Summary

poisson zèbre<em> In Situ</em> Préparation à la moelle épinière électrophysiologiques Les enregistrements de la colonne vertébrale et sensorielle motoneurones

Published: April 18, 2017
doi:

Summary

Ce manuscrit décrit les méthodes pour les enregistrements électrophysiologiques de neurones spinaux des embryons de poisson zèbre et les larves. La préparation maintient les neurones in situ et implique souvent la dissection minimum. Ces méthodes permettent l'étude électrophysiologique d'une variété de neurones de la colonne vertébrale, de l'acquisition de l'excitabilité électrique initiale dans les premiers stades larvaires.

Abstract

Le poisson zèbre, d'abord présenté comme un modèle de développement, ont gagné en popularité dans de nombreux autres domaines. La facilité d'élevage un grand nombre d'organismes en développement rapide, combinée à la clarté optique embryonnaire, a servi de premiers attributs convaincants de ce modèle. Au cours des deux dernières décennies, le succès de ce modèle a été propulsé par son plus amenability aux écrans de mutagenèse à grande échelle et par la facilité de transgénèse. Plus récemment, les approches d'édition génétique ont étendu la puissance du modèle.

Pour les études neurodéveloppementaux, l'embryon de poisson zèbre et larve fournissent un modèle auquel plusieurs méthodes peuvent être appliquées. Ici, nous nous concentrons sur les méthodes qui permettent l'étude d'une propriété essentielle des neurones, excitabilité électrique. Notre préparation pour l'étude électrophysiologique des neurones spinaux de poisson zèbre implique l'utilisation de colle de suture vétérinaire pour garantir la préparation à une chambre d'enregistrement. Des méthodes alternatives pour l'enregistrementà partir d' embryons de poisson zèbre et les larves impliquent la fixation de la préparation à la chambre à l' aide d' une amende broche de tungstène 1, 2, 3, 4, 5. Une broche de tungstène est le plus souvent utilisé pour monter la préparation dans une orientation latérale, même si elle a été utilisée pour monter des larves face dorsale jusqu'à 4. La colle de suture a été utilisé pour monter des embryons et des larves dans les deux orientations. Utilisation de la colle, une dissection minimale peut être effectuée, ce qui permet l'accès aux neurones spinaux sans l'utilisation d'un traitement enzymatique, ce qui évite tout dommage résultant. Cependant, pour les larves, il est nécessaire d'appliquer un bref traitement enzymatique pour enlever le tissu musculaire entourant la moelle épinière. Les méthodes décrites ici ont été utilisées pour étudier les propriétés électriques intrinsèques des neurones moteurs, interneurones et les neurones sensoriels à plusieurs developmentÃl étapes 6, 7, 8, 9.

Introduction

George Streisinger pionnier dans l'utilisation de Danio rerio, communément appelé poisson zèbre, en tant que système modèle pour l'analyse génétique du développement des vertébrés 10. Le modèle offre plusieurs avantages, notamment: (1) l'élevage relativement simple et peu coûteux; (2) la fertilisation externe, ce qui permet un accès facile aux embryons dès les premiers stades de développement; et (3) un embryon transparent, ce qui permet des observations directes et répétées de cellules, de tissus et d'organes tels qu'ils forment.

Au cours des décennies qui ont suivi, plusieurs avancées ont augmenté encore la puissance du modèle de poisson zèbre. En particulier, les écrans génétiques avant et les efforts de séquençage du génome entier ont joué un rôle clé dans l'identification des mutations et des gènes essentiels à de nombreux processus de développement 11, 12, 13, 14,« > 15, 16. Les méthodes de clonage de passerelle ont permis à l'application routine de transgénique approches 17, 18. Les progrès récents dans la modification du génome, illustré par activateur de transcription (TALENs) et en grappes courtes répétitions palindromiques régulièrement espacées (CRISPR) -Cas9 des nucleases, permettre l'introduction ciblée de mutations, ainsi que knock-out et knock-in approche 19, 20, 21, 22. Ensemble, ces méthodes font zebrafish un modèle puissant pour l'étude des mécanismes génétiques sous – jacents des comportements spécifiques et plusieurs maladies humaines 23, 24, 25, 26, 27.

Ce travail se concentre sur développerla réglementation mentale et le rôle de l'activité électrique dans le développement des neurones. L'accent est mis sur la moelle épinière, pour laquelle le modèle de poisson zèbre offre plusieurs avantages. Tout d'abord, il est relativement facile d'accès à des stades zebrafish embryonnaire et larvaire; Par conséquent, on peut étudier la fonction de la moelle épinière au cours des stades de développement qui ont moins de neurones et les circuits plus simples 28, 29. En outre, la moelle épinière poisson – zèbre comporte un ensemble diversifié de neurones, similaire à d' autres vertébrés, comme démontré par des motifs caractéristiques et distinctifs de facteurs de transcription 30, 31, 32, 33, 34, 35.

La majorité des études chez le poisson zèbre qui visent à découvrir les mécanismes qui sous-tendent la fonction des circuits de la moelle épinière, en particulierceux qui prennent en charge la locomotion, sont naturellement porté sur les stades larvaires 36, 37, 38, 39, 40, 41, 42, 43. Cependant, la plupart des neurones qui forment les réseaux de locomotive de la colonne vertébrale à leur différenciation initier les premiers stades embryonnaires, ~ 9-10 h après la fécondation (HPF) 44, 45, 46, 47, 48, 49, 50, 51. Compte tenu de cela, la compréhension de la façon dont les propriétés morphologiques et électriques des neurones de la colonne vertébrale se posent et le changement entre les stades embryonnaire et larvaire est important pour un Overacompréhension ll de la formation du circuit locomoteur et la fonction.

Les méthodes de dissection décrites ici permettent des enregistrements de patch-clamp de neurones de la colonne vertébrale et ont été appliquées avec succès à des stades embryonnaires (~ 17-48 HPF) et stades larvaires (~ 3-7 jours après fécondation [dpf]). Cette approche limite la quantité de dissection nécessaire pour permettre l'accès aux neurones d'intérêt. Le protocole diffère de la plupart des autres procédés publiés pour l'enregistrement à partir de neurones spinaux zebrafish en ce que la colle de suture vétérinaire est utilisé, au lieu d'une amende broche de tungstène, pour fixer l'embryon ou une larve de la chambre d'enregistrement. La disponibilité de deux approches différentes ( par exemple, la colle de suture par rapport à la broche de tungstène) pour le montage des embryons de poisson zèbre ou larves pour l' analyse électrophysiologique offre aux chercheurs des options alternatives pour atteindre leurs objectifs expérimentaux spécifiques.

Tout d'abord, les procédures d'accès et l'enregistrement à partir d'un pop ulation des neurones sensoriels primaires, des cellules Rohon-Barbe, sont décrits. Les corps cellulaires de ces neurones se situent dans la moelle épinière dorsale. Cellules Rohon-Barbe existent dans de nombreuses espèces de vertébrés, se différencient au début du développement, et sous – tendent la réponse tactile embryonnaire 6, 44, 47, 48.

En second lieu, les procédures d'accès et d'enregistrement des neurones moteurs spinaux sont détaillés. motoneurones spinaux Zebrafish surviennent pendant deux vagues de la neurogenèse. Les neurones moteurs primaires plus tôt nés surviennent à la fin de la gastrulation (~ 9-16 HPF), avec seulement 3-4 neurones moteurs primaire présents par hemisegment 45, 46, 49. En revanche, la population née plus tard des neurones moteurs secondaires sont plus nombreux et se pose au cours d'une période prolongée, à partir de ~ 14 HPFef "> 45, 50. genèse du neurone moteur secondaire dans des segments à mi-tronc est en grande partie rempli par 51 HPF 50. neurones moteurs secondaires sont considérés comme étant l'équivalent des neurones moteurs dans amniotes 46. Il est intéressant de neurones supraspinales, via la dopamine, régulent la locomotion dans la larve et la genèse du neurone moteur secondaire dans l'embryon et le jeune larve 50, 51. moteur primaire et secondaire neurones comprennent chacun plusieurs sous – types différents. chaque projets de sous – types de neurones moteurs primaires un axone périphérique qui innerve un groupe musculaire caractéristique, résultant en un stéréotype, l'identification trajectoire axonale. en général, les neurones moteurs secondaires suivent les voies axonales précédemment établies par les neurones moteurs primaires. Ainsi, en ce qui concerne les trajectoires des axones, les neurones moteurs primaires et secondaires sont similaires, à l'exception que l'épaisseur et la taille des axones somata unre plus grande pour les neurones moteurs primaires 45.

En troisième lieu, les méthodes pour l'enregistrement de quelques types d'interneurones sont discutés. Cependant, dans ces cas, une quantité limitée d'élimination des autres cellules de la moelle épinière est nécessaire, et donc de la moelle épinière est moins intact que pour des enregistrements à partir de cellules Rohon-Barbe ou neurones moteurs.

Protocol

Toutes les procédures d'animaux ont été approuvées par le Comité de protection des animaux institutionnel et utilisation (IACUC, Bureau du laboratoire des ressources animales, Université du Colorado Anschutz Medical Campus). 1. Zebrafish parachimie Élever et maintenir le poisson zèbre adulte (Danio rerio) à 28,5 ° C sur un 10 h cycle lumière obscurité / 14 h et avec un traitement approprié de l' eau et de l' échange 52. </…

Representative Results

Nous avons réussi à enregistrer des neurones Rohon-Barbe dans 17 HPF embryons à 7 dpf larves (figure 5A et 5B). Lorsque les cellules Rohon-Barbe ont été enregistrées, la préparation a été monté en place du côté dorsal. Un tel montage permet d'identifier sans ambiguïté des cellules Rohon-Barbe en fonction de leurs positions dorsales superficielles et grandes tailles soma. L'identification est en outre confirmé par le potentiel membr…

Discussion

Les méthodes décrites ici permettent la caractérisation électrique et morphologique des neurones sensoriels et moteurs d'embryons de poisson zèbre après dissection minimale de la moelle épinière. Neurones restent en bonne santé pendant au moins 1 h, la limite de temps imposée à ces enregistrements. Neurones ont été enregistrées en utilisant la configuration standard de cellules entières, ainsi que des patches nucléées; ce dernier procédé minimise les problèmes d'espace-clamp qui peut empêche…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par des subventions du NIH (F32 NS059120 à RLM et R01NS25217 et P30NS048154 à ABR).

Materials

Vacuum filter/Storage bottle, 0.22 mm pore Corning 431096
Syringe filter 0.2 mm Whatman 6780-2502
Tricaine Sigma A-5040 Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt 
a-bugarotoxin Tocris 11032-79-4
Tetrodotoxin Tocris 4368-28-9
Alexa-549 hydrazine salt Molecular Probes A-10438 fluorescent dye
Spin-X centrifuge tube filter Corning 8161
Glass microscope slide Fisher 12-550C
Sylgard silicone elastomer kit Dow Corning 184 silicone elastomer
Petri dishes Falcon 351029
Borosilicate glass capillaries Harvard Apparatus 30-0038 inner and outer diameters of 0.78 and 1.0 mm (thin walled glass capillaries)
Borosilicate glass capillaries Drummond Scientific 1-000-1000-100 inner and outer diameters of 1.13 and 1.55 mm (thick walled glass capillaries)
Miniature barbed polypropylene fitting  Cole-Palmer 6365-90
Vetbond tissue adhesive  3M 1469SB
Collagenase XI Sigma C7657
Microelectrode puller Sutter Instruments  Model P-97 
Amplifier Molecular Devices Axopatch 200B
Head stage Molecular Devices CV203BU
Motorized micromanipulator   Sutter Instruments MP-285
Tygon tubing Fisher 14-169-1B ID 1/16 IN, OD 1/8 IN and WALL 1/32 IN (flexible laboratory tubing)
Electrode holder Molecular Devices 1-HC-U
Pharmaseal Three-Way Stopcocks  Baxter K75
Digitizer Axon Instruments Digidata 1440A
Inverted microscope  Zeiss Axioskop2 FS plus
40x/0.80w Achroplan objective Zeiss
Data acquisition and analysis software  Axon Instruments PClamp 10 – Clampex and Clampfit 
Micropipette puller Sutter Instruments Model P-97
Name Company Catalog Number Comments
Dissection and Recording Solutions(in mM)
All solutions, except the intracellular, are stable for ~ 2 – 3 months when filtered (0.22 mm filter cups) and stored at room temperature (RT).
The intracellular solution is filtered (0.2 mm syringe filters) and stored frozen (-20°C) in small aliquots that are individually thawed on the day of use. 
Dissection/Ringer’s solution 145 NaCl, 3 KCl, 1.8 CaCl2.2H2O, 10 HEPES; pH 7.4 (with NaOH)
Pipette (intracellular) recording solution 135 KCl, 10 EGTA-acid, 10 HEPES; pH 7.4 (with KOH).
Bath (extracellular) recording solution/voltage and current-clamp 125 NaCl, 2 KCl, 10 CaCl2.2H2O, 5 HEPES; pH 7.4 (with NaOH).
Alexa-594 hydrazine salt stock solution.  Prepare a 13.2 mM stock in ddH2O, aliquot (~ 100 µl) and store at -20°C. For use, dilute the stock solutiond 132 fold with pipette solution to a final concentration of 100 mM. After dilution, filter the Alexa-594 containing pipette solution  with a centrifuge tube filter.
Name Company Catalog Number Comments
Immobilizing agents
0.4 % ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine) Prepare a 0.4% stock solution in 0.2M Tris, pH9 (0.4 g Tricaine/100 ml 0.2 M Tris
Adjust pH to 7 with NaOH and store at -20°C.
For use, dilute the stock solution ~ 25 fold in embryo media
250 μM α-bungarotoxin Prepare a 250 μM stock in ddH2O (1 mg/500 μl), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C.
For use, dilute 2,500-fold with extracellular solution to a final concentration of 100 nM.
1 mM Tetrodotoxin Prepare a 1 mM stock in ddH2O (1 mg/3 ml), prepare 100 µl aliquots, and sotre at -20°C.
For use, dilute 2,000-fold with extracellular solution to a final concentration of 500 nM.

Referências

  1. Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish. J Neurosci Methods. 88 (1), 1-13 (1999).
  2. Drapeau, P., Saint-Amant, L., Buss, R. R., Chong, M., McDearmid, J. R., Brustein, E. Development of the locomotor network in zebrafish. Prog Neurobiol. 68 (2), 85-111 (2002).
  3. Saint-Amant, L., Drapeau, P. Whole cell patch-clamp recordings from identified spinal neurons in the zebrafish embryo. Methods Cell Sci. 25, 59-64 (2003).
  4. Masino, M. A., Fetcho, J. R. Fictive Swimming Motor Patterns in Wild Type and Mutant Larval Zebrafish. J Neurophysiol. 93 (6), 3177-3188 (2005).
  5. Wen, H., Brehm, P. Paired motor neuron-muscle recordings in zebrafish test the receptor blockade model for shaping synaptic current. J Neurosci. 25 (35), 8104-8111 (2005).
  6. Ribera, A. B., Nüsslein-Volhard, C. Zebrafish Touch-Insensitive Mutants Reveal an Essential Role for the Developmental Regulation of Sodium Current. J Neurosci. 18, 9181-9191 (1998).
  7. Pineda, R. H., Heiser, R. A., Ribera, A. B. Developmental, molecular, and genetic dissection of INa in vivo in embryonic zebrafish sensory neurons. J Neurophysiol. 93, 3582-3593 (2005).
  8. Moreno, R. L., Ribera, A. B. Zebrafish motor neuron subtypes differ electrically prior to axonal outgrowth. J Neurophysiol. 102, 2477-2484 (2009).
  9. Moreno, R. L., Ribera, A. B. Spinal neurons require Islet1 for subtype-specific differentiation of electrical excitability. Neural Dev. 9 (1), 19 (2014).
  10. Streisinger, G., Walker, C., Dower, N., Knauber, D., Singer, F. Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio). Nature. 291 (5813), 293-296 (1981).
  11. Driever, W., et al. A genetic screen for mutations affecting embryogenesis in zebrafish. Development. 123, 37-46 (1996).
  12. Haffter, P., et al. The identification of genes with unique and essential functions in the development of the zebrafish, Danio rerio. Development. 123, 1-36 (1996).
  13. Vogel, G. Genomics: Sanger will sequence zebrafish genome. Science. 290 (5497), 1671 (2000).
  14. Patton, E. E., Zon, L. I. The art and design of genetic screens: zebrafish. Nature Reviews Genetics. 2 (12), 956-966 (2001).
  15. Lawson, N. D., Wolfe, S. A. Forward and reverse genetic approaches for the analysis of vertebrate development in the zebrafish. Dev Cell. 21 (1), 48-64 (2011).
  16. Yates, A., et al. Ensembl. Nucleic Acids Res. 44 (D1), D710-D716 (2016).
  17. Kawakami, K. Transgenesis and gene trap methods in zebrafish by using the Tol2 transposable element. Methods Cell Biol. 77, 201-222 (2004).
  18. Kwan, K. M., et al. The Tol2kit: a multisite gateway-based construction kit for Tol2 transposon transgenesis constructs. Dev Dyn. 236 (11), 3088-3099 (2007).
  19. Huang, P., Xiao, A., Zhou, M., Zhu, Z., Lin, S., Zhang, B. Heritable gene targeting in zebrafish using customized TALENs. Nat Biotechnol. 29, 699-700 (2011).
  20. Sander, J. D., et al. Targeted gene disruption in somatic zebrafish cells using engineered TALENs. Nat Biotechnol. 29 (8), 697-698 (2011).
  21. Chang, N., et al. Genome editing with RNA-guided Cas9 nuclease in zebrafish embryos. Cell Res. 23 (4), 465-472 (2013).
  22. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
  23. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nature Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).
  24. Levin, E. D., Cerutti, D. T., Buccafusco, J. J. Behavioral neuroscience of zebrafish. Methods of behavior analysis in neuroscience. , (2009).
  25. Stewart, A., Gaikwad, S., Kyzar, E., Green, J., Roth, A., Kalueff, A. Modeling anxiety using adult zebrafish: A conceptual review. Neuropharmacology. 62, 135-143 (2012).
  26. Mushtaq, M. Y., Verpoorte, R., Kim, H. K. Zebrafish as a model for systems biology. Biotechnol Genet Eng Rev. 29 (2), 187-205 (2013).
  27. Phillips, J. B., Westerfield, M. Zebrafish models in translational research: tipping the scales toward advancements in human health. Dis Model Mech. 7 (7), 739-743 (2014).
  28. Weis, J. S. Analysis of the development of nervous system of the zebrafish, Brachydanio rerio. I. The normal morphology and development of the spinal cord and ganglia of the zebrafish. J Embryol Exp Morphol. 19 (2), 109-119 (1968).
  29. Bernhardt, R. R., Chitnis, A. B., Lindamer, L., Kuwada, J. Y. Identification of spinal neurons in the embryonic and larval zebrafish. J Comp Neurol. 302 (3), 603-616 (1990).
  30. Tsuchida, T., et al. Topographic organization of embryonic motor neurons defined by expression of LIM homeobox genes. Cell. 79 (6), 957-970 (1994).
  31. Guillemot, F. Spatial and temporal specification of neural fates by transcription factor codes. Development. 134, 3771-3780 (2007).
  32. Goulding, M. Circuits controlling vertebrate locomotion: Moving in a new direction. Nat Rev Neurosci. 10, 507-518 (2009).
  33. Fetcho, J. R., McLean, D. L. Some principles of organization of spinal neurons underlying locomotion in zebrafish and their implications. Ann N Y Acad Sci. 1198, 94-104 (2010).
  34. Del Barrio, M. G., et al. A transcription factor code defines nine sensory interneuron subtypes in the mechanosensory area of the spinal cord. PLoS One. 8 (11), (2013).
  35. Satou, C., Kimura, Y., Hirata, H., Suster, M. L., Kawakami, K., Higashijima, S. Transgenic tools to characterize neuronal properties of discrete populations of zebrafish neurons. Development. 140 (18), 3927-3931 (2013).
  36. McLean, D. L., Fan, J., Higashijima, S., Hale, M. E., Fetcho, J. R. A topographic map of recruitment in spinal cord. Nature. 446, 71-75 (2007).
  37. McLean, D. L., Masino, M. A., Koh, I. Y., Lindquist, W. B., Fetcho, J. R. Continuous shifts in the active set of spinal interneurons during changes in locomotor speed. Nat. Neurosci. 11, 1419-1429 (2008).
  38. McLean, D. L., Fetcho, J. R. Spinal interneurons differentiate sequentially from those driving the fastest swimming movements in larval zebrafish to those driving the slowest ones. J. Neurosci. 29, 13566-13577 (2009).
  39. Ampatzis, K., Song, J., Ausborn, J., El Manira, A. Separate microcircuit modules of distinct V2a interneurons and motoneurons control the speed of locomotion. Neuron. 83, 934-943 (2014).
  40. Ljunggren, E. E., Haupt, S., Ausborn, J., Ampatzis, K., El Manira, A. Optogenetic activation of excitatory premotor interneurons is sufficient to generate coordinated locomotor activity in larval zebrafish. J. Neurosci. 34, 134-139 (2014).
  41. Menelaou, E., VanDunk, C., McLean, D. L. Differences in the morphology of spinal V2a neurons reflect their recruitment order during swimming in larval zebrafish. J Comp Neurol. 522, 1232-1248 (2014).
  42. Hubbard, J. M., et al. Intraspinal Sensory Neurons Provide Powerful Inhibition to Motor Circuits Ensuring Postural Control during Locomotion. Curr Biol. 26 (21), 2841-2853 (2016).
  43. Song, J., Ampatzis, K., Björnfors, E. R., El Manira, A. Motor neurons control locomotor circuit function retrogradely via gap junctions. Nature. 529 (7586), 399-402 (2016).
  44. Lamborghini, J. E. Rohon-beard cells and other large neurons in Xenopus embryos originate during gastrulation. J. Comp. Neurol. 189, 323-333 (1980).
  45. Myers, P. Z., Eisen, J. S., Westerfield, M. Development and axonal outgrowth of identified motoneurons in the zebrafish. J Neurosci. 6, 2278-2289 (1986).
  46. Kimmel, C. B., Westerfield, M., Edelman, G. M., Gall, W. E., Cowan, W. M. Primary neurons of the zebrafish. Signals and Sense: Local and Global Order in Perceptual Maps. , 561-588 (1990).
  47. Metcalfe, W. K., Myers, P. Z., Trevarrow, B., Bass, M. B., Kimmel, C. B. Primary neurons that express the L2/HNK-1 carbohydrate during early development in the zebrafish. Development. 110 (2), 491-504 (1990).
  48. Rossi, C. C., Kaji, T., Artinger, K. B. Transcriptional control of Rohon-Beard sensory neuron development at the neural plate border. Dev Dyn. 238, 931-943 (2009).
  49. Lewis, K. E., Eisen, J. S. From cells to circuits: development of the zebrafish spinal cord. Progress in Neurobiology. 69 (6), 419-449 (2003).
  50. Reimer, M. M., et al. Dopamine from the brain promotes spinal motor neuron generation during development and adult regeneration. Dev Cell. 25 (5), 478-491 (2013).
  51. Lambert, A. M., Bonkowsky, J. L., Masino, M. A. The conserved dopaminergic diencephalospinal tract mediates vertebrate locomotor development in zebrafish larvae. J Neurosci. 32 (39), 13488-13500 (2012).
  52. Westerfield, M. . The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (1995).
  53. Oesterle, A. . Pipette Cookbook 2015 P-97 & P-1000 Micropipette pullers. , (2015).
  54. Spitzer, N. C. The ionic basis of the resting potential and a slow depolarizing response in Rohon-Beard neurons of Xenopus tadpoles. J Physiol. 255 (1), 105-135 (1976).
  55. Higashijima, S., Hotta, Y., Okamoto, H. Visualization of cranial motor neurons in live transgenic zebrafish expressing green fluorescent protein under the control of the islet-1 promoter/enhancer. J Neurosci. 20, 206-218 (2000).
  56. Blader, P., Plessy, C., Strahle, U. Multiple regulatory elements with spatially and temporally distinct activities control neurogenin1 expression in primary neurons of the zebrafish embryo. Mech Dev. 120, 211-218 (2003).
  57. Palanca, A. M., et al. New transgenic reporters identify somatosensory neuron subtypes in larval zebrafish. Dev Neurobiol. 73, 152-167 (2013).
  58. Flanagan-Street, H., Fox, M. A., Meyer, D., Sanes, J. R. Neuromuscular synapses can form in vivo by incorporation of initially aneural postsynaptic specializations. Development. 132, 4471-4481 (2005).
  59. Arkhipova, V., Wendik, B., Devos, N., Ek, O., Peers, B., Meyer, D. Characterization and regulation of the hb9/mnx1 beta-cell progenitor specific enhancer in zebrafish. Dev Biol. 365, 290-302 (2012).
  60. Balciunas, D., Davidson, A. E., Sivasubbu, S., Hermanson, S. B., Welle, Z., Ekker, S. C. Enhancer trapping in zebrafish using the Sleeping Beauty transposon. BMC Genomics. 5 (1), 62 (2004).
  61. Meng, A., Tang, H., Ong, B. A., Farrell, M. J., Lin, S. Promoter analysis in living zebrafish embryos identifies a cis-acting motif required for neuronal expression of GATA-2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94, 6267-6272 (1997).
  62. Menelaou, E., McLean, D. L. A gradient in endogenous rhythmicity and oscillatory drive matches recruitment order in an axial motor pool. J Neurosci. 32, 10925-10939 (2012).
  63. Rohrbough, J., Pinto, S., Mihalek, R. M., Tully, T., Broadie, K. latheo, a Drosophila gene involved in learning, regulates functional synaptic plasticity. Neuron. 23 (1), 55-70 (1999).
  64. McKeown, K. A., Moreno, R., Hall, V. L., Ribera, A. B., Downes, G. B. Disruption of Eaat2b, a glutamate transporter, results in abnormal motor behaviors in developing zebrafish. Dev Biol. 362 (2), 162-171 (2012).
  65. Carmean, V., et al. pigk mutation underlies macho behavior and affects Rohon-Beard cell excitability. J Neurophysiol. 114 (2), 1146-1157 (2015).
check_url/pt/55507?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Moreno, R. L., Josey, M., Ribera, A. B. Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons. J. Vis. Exp. (122), e55507, doi:10.3791/55507 (2017).

View Video