और दस्तक में 19 दृष्टिकोण, 20, 21, 22। संयुक्त, इन तरीकों zebrafish विशिष्ट व्यवहार और कई मानव रोगों अंतर्निहित आनुवंशिक तंत्र के अध्ययन के लिए एक शक्तिशाली मॉडल बनाने 23, 24, 25, 26, 27।
इस काम को विकसित करने पर केंद्रित हैमानसिक विनियमन और neuronal विकास में विद्युत गतिविधि की भूमिका। फोकस रीढ़ की हड्डी है, जिसके लिए zebrafish मॉडल कई लाभ प्रदान करता है पर है। सबसे पहले, यह भ्रूण और लार्वा चरणों में zebrafish तक पहुँचने के लिए अपेक्षाकृत आसान है; इसलिए, एक विकास के चरणों कम न्यूरॉन्स और सरल circuitry 28, 29 है कि के दौरान रीढ़ की हड्डी समारोह अध्ययन कर सकते हैं। इसके अलावा, zebrafish रीढ़ की हड्डी के रूप में प्रतिलेखन की विशेषता और विशिष्ठ पैटर्न द्वारा प्रदर्शन कारकों 30, 31, 32, 33, 34, 35, न्यूरॉन्स, अन्य रीढ़ के समान की एक विविध सेट है।
zebrafish में अध्ययन के बहुमत है कि तंत्र है कि रीढ़ की हड्डी सर्किट के समारोह आबाद को उजागर करने के उद्देश्य से, विशेष रूप सेजो कि हरकत का समर्थन है, जाहिर है लार्वा चरणों 36, 37, 38, 39, 40, 41, 42, 43 पर ध्यान केंद्रित कर रहे हैं। हालांकि, न्यूरॉन्स कि रीढ़ की हड्डी लोकोमोटिव नेटवर्क के रूप में के कई जल्दी भ्रूण चरणों में उनके भेदभाव आरंभ किया है, ~ 9-10 घंटे के बाद निषेचन (HPF) 44, 45, 46, 47, 48, 49, 50, 51। इसे देखते हुए, कैसे समझ रीढ़ की हड्डी में न्यूरॉन्स की रूपात्मक और बिजली के गुणों पैदा होती है और भ्रूण और लार्वा चरणों के बीच परिवर्तन एक overa के लिए महत्वपूर्ण हैहरकत सर्किट गठन और समारोह के डालूँगा समझ।
विच्छेदन यहाँ वर्णित तरीकों रीढ़ की हड्डी में न्यूरॉन्स से पैच क्लैंप रिकॉर्डिंग की अनुमति है और सफलतापूर्वक भ्रूण चरणों (~ 17-48 HPF) और लार्वा चरणों (~ 3-7 दिनों के बाद निषेचन [DPF]) में लागू किया गया है। यह दृष्टिकोण ब्याज की न्यूरॉन्स के लिए पहुँच प्रदान करने के लिए आवश्यक विच्छेदन की मात्रा को सीमित। प्रोटोकॉल है कि पशु चिकित्सक टांका गोंद में zebrafish रीढ़ की हड्डी में न्यूरॉन्स से रिकॉर्डिंग प्रयोग किया जाता है, न कि एक ठीक टंगस्टन पिन से, रिकॉर्डिंग कक्ष के भ्रूण या लार्वा संलग्न करने के लिए अन्य तरीकों प्रकाशित के बहुमत से अलग है। दो अलग-अलग दृष्टिकोण की उपलब्धता (यानी, टांका गोंद बनाम टंगस्टन पिन) electrophysiological विश्लेषण के लिए zebrafish भ्रूण या लार्वा बढ़ते के लिए वैकल्पिक विकल्पों के साथ शोधकर्ताओं ने अपने विशिष्ट प्रयोगात्मक लक्ष्यों को प्राप्त करने देता है।
सबसे पहले, तक पहुँचने और एक पॉप से रिकॉर्डिंग के लिए प्रक्रियाओं प्राथमिक संवेदी न्यूरॉन्स की ulation, Rohon-दाढ़ी कोशिकाओं, वर्णित हैं। इन न्यूरॉन्स की सेल शरीर पृष्ठीय रीढ़ की हड्डी के भीतर झूठ बोलते हैं। Rohon-दाढ़ी कोशिकाओं, कई हड्डीवाला प्रजातियों में मौजूद विकास में जल्दी अंतर, और भ्रूण स्पर्श प्रतिक्रिया 6, 44, 47, 48 आबाद।
दूसरा, तक पहुँचने और रीढ़ की हड्डी में मोटर न्यूरॉन्स से रिकॉर्डिंग के लिए प्रक्रियाओं विस्तृत कर रहे हैं। Zebrafish रीढ़ की मोटर न्यूरॉन्स न्यूरोजेनेसिस के दो तरंगों के दौरान उत्पन्न होती हैं। पहले जन्मे प्राथमिक मोटर न्यूरॉन्स, gastrulation (~ 9-16 HPF) के अंत में उत्पन्न होती हैं केवल 3-4 प्राथमिक मोटर hemisegment 45, 46, 49 प्रति वर्तमान न्यूरॉन्स के साथ। इसके विपरीत, माध्यमिक मोटर न्यूरॉन्स के बाद में जन्मीं जनसँख्या अधिक संख्या में है और एक लम्बी अवधि के दौरान पैदा होती है, ~ 14 HPF पर शुरू होने वालेएफई "> 45, 50। मध्य ट्रंक क्षेत्रों में माध्यमिक मोटर न्यूरॉन उत्पत्ति ज्यादातर 51 hpf 50 तक पूरा कर लिया गया है। माध्यमिक मोटर न्यूरॉन्स उल्वों में मोटर न्यूरॉन्स के समकक्ष माना जाता है 46। दिलचस्प बात यह है supraspinal न्यूरॉन्स, डोपामाइन के माध्यम से, हरकत को विनियमित प्राथमिक और माध्यमिक मोटर न्यूरॉन्स लार्वा और भ्रूण में माध्यमिक मोटर न्यूरॉन उत्पत्ति और युवा लार्वा 50, 51 में। प्रत्येक कई अलग अलग उपप्रकार प्रत्येक प्राथमिक मोटर न्यूरॉन उप प्रकार परियोजनाओं एक परिधीय अक्षतंतु कि एक विशेषता पेशी समूह innervates, एक टकसाली में जिसके परिणामस्वरूप शामिल।, axonal पथ की पहचान। आम तौर पर, माध्यमिक मोटर न्यूरॉन्स axonal रास्ते पहले से प्राथमिक मोटर न्यूरॉन्स द्वारा स्थापित किया गया, axonal प्रक्षेप पथ के संबंध में पालन करें। इस प्रकार, प्राथमिक और माध्यमिक मोटर न्यूरॉन्स अपवाद के साथ, इसी तरह के हैं कि axonal मोटाई और somata आकार एकप्राथमिक मोटर न्यूरॉन्स 45 के लिए अधिक से अधिक कर रहे हैं।
तीसरा, इन्तेर्नयूरोंस के कुछ प्रकार से रिकॉर्डिंग के लिए तरीकों पर चर्चा कर रहे हैं। हालांकि, इन मामलों में, अन्य रीढ़ की हड्डी की कोशिकाओं को हटाने की एक सीमित मात्रा में आवश्यकता होती है, और इस तरह रीढ़ की हड्डी Rohon-दाढ़ी कोशिकाओं या मोटर न्यूरॉन्स से रिकॉर्डिंग के लिए कम से कम बरकरार है।
Protocol
Representative Results
Discussion
तरीकों यहाँ वर्णित रीढ़ की हड्डी के कम से कम विच्छेदन के बाद zebrafish भ्रूण के संवेदी और मोटर न्यूरॉन्स की बिजली और रूपात्मक लक्षण वर्णन के लिए अनुमति देते हैं। न्यूरॉन्स कम से कम 1 घंटे, समय सीमा इन रिकॉर्डि…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
इस काम एनआईएच (F32 NS059120 RLM और R01NS25217 और P30NS048154 को ABR को) से अनुदान द्वारा समर्थित किया गया।
Materials
| Vacuum filter/Storage bottle, 0.22 mm pore | Corning | 431096 | ||
| Syringe filter 0.2 mm | Whatman | 6780-2502 | ||
| Tricaine | Sigma | A-5040 | Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt | |
| a-bugarotoxin | Tocris | 11032-79-4 | ||
| Tetrodotoxin | Tocris | 4368-28-9 | ||
| Alexa-549 hydrazine salt | Molecular Probes | A-10438 | fluorescent dye | |
| Spin-X centrifuge tube filter | Corning | 8161 | ||
| Glass microscope slide | Fisher | 12-550C | ||
| Sylgard silicone elastomer kit | Dow Corning | 184 | silicone elastomer | |
| Petri dishes | Falcon | 351029 | ||
| Borosilicate glass capillaries | Harvard Apparatus | 30-0038 | inner and outer diameters of 0.78 and 1.0 mm (thin walled glass capillaries) | |
| Borosilicate glass capillaries | Drummond Scientific | 1-000-1000-100 | inner and outer diameters of 1.13 and 1.55 mm (thick walled glass capillaries) | |
| Miniature barbed polypropylene fitting | Cole-Palmer | 6365-90 | ||
| Vetbond tissue adhesive | 3M | 1469SB | ||
| Collagenase XI | Sigma | C7657 | ||
| Microelectrode puller | Sutter Instruments | Model P-97 | ||
| Amplifier | Molecular Devices | Axopatch 200B | ||
| Head stage | Molecular Devices | CV203BU | ||
| Motorized micromanipulator | Sutter Instruments | MP-285 | ||
| Tygon tubing | Fisher | 14-169-1B | ID 1/16 IN, OD 1/8 IN and WALL 1/32 IN (flexible laboratory tubing) | |
| Electrode holder | Molecular Devices | 1-HC-U | ||
| Pharmaseal Three-Way Stopcocks | Baxter | K75 | ||
| Digitizer | Axon Instruments | Digidata 1440A | ||
| Inverted microscope | Zeiss | Axioskop2 FS plus | ||
| 40x/0.80w Achroplan objective | Zeiss | |||
| Data acquisition and analysis software | Axon Instruments | PClamp 10 – Clampex and Clampfit | ||
| Micropipette puller | Sutter Instruments | Model P-97 | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments | |
| Dissection and Recording Solutions(in mM) | ||||
| All solutions, except the intracellular, are stable for ~ 2 – 3 months when filtered (0.22 mm filter cups) and stored at room temperature (RT). | ||||
| The intracellular solution is filtered (0.2 mm syringe filters) and stored frozen (-20°C) in small aliquots that are individually thawed on the day of use. | ||||
| Dissection/Ringer’s solution | 145 NaCl, 3 KCl, 1.8 CaCl2.2H2O, 10 HEPES; pH 7.4 (with NaOH) | |||
| Pipette (intracellular) recording solution | 135 KCl, 10 EGTA-acid, 10 HEPES; pH 7.4 (with KOH). | |||
| Bath (extracellular) recording solution/voltage and current-clamp | 125 NaCl, 2 KCl, 10 CaCl2.2H2O, 5 HEPES; pH 7.4 (with NaOH). | |||
| Alexa-594 hydrazine salt stock solution. | Prepare a 13.2 mM stock in ddH2O, aliquot (~ 100 µl) and store at -20°C. For use, dilute the stock solutiond 132 fold with pipette solution to a final concentration of 100 mM. After dilution, filter the Alexa-594 containing pipette solution with a centrifuge tube filter. | |||
| Name | Company | Catalog Number | Comments | |
| Immobilizing agents | ||||
| 0.4 % ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine) | Prepare a 0.4% stock solution in 0.2M Tris, pH9 (0.4 g Tricaine/100 ml 0.2 M Tris | |||
| Adjust pH to 7 with NaOH and store at -20°C. | ||||
| For use, dilute the stock solution ~ 25 fold in embryo media | ||||
| 250 μM α-bungarotoxin | Prepare a 250 μM stock in ddH2O (1 mg/500 μl), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C. | |||
| For use, dilute 2,500-fold with extracellular solution to a final concentration of 100 nM. | ||||
| 1 mM Tetrodotoxin | Prepare a 1 mM stock in ddH2O (1 mg/3 ml), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C. | |||
| For use, dilute 2,000-fold with extracellular solution to a final concentration of 500 nM. | ||||
Referências
- Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish. J Neurosci Methods. 88 (1), 1-13 (1999).
- Drapeau, P., Saint-Amant, L., Buss, R. R., Chong, M., McDearmid, J. R., Brustein, E. Development of the locomotor network in zebrafish. Prog Neurobiol. 68 (2), 85-111 (2002).
- Saint-Amant, L., Drapeau, P. Whole cell patch-clamp recordings from identified spinal neurons in the zebrafish embryo. Methods Cell Sci. 25, 59-64 (2003).
- Masino, M. A., Fetcho, J. R. Fictive Swimming Motor Patterns in Wild Type and Mutant Larval Zebrafish. J Neurophysiol. 93 (6), 3177-3188 (2005).
- Wen, H., Brehm, P. Paired motor neuron-muscle recordings in zebrafish test the receptor blockade model for shaping synaptic current. J Neurosci. 25 (35), 8104-8111 (2005).
- Ribera, A. B., Nüsslein-Volhard, C. Zebrafish Touch-Insensitive Mutants Reveal an Essential Role for the Developmental Regulation of Sodium Current. J Neurosci. 18, 9181-9191 (1998).
- Pineda, R. H., Heiser, R. A., Ribera, A. B. Developmental, molecular, and genetic dissection of INa in vivo in embryonic zebrafish sensory neurons. J Neurophysiol. 93, 3582-3593 (2005).
- Moreno, R. L., Ribera, A. B. Zebrafish motor neuron subtypes differ electrically prior to axonal outgrowth. J Neurophysiol. 102, 2477-2484 (2009).
- Moreno, R. L., Ribera, A. B. Spinal neurons require Islet1 for subtype-specific differentiation of electrical excitability. Neural Dev. 9 (1), 19 (2014).
- Streisinger, G., Walker, C., Dower, N., Knauber, D., Singer, F. Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio). Nature. 291 (5813), 293-296 (1981).
- Driever, W., et al. A genetic screen for mutations affecting embryogenesis in zebrafish. Development. 123, 37-46 (1996).
- Haffter, P., et al. The identification of genes with unique and essential functions in the development of the zebrafish, Danio rerio. Development. 123, 1-36 (1996).
- Vogel, G. Genomics: Sanger will sequence zebrafish genome. Science. 290 (5497), 1671 (2000).
- Patton, E. E., Zon, L. I. The art and design of genetic screens: zebrafish. Nature Reviews Genetics. 2 (12), 956-966 (2001).
- Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21 (1), 48-64 (2011).
- Yates, A., et al. Ensembl. Nucleic Acids Res. 44 (D1), D710-D716 (2016).
- Kawakami, K. Transgenesis and gene trap methods in zebrafish by using the Tol2 transposable element. Methods Cell Biol. 77, 201-222 (2004).
- Kwan, K. M., et al. The Tol2kit: a multisite gateway-based construction kit for Tol2 transposon transgenesis constructs. Dev Dyn. 236 (11), 3088-3099 (2007).
- Huang, P., Xiao, A., Zhou, M., Zhu, Z., Lin, S., Zhang, B. Heritable gene targeting in zebrafish using customized TALENs. Nat Biotechnol. 29, 699-700 (2011).
- Sander, J. D., et al. Targeted gene disruption in somatic zebrafish cells using engineered TALENs. Nat Biotechnol. 29 (8), 697-698 (2011).
- Chang, N., et al. Genome editing with RNA-guided Cas9 nuclease in zebrafish embryos. Cell Res. 23 (4), 465-472 (2013).
- Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
- Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nature Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).
- Levin, E. D., Cerutti, D. T., Buccafusco, J. J. Behavioral neuroscience of zebrafish. Methods of behavior analysis in neuroscience. , (2009).
- Stewart, A., Gaikwad, S., Kyzar, E., Green, J., Roth, A., Kalueff, A. Modeling anxiety using adult zebrafish: A conceptual review. Neuropharmacology. 62, 135-143 (2012).
- Mushtaq, M. Y., Verpoorte, R., Kim, H. K. Zebrafish as a model for systems biology. Biotechnol Genet Eng Rev. 29 (2), 187-205 (2013).
- Phillips, J. B., Westerfield, M. Zebrafish models in translational research: tipping the scales toward advancements in human health. Dis Model Mech. 7 (7), 739-743 (2014).
- Weis, J. S. Analysis of the development of nervous system of the zebrafish, Brachydanio rerio. I. The normal morphology and development of the spinal cord and ganglia of the zebrafish. J Embryol Exp Morphol. 19 (2), 109-119 (1968).
- Bernhardt, R. R., Chitnis, A. B., Lindamer, L., Kuwada, J. Y. Identification of spinal neurons in the embryonic and larval zebrafish. J Comp Neurol. 302 (3), 603-616 (1990).
- Tsuchida, T., et al. Topographic organization of embryonic motor neurons defined by expression of LIM homeobox genes. Cell. 79 (6), 957-970 (1994).
- Guillemot, F. Spatial and temporal specification of neural fates by transcription factor codes. Development. 134, 3771-3780 (2007).
- Goulding, M. Circuits controlling vertebrate locomotion: Moving in a new direction. Nat Rev Neurosci. 10, 507-518 (2009).
- Fetcho, J. R., McLean, D. L. Some principles of organization of spinal neurons underlying locomotion in zebrafish and their implications. Ann N Y Acad Sci. 1198, 94-104 (2010).
- Del Barrio, M. G., et al. A transcription factor code defines nine sensory interneuron subtypes in the mechanosensory area of the spinal cord. PLoS One. 8 (11), (2013).
- Satou, C., Kimura, Y., Hirata, H., Suster, M. L., Kawakami, K., Higashijima, S. Transgenic tools to characterize neuronal properties of discrete populations of zebrafish neurons. Development. 140 (18), 3927-3931 (2013).
- McLean, D. L., Fan, J., Higashijima, S., Hale, M. E., Fetcho, J. R. A topographic map of recruitment in spinal cord. Nature. 446, 71-75 (2007).
- McLean, D. L., Masino, M. A., Koh, I. Y., Lindquist, W. B., Fetcho, J. R. Continuous shifts in the active set of spinal interneurons during changes in locomotor speed. Nat. Neurosci. 11, 1419-1429 (2008).
- McLean, D. L., Fetcho, J. R. Spinal interneurons differentiate sequentially from those driving the fastest swimming movements in larval zebrafish to those driving the slowest ones. J. Neurosci. 29, 13566-13577 (2009).
- Ampatzis, K., Song, J., Ausborn, J., El Manira, A. Separate microcircuit modules of distinct V2a interneurons and motoneurons control the speed of locomotion. Neuron. 83, 934-943 (2014).
- Ljunggren, E. E., Haupt, S., Ausborn, J., Ampatzis, K., El Manira, A. Optogenetic activation of excitatory premotor interneurons is sufficient to generate coordinated locomotor activity in larval zebrafish. J. Neurosci. 34, 134-139 (2014).
- Menelaou, E., VanDunk, C., McLean, D. L. Differences in the morphology of spinal V2a neurons reflect their recruitment order during swimming in larval zebrafish. J Comp Neurol. 522, 1232-1248 (2014).
- Hubbard, J. M., et al. Intraspinal Sensory Neurons Provide Powerful Inhibition to Motor Circuits Ensuring Postural Control during Locomotion. Curr Biol. 26 (21), 2841-2853 (2016).
- Song, J., Ampatzis, K., Björnfors, E. R., El Manira, A. Motor neurons control locomotor circuit function retrogradely via gap junctions. Nature. 529 (7586), 399-402 (2016).
- Lamborghini, J. E. Rohon-beard cells and other large neurons in Xenopus embryos originate during gastrulation. J. Comp. Neurol. 189, 323-333 (1980).
- Myers, P. Z., Eisen, J. S., Westerfield, M. Development and axonal outgrowth of identified motoneurons in the zebrafish. J Neurosci. 6, 2278-2289 (1986).
- Kimmel, C. B., Westerfield, M., Edelman, G. M., Gall, W. E., Cowan, W. M. Primary neurons of the zebrafish. Signals and Sense: Local and Global Order in Perceptual Maps. , 561-588 (1990).
- Metcalfe, W. K., Myers, P. Z., Trevarrow, B., Bass, M. B., Kimmel, C. B. Primary neurons that express the L2/HNK-1 carbohydrate during early development in the zebrafish. Development. 110 (2), 491-504 (1990).
- Rossi, C. C., Kaji, T., Artinger, K. B. Transcriptional control of Rohon-Beard sensory neuron development at the neural plate border. Dev Dyn. 238, 931-943 (2009).
- Lewis, K. E., Eisen, J. S. From cells to circuits: development of the zebrafish spinal cord. Progress in Neurobiology. 69 (6), 419-449 (2003).
- Reimer, M. M., et al. Dopamine from the brain promotes spinal motor neuron generation during development and adult regeneration. Dev Cell. 25 (5), 478-491 (2013).
- Lambert, A. M., Bonkowsky, J. L., Masino, M. A. The conserved dopaminergic diencephalospinal tract mediates vertebrate locomotor development in zebrafish larvae. J Neurosci. 32 (39), 13488-13500 (2012).
- Westerfield, M. . The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (1995).
- Oesterle, A. . Pipette Cookbook 2015 P-97 & P-1000 Micropipette pullers. , (2015).
- Spitzer, N. C. The ionic basis of the resting potential and a slow depolarizing response in Rohon-Beard neurons of Xenopus tadpoles. J Physiol. 255 (1), 105-135 (1976).
- Higashijima, S., Hotta, Y., Okamoto, H. Visualization of cranial motor neurons in live transgenic zebrafish expressing green fluorescent protein under the control of the islet-1 promoter/enhancer. J Neurosci. 20, 206-218 (2000).
- Blader, P., Plessy, C., Strahle, U. Multiple regulatory elements with spatially and temporally distinct activities control neurogenin1 expression in primary neurons of the zebrafish embryo. Mech Dev. 120, 211-218 (2003).
- Palanca, A. M., et al. New transgenic reporters identify somatosensory neuron subtypes in larval zebrafish. Dev Neurobiol. 73, 152-167 (2013).
- Flanagan-Street, H., Fox, M. A., Meyer, D., Sanes, J. R. Neuromuscular synapses can form in vivo by incorporation of initially aneural postsynaptic specializations. Development. 132, 4471-4481 (2005).
- Arkhipova, V., Wendik, B., Devos, N., Ek, O., Peers, B., Meyer, D. Characterization and regulation of the hb9/mnx1 beta-cell progenitor specific enhancer in zebrafish. Dev Biol. 365, 290-302 (2012).
- Balciunas, D., Davidson, A. E., Sivasubbu, S., Hermanson, S. B., Welle, Z., Ekker, S. C. Enhancer trapping in zebrafish using the Sleeping Beauty transposon. BMC Genomics. 5 (1), 62 (2004).
- Meng, A., Tang, H., Ong, B. A., Farrell, M. J., Lin, S. Promoter analysis in living zebrafish embryos identifies a cis-acting motif required for neuronal expression of GATA-2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94, 6267-6272 (1997).
- Menelaou, E., McLean, D. L. A gradient in endogenous rhythmicity and oscillatory drive matches recruitment order in an axial motor pool. J Neurosci. 32, 10925-10939 (2012).
- Rohrbough, J., Pinto, S., Mihalek, R. M., Tully, T., Broadie, K. latheo, a Drosophila gene involved in learning, regulates functional synaptic plasticity. Neuron. 23 (1), 55-70 (1999).
- McKeown, K. A., Moreno, R., Hall, V. L., Ribera, A. B., Downes, G. B. Disruption of Eaat2b, a glutamate transporter, results in abnormal motor behaviors in developing zebrafish. Dev Biol. 362 (2), 162-171 (2012).
- Carmean, V., et al. pigk mutation underlies macho behavior and affects Rohon-Beard cell excitability. J Neurophysiol. 114 (2), 1146-1157 (2015).
